張晨飛，陳昌海，包新奇，董永毅，程 雷，徐正軍，徐曉燕，王相子，周 偉，劉耀興

（江蘇省動(dòng)物疫病預(yù)防控制中心，江蘇南京 210036）

裂谷熱病毒（Rift Valley fever virus，RVFV）是一類主要感染牛、羊、駱駝等多種動(dòng)物，并引起病畜死亡、流產(chǎn)的人畜共患病病毒。該病毒可通過(guò)與病畜的血液、器官接觸以及蚊蟲叮咬等途徑感染人，但至今未見人與人之間傳播的報(bào)道。根據(jù)國(guó)際病毒分類委員會(huì)（ICTV）2011年2月最新發(fā)表的第九次修改報(bào)告，RVFV在分類上屬于布尼亞病毒科（Bunyaviridae）、白蛉熱病毒屬（Phlebovirus）。該病毒屬目前包括9個(gè)病毒成員，分別為Bujaru virus、Candiru virus、 Chilibre virus、 Frijoles virus、 Punta Toro virus、 Rift Valley fever virus、 Salehebad virus、 Sandfly fever Naples virus和Uukuniemi virus。OIE將該病毒引起的裂谷熱列為法定呈報(bào)傳染?。∟otifiable disease）。我國(guó)目前還未有該類病例發(fā)生的確切報(bào)道，但2010年9月我國(guó)河南、山東等地發(fā)生的蜱蟲叮咬致死事件，其致病病原被確認(rèn)為一類新型的布尼亞科病毒，與RVFV的氨基酸同源性30%左右，目前這一病毒被命名為發(fā)熱伴血小板減少綜合征布尼亞病毒（SFTSV）。

RVFV目前僅有一個(gè)血清型，具有布尼亞病毒典型的病毒形態(tài)和生物學(xué)特性。根據(jù)該病毒基因組3個(gè)節(jié)段的比對(duì)結(jié)果，該病毒被籠統(tǒng)分為North A frica、West A frica、East/Central A frica 3個(gè)群[1]，其中最具代表性的病毒株為1977年在埃及分離到的ZH548株，目前該病毒株正被用于開發(fā)人獸兩用的弱毒活疫苗，MP-12弱毒活疫苗便是由ZH548傳代制備[2-3]。

自1930年RVFV被首次分離以來(lái)，該病毒已經(jīng)經(jīng)歷了數(shù)次大范圍的流行，尤其是70年代以后在人群中幾次大流行，造成了嚴(yán)重的人員感染和死亡。鑒于該病毒生物危害性嚴(yán)重，并且近幾年時(shí)常出現(xiàn)在人群中的大范圍流行，有必要對(duì)該病毒做一個(gè)系統(tǒng)性的了解。本文將從該病毒的基因及蛋白質(zhì)組學(xué)、流行病學(xué)特征、國(guó)內(nèi)外流行狀況、臨床癥狀和病理變化、疫苗研制及實(shí)驗(yàn)室診斷技術(shù)等方面對(duì)該病毒進(jìn)行闡述。

1 基因及蛋白質(zhì)組

布尼亞病毒為單股負(fù)鏈分節(jié)段RNA病毒，病毒基因組含3個(gè)RNA節(jié)段，分別為L(zhǎng)、M、S，各節(jié)段的末端均含有節(jié)段特異的非編碼區(qū)（UTRs），便于病毒基因組的轉(zhuǎn)錄和復(fù)制。這些非編碼區(qū)的末端序列高度保守并互補(bǔ)，能結(jié)合核糖核蛋白復(fù)合物（RNPs）并形成鍋柄樣結(jié)構(gòu)（Panhandle structures）。RVFV L和M節(jié)段均采取反義編碼的形式，而S節(jié)段則采用雙義編碼的策略編碼產(chǎn)生N及NSs蛋白。

1.1 L節(jié)段 RVFV基因組的L節(jié)段長(zhǎng)6 406 bp，主要編碼大小約237.7 ku的病毒聚合酶，序列比對(duì)表明，該聚合酶氨基酸序列末端存在兩個(gè)新的僅在布尼亞病毒和沙粒病毒的聚合酶中保守的區(qū)域[4]。該基因編碼的L蛋白是RNA依賴的病毒聚合酶，主要負(fù)責(zé)病毒基因組的復(fù)制和轉(zhuǎn)錄[5]，其序列高度保守，具有所有RNA依賴的聚合酶的基序及功能結(jié)構(gòu)域，在白蛉熱病毒屬的兩個(gè)成員：RVFV和尤庫(kù)尼亞米病毒中，L蛋白的同源性高達(dá)58%，并且主要集中在RNA依賴的聚合酶的4個(gè)結(jié)構(gòu)域中[6]。

1.2 M節(jié)段 M節(jié)段長(zhǎng)3 885 bp，編碼4種蛋白，包括節(jié)段氨基末端編碼的Gn蛋白、羧基末端編碼的Gc蛋白，以及非結(jié)構(gòu)蛋白NSm1和NSm2，這些蛋白均由存在重疊編碼區(qū)的1個(gè)ORF編碼產(chǎn)生。其中，Gn和Gc蛋白為病毒的囊膜蛋白，主要參與病毒粒子的組裝及感染過(guò)程。Gn蛋白含有特殊的高爾基體定位基序，能夠定位并結(jié)合宿主細(xì)胞的高爾基體，而Gc蛋白則含有內(nèi)質(zhì)網(wǎng)滯留信號(hào)（ER retention signal）[7]，在病毒粒子組裝時(shí)通過(guò)與Gn蛋白的相互作用，定位至細(xì)胞的高爾基體[8]，參與病毒囊膜的形成。NSm1和NSm2蛋白是病毒基因組M片段在翻譯時(shí)通過(guò)復(fù)雜的翻譯起始和多聚蛋白加工形成，目前對(duì)于其功能還沒有明確的定論，但這兩種蛋白可能是病毒復(fù)制的非必須蛋白[9-10]。

1.3 S節(jié)段 S節(jié)段長(zhǎng)1 690 bp，編碼2種蛋白，與病毒基因組其它兩個(gè)節(jié)段的反義編碼方式不同，S節(jié)段采取雙義編碼的方式，其中核蛋白N（Nucleoprotein）采用反義編碼的方法，而非結(jié)構(gòu)蛋白NSs（Non-structural protein）采用正義編碼的方法[11]。核衣殼蛋白N是RVFV病毒粒子中豐度最高的結(jié)構(gòu)蛋白，大量拷貝的N蛋白同病毒基因組RNA相互作用，形成核糖核蛋白復(fù)合物，在病毒基因組的轉(zhuǎn)錄和復(fù)制中發(fā)揮重要作用[12]。而NSs蛋白是目前為止研究發(fā)現(xiàn)的病毒的主要毒力因子，該蛋白被認(rèn)為是α和β干擾素的拮抗物，在病毒感染早期通過(guò)拮抗宿主細(xì)胞產(chǎn)生的α和β干擾素而使病毒順利得以復(fù)制[13]。

2 流行病學(xué)特征

裂谷熱是一類媒介生物性疾?。╒ector-borne disease），主要通過(guò)蚊蟲叮咬傳染，也可以通過(guò)接觸患病動(dòng)物的體液及臟器傳染。該病宿主范圍廣，易感動(dòng)物包括牛、羊、駱駝、馬、嚙齒動(dòng)物等。非洲猴類及某些家養(yǎng)肉食動(dòng)物如狗等常表現(xiàn)為一過(guò)性感染。人類是該病的終末宿主，某些職業(yè)群體如牧農(nóng)、屠宰工人、獸醫(yī)等感染的風(fēng)險(xiǎn)較大。裂谷熱的潛伏期一般為2 d～6 d。

裂谷熱一般呈現(xiàn)一過(guò)性流行或呈現(xiàn)地方流行性，取決于氣候、地貌、植被等多種因素。一般在高降雨量的雨林地帶，該病呈現(xiàn)地方流行性，而一過(guò)性流行多發(fā)生于洪水或大量降雨之后，尤其是干旱后的大量降雨，促使蚊蟲卵增生，進(jìn)一步造成該病的發(fā)生和流行[14]。

3 國(guó)內(nèi)外流行狀況

RVFV首先于1930年在肯尼亞分離獲得，目前在多數(shù)非洲國(guó)家均有發(fā)生。上世紀(jì)70年代以前，該病毒一直被認(rèn)為是一類動(dòng)物病毒，直至70年代后該病毒在非洲國(guó)家人群中大范圍流行。其主要發(fā)生區(qū)域及時(shí)間為：埃及（1977～1978，1997～1998）、塞內(nèi)加爾、毛里塔尼亞（1987～1988）、肯尼亞、索馬里、坦桑尼亞（1997～1998， 2006 ～2007）、 乍 得 （2004）、 蘇 丹 （2008）、 南 非（2010）、阿拉伯半島（2000～2001）及馬約特島、馬達(dá)加斯加（2007～2008）。

該病毒主要流行于非洲的大部分國(guó)家，唯一非洲以外的流行是2000年～2001年在阿拉伯半島地區(qū)。在沙特阿拉伯，約884人感染該病毒，124人死亡；在也門，約1 087人感染，121人死亡。

4 臨床癥狀及病理變化

4.1 臨床癥狀 裂谷熱的臨床癥狀和易感程度因物種和年齡的差異而各有不同。其中，羔羊、幼犬、小貓、小鼠和倉(cāng)鼠為極易感染動(dòng)物，病毒對(duì)其致死率可達(dá)70%～100%。綿羊和犢牛為易感動(dòng)物，病毒致死率為20%～100%，綿羊感染該病毒后通常呈現(xiàn)41℃～42℃的高熱，新生羔羊在高熱癥狀后36 h～40 h死亡。2周齡～13周齡的綿羊少數(shù)出現(xiàn)死亡，大多轉(zhuǎn)為輕度感染。懷孕母羊表現(xiàn)出流產(chǎn)癥狀，流產(chǎn)率5%～100%不等，并且流產(chǎn)母羊死亡率高達(dá)20%。13周齡以上成年綿羊僅表現(xiàn)嘔吐癥狀，但所有年齡階層綿羊均可能出現(xiàn)高熱、精神沉郁、出血性腹瀉、鼻腔出血性粘液分泌物、黃疸等癥狀。成年山羊表現(xiàn)為輕度感染，母羊流產(chǎn)率高達(dá)80%，但死亡率較低。犢牛感染RVFV后通常表現(xiàn)為精神萎靡、食欲不振，伴隨高熱、腹瀉、呼吸困難、黃疸等癥狀。成年牛通常表現(xiàn)為隱性感染，偶有實(shí)質(zhì)性癥狀，表現(xiàn)為一過(guò)性發(fā)熱，高熱時(shí)間通常持續(xù)24 h～96 h不等，反應(yīng)遲鈍、流淚、流延、厭食、精神萎靡、偶爾伴有出血、腹瀉等癥狀。奶牛表現(xiàn)為產(chǎn)奶下降，懷孕母牛流產(chǎn)率可達(dá)85%，死亡率10%～15%[15]。

人感染RVFV后多數(shù)表現(xiàn)為輕度感染癥狀，出現(xiàn)發(fā)熱、嘔吐、腹瀉等肝炎癥狀。重癥患者可表現(xiàn)3種臨床癥狀[15-16]。

4.1.1 黃斑狀視網(wǎng)膜炎（Maculo-retinitis）出現(xiàn)這種疾病反應(yīng)時(shí)，與輕度疾病反應(yīng)有聯(lián)系的通常癥狀伴有視網(wǎng)膜病變。通常是最初癥狀出現(xiàn)1周～3周后眼睛就出現(xiàn)病變。患者往往自述視力模糊或視力下降。疾患可能在10周～12周內(nèi)自愈，不產(chǎn)生任何長(zhǎng)期的影響。不過(guò)，如果黃斑發(fā)生病變，50%的患者將會(huì)永久性失明。

4.1.2 腦膜炎癥狀該病出現(xiàn)腦膜炎癥狀往往是在最初裂谷熱癥狀出現(xiàn)1周～4周之后。臨床特點(diǎn)包括劇烈頭痛、失去記憶、出現(xiàn)幻覺、思維混亂、定向障礙、眩暈、驚厥、嗜睡和昏迷。隨后可能出現(xiàn)神經(jīng)系統(tǒng)并發(fā)癥（>60 d）。僅患該病癥的患者，其剩余的神經(jīng)功能缺損很常見，病情可能會(huì)很嚴(yán)重，死亡率不高，但會(huì)導(dǎo)致嚴(yán)重的后遺癥。

4.1.3 出血熱癥狀這種疾病癥狀造成的后果最為嚴(yán)重，通常在發(fā)病2 d～4 d后出現(xiàn)，開始有嚴(yán)重肝損傷的跡象，比如黃疸。隨后則有出血征兆，如嘔血、便血、紫癜皮疹或瘀斑（皮膚出血所致）、鼻孔或牙齦出血、月經(jīng)過(guò)多以及靜脈穿刺部位出血。有出血熱癥狀的患者，其病例致死率很高，約為50%。死亡往往發(fā)生在出現(xiàn)癥狀3 d～6 d后。裂谷熱患者若有出血性黃疸癥狀，10 d后血液中仍可檢出病毒。

4.2 病理變化 剖檢表現(xiàn)為肝臟腫脹、充血、表面呈點(diǎn)狀或彌散性壞死，形成單個(gè)直徑1 mm左右的點(diǎn)狀壞死灶，流產(chǎn)胎兒肝臟呈黃褐色。皮膚大范圍出血，腹壁及內(nèi)臟漿膜出現(xiàn)瘀斑。淋巴結(jié)腫大、出血、壞死，腎臟、膽囊充血并伴有皮質(zhì)出血，腸道出血，犢牛多出現(xiàn)黃疸。臨床診斷時(shí)，裂谷熱需要與其它能夠引發(fā)流產(chǎn)、肝炎、出血熱的疾病鑒別，如流感、流行性乙型腦炎、病毒性肝炎、藍(lán)舌病以及布魯氏菌病和Q熱等。

5 疫苗研制

目前，國(guó)際上還沒有預(yù)防裂谷熱的商品化疫苗，該病的疫苗仍處于研制階段。研究表明，體液免疫能夠很好的保護(hù)機(jī)體免受RVFV的侵染[17]，此外被動(dòng)的攝入針對(duì)該病毒的中和抗體，也能夠達(dá)到很好的保護(hù)效果[18]，據(jù)此，國(guó)際上對(duì)于裂谷熱疫苗的研制存在一個(gè)共識(shí)，即針對(duì)已知的RVFV株，開發(fā)能夠刺激機(jī)體快速發(fā)生體液免疫反應(yīng)，產(chǎn)生中和抗體并提供長(zhǎng)期免疫保護(hù)的疫苗。目前，處于研制階段的裂谷熱疫苗大致有3類，包括滅活苗、弱毒活疫苗以及重組蛋白苗：

5.1 滅活苗 代表疫苗株為NDBR 103，是由Entebbe病毒株在小鼠體內(nèi)184次傳代，并在非洲綠猴腎細(xì)胞（A frican green monkey kidney cells，Vero）上進(jìn)行擴(kuò)增，最后通過(guò)福爾馬林滅活獲得。

5.2 弱毒活疫苗 代表疫苗株為MP-12，是由從一名埃及患者身上分離獲得的ZH548野生病毒株，在乳鼠體內(nèi)傳代兩次，在恒河猴肺細(xì)胞（Foetal rhesus monkey lung cells，F(xiàn)RL）細(xì)胞上傳代1次，最后通過(guò)5-氟尿嘧啶壓力選擇，在人類胚胎肺細(xì)胞（Human lung embryonal fibroblast cells，MRC-5 cells）傳代12次獲得[2]。該疫苗株是目前研制較為成功的疫苗之一，為人獸通用疫苗，目前該疫苗已進(jìn)入2期臨床實(shí)驗(yàn)階段。

5.3 重組蛋白疫苗 該類疫苗目前仍處于研制起始階段，所針對(duì)的抗原主要是RVFV的囊膜蛋白Gn/Gc，其中Gc蛋白存在3個(gè)中和表位，被認(rèn)為是RVFV的主要抗原表位[19]，通過(guò)免疫重組表達(dá)Gn/Gc蛋白，動(dòng)物機(jī)體能夠產(chǎn)生針對(duì)RVFV的中和抗體。

6 實(shí)驗(yàn)室診斷技術(shù)

6.1 病原學(xué)檢測(cè)

6.1.1 病毒分離RVFV的分離是鑒定該病毒的金標(biāo)準(zhǔn)，病毒可以通過(guò)腦內(nèi)或腹腔接種乳鼠獲得，也可通過(guò)在Vero、BHK21以及一些蚊蟲細(xì)胞系上的分離培養(yǎng)獲得。通過(guò)細(xì)胞分離培養(yǎng)分離病毒時(shí)，需要出現(xiàn)RVFV的特征性細(xì)胞病變后才能收獲病毒，通常情況是在接種后的5 d～6 d，感染細(xì)胞在邊緣部分出現(xiàn)輕微病變，而后12 h～24 h內(nèi)所有細(xì)胞崩解死亡。根據(jù)接種的病毒株毒力強(qiáng)弱以及原液接種量的多少，擴(kuò)增病毒所需的傳代次數(shù)以及收獲時(shí)間也不相同。病毒擴(kuò)增后可通過(guò)免疫熒光、RT-PCR、病毒中和試驗(yàn)或病毒基因測(cè)序的方法進(jìn)行鑒定，相關(guān)標(biāo)準(zhǔn)參照OIE《陸生動(dòng)物疾病診斷試驗(yàn)和疫苗標(biāo)準(zhǔn)手冊(cè)》 2009版（Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals 2009）。

6.1.2 分子診斷技術(shù)

6.1.2.1 常規(guī)RT-PCR：目前針對(duì)RVFV檢測(cè)的RT-PCR檢測(cè)方法很多，主要針對(duì)NSs、Gn/Gc編碼區(qū)，與病毒分離鑒定和ELISA比較，RT-PCR檢測(cè)靈敏度高、耗時(shí)短、安全性高，并且不存在ELISA檢測(cè)的交叉反應(yīng)，特異性高，可用于病毒感染早期的檢測(cè)。此外，由于RT-PCR檢測(cè)靈敏度高，最低檢出靈敏度可達(dá)50 PFU左右，該技術(shù)還被用于檢測(cè)蚊蟲等媒介攜帶的病毒，最低檢測(cè)量相當(dāng)于1/16 000只蚊子[20-23]。

Yeh等在常規(guī)RT-PCR技術(shù)的基礎(chǔ)上研發(fā)了一種針對(duì)RVFV、藍(lán)舌病病毒（Bluetongue virus）、牛瘟病毒（Rinderpestvirus）以及小反芻獸病毒（Peste des petits rum inants virus）鑒別檢測(cè)的多重RT-PCR，能夠用于上述病毒感染的早期診斷和鑒別診斷，大大方便了RVFV的實(shí)驗(yàn)室診斷[24]。

6.1.2.2 熒光定量RT-PCR：該方法能在病毒感染后的1 d～4 d，先于RVFV感染癥狀及機(jī)體產(chǎn)生抗體之前檢測(cè)出病毒，根據(jù)引物設(shè)計(jì)策略的不同，該技術(shù)最低檢測(cè)量可低至5個(gè)模板RNA的拷貝數(shù)（相當(dāng)于0.1 PFU）到30個(gè)模板RNA的拷貝數(shù)[25-26]，提高了RVFV快速檢測(cè)的效率。

6.1.2.3 套式RT-PCR：針對(duì)病毒NSs蛋白編碼基因建立的套式RT-PCR，靈敏度介于常規(guī)RT-PCR和熒光定量RT-PCR之間，能夠達(dá)到0.5 PFU的最低檢出量[22]。

6.1.2.4 逆轉(zhuǎn)錄環(huán)介導(dǎo)等溫?cái)U(kuò)增（RT-LAMP）：該技術(shù)的最大優(yōu)勢(shì)在于不需要精密的分子儀器，可以在一般的實(shí)驗(yàn)中進(jìn)行檢測(cè)，同時(shí)具有較高的特異性，對(duì)于裂谷熱高發(fā)的非洲國(guó)家而言，是一類較為實(shí)用的檢測(cè)方法[27]。

6.1.3 其它診斷方法主要指針對(duì)RVFV全病毒抗原或病毒主要結(jié)構(gòu)蛋白、致病力蛋白如N蛋白、NSs蛋白等制備高特異性、高親和力的多克隆或單克隆抗體，建立ELISA、IFA、AGID、免疫組化等方法檢測(cè)RVFV抗原。

肝臟是RVFV感染后的主要病變器官，研究表明，幾乎所有感染RVFV死亡的新生羔羊，肝臟均受到病毒的侵染并出現(xiàn)顯著的病理變化，提示RVFV感染具有明顯的嗜肝臟性，利用免疫組化法檢測(cè)時(shí)，可以觀察到典型的組織病理變化，并且利用該方法檢測(cè)時(shí)，肝臟可以用甲醛固定，不受送檢時(shí)間限制，所以免疫組化法目前仍是檢測(cè)RVFV較為重要的方法之一。目前，多數(shù)檢測(cè)RVFV抗原的ELISA方法主要是針對(duì)N蛋白，該蛋白在RVFV感染時(shí)，表達(dá)豐度高，保守性強(qiáng)，并且作為病毒主要的結(jié)構(gòu)蛋白，N蛋白在病毒感染初期便能被檢測(cè)到，是針對(duì)RVFV快速診斷的主要抗原蛋白[28]。

6.2 血清學(xué)診斷 病毒中和試驗(yàn)、ELISA、HI試驗(yàn)是目前RVFV抗體檢測(cè)較常用的方法，其他如AGID、IFA、放射免疫分析、補(bǔ)體結(jié)合試驗(yàn)等也可用于檢測(cè)RVFV抗體，但應(yīng)用較少。以下僅介紹實(shí)驗(yàn)室檢測(cè)常用的ELISA方法的研究狀況。

近年來(lái)RVFV抗體檢測(cè)的ELISA技術(shù)發(fā)展較快，已經(jīng)研發(fā)出多種類型的ELISA方法[29-30]，以及針對(duì)不同抗體類型的檢測(cè)方法，其原先所用的滅活病毒抗原也逐漸被重組N蛋白替代。該方法靈敏度高、檢測(cè)量大，是抗體監(jiān)測(cè)和疫病診斷的最佳選擇。

6.2.1 檢測(cè)IgG的間接ELISA（致弱病毒為抗原）以γ射線輻射致弱病毒為抗原建立的針對(duì)人IgG檢測(cè)的間接ELISA，其靈敏度和特異性在特定臨界值時(shí)能分別達(dá)到100%和99.95%，超越了傳統(tǒng)的病毒中和試驗(yàn)，在不久的將來(lái)可能替代中和試驗(yàn)，用來(lái)評(píng)價(jià)疫苗效率[31]。

6.2.2 檢測(cè)IgM的捕獲ELISA（致弱病毒為抗原）以γ射線輻射致弱毒為抗原建立的針對(duì)人IgM檢測(cè)的捕獲ELISA，特定臨界值時(shí)靈敏度和特異性分別達(dá)到96.47%和99.44%。IgM是病毒感染或疫苗免疫后動(dòng)物機(jī)體最先出現(xiàn)的免疫球蛋白類型，所以針對(duì)IgM的檢測(cè)可能比檢測(cè)IgG更快速[31]。

6.2.3 檢測(cè)IgG、IgM的間接ELISA以重組N蛋白為抗原建立的針對(duì)人或羊IgG及IgM檢測(cè)的間接ELISA，能夠分別在人工感染后4 d～5 d和3 d～4 d進(jìn)行抗體檢測(cè)，在用于病毒感染早期檢測(cè)時(shí)，其敏感度高于病毒中和試驗(yàn)和 HI試驗(yàn)[32]。

7 小結(jié)

作為蟲媒病毒的一種，RVFV的發(fā)生和流行存在較大的地域和氣候因素，并且主要以地方流行性為主，由于能通過(guò)蚊蟲垂直傳播，該病毒的地方流行可以伴隨氣候或雨季的變化周而復(fù)始的發(fā)生，使得防控工作難以進(jìn)行。有證據(jù)顯示，近年來(lái)RVFV的發(fā)生和流行正在改變其傳統(tǒng)的本土流行的模式，呈現(xiàn)向非洲以外地區(qū)傳播的趨勢(shì)，毛里塔尼亞、埃及、蘇丹等地區(qū)的流行就是很好的證明。盡管目前RVFV向非洲以外傳播的原因不明，但我們不能排除該病毒通過(guò)氣候轉(zhuǎn)移、游客或生奶奶源向歐洲、亞洲或美洲國(guó)家傳播的可能性[33-34]。加之目前國(guó)際上還沒有可用的人用或獸用疫苗，使得RVFV的預(yù)防和控制顯得尤為嚴(yán)峻，做好氣候預(yù)警[35]和疫苗研發(fā)[36-37]可能是今后幾年RVFV防控的關(guān)鍵突破點(diǎn)。

[1]Sall A A,Zanotto P M,Sene O K,et al.Genetic reassortment of Rift Valley fever virus in nature[J].J Virol,1999,73:8196-8200.

[2]Caplen H,Peters C J,Bishop D H.Mutagen-directed attenuation of Rift Valley fever virus as a method for vaccine development[J].JGen Virol,1985,66（10）:2271-2277.

[3]Saluzzo JF,Sm ith JF.Use of reassortant viruses to map attenuating and temperature-sensitive mutations of the Rift Valley fever virus MP-12 vaccine[J].Vaccine,1990,8:369-375.

[4]Muller R,Poch O,Delarue M,et al.Rift Valley fever virus L segment:correction of the sequence and possible functional role of new ly identified regions conserved in RNA-dependent polymerases[J].JGen Virol,1994,75（6）:1345-1352.

[5]Delarue M,Poch O,Tordo N,et al.An attempt to unify the structure of polymerases[J].Protein Eng,1990,3:461-467.

[6]Elliott R M,Dunn E,Simons J F,et al.Nucleotide sequence and coding strategy of the Uukuniem i virus L RNA segment[J].JGen Virol,1992,73（7）:1745-1752.

[7]Gerrard S R,Nichol S T.Characterization of the Golgi retention motif of Rift Valley fever virus G（N）glycoprotein[J].J Virol,2002,76:12200-12210.

[8]Shi X,Lappin D F,Elliott R M.Mapping the Golgi targeting and retention signal of Bunyamwera virus glycoproteins[J].J Virol,2004,78:10793-10802.

[9]Gerrard S R,Nichol S T.Synthesis,proteolytic processing and complex formation of N-term inally nested precursor proteins of the Rift Valley fever virus glycoproteins[J].Virology,2007,357:124-133.

[10]Won S,Ikegam i T,Peters C J,et al.NSm and 78-kilodalton proteins of Rift Valley fever virus are nonessential for viral replication in cell culture[J].JVirol,2006,80:8274-8278.

[11]Giorgi C,Accardi L,Nicoletti L,et al.Sequences and coding strategies of the S RNAs of Toscana and Rift Valley fever viruses compared to those of Punta Toro,Sicilian Sandfly fever,and Uukuniem i viruses[J].Virology,1991,180:738-753.

[12]Le May N,Gauliard N,Billecocq A,et al.The N terminus of Rift Valley fever virus nucleoprotein is essential for dimerization[J].JVirol,2005,79:11974-11980.

[13]Bouloy M,Janzen C,Vialat P,et al.Genetic evidence for an interferon-antagonistic function of rift valley fever virus nonstructural protein NSs[J].JVirol,2001,75:1371-1377.

[14]Linthicum K J,Davies F G,Kairo A,et al.Rift Valley fever virus（fam ilyBunyaviridae,genus Phlebovirus）.Isolations fromDipteracollected during an inter-epizootic period in Kenya[J].JHyg（Lond）,1985,95:197-209.

[15]Gerdes G H.Rift Valley fever[J].Rev Sci Tech,2004,23:613-23.

[16]Gubler D J.The global emergence/resurgence of arboviral diseases as public health problems[J].Arch Med Res,2002,33:330-342.

[17]Niklasson B S,Meadors G F,Peters C J.Active and passive immunization against Rift Valley fever virus infection in Syrian hamsters[J].Acta Pathol Microbiol Immunol Scand C,1984,92:197-200.

[18]Morrill J C,Jennings G B,Caplen H,et al.Pathogenicity and immunogenicity of a mutagen-attenuated Rift Valley fever virus immunogen in pregnant ewes[J].Am J Vet Res,1987,48:1042-7.

[19]Keegan K,Collett MS.Use of bacterial expression cloning to define the am ino acid sequences of antigenic determ inants on the G2 glycoprotein of Rift Valley fever virus[J].J Virol,1986,58:263-270.

[20]Ibrahim MS,Turell MJ,Knauert F K,et al.Detection of Rift Valley fever virus in mosquitoes by RT-PCR[J].Mol Cell Probes,1997,11:49-53.

[21]Jupp P G,Grobbelaar A A,Leman P A,et al.Experimental detection of Rift Valley fever virus by reverse transcription-polymerase chain reaction assay in large samples of mosquitoes[J].JMed Entomol,2000,37:467-471.

[22]Sall A A,Thonnon J,Sene O K,et al.Single-tube and nested reverse transcriptase-polymerase chain reaction for detection of Rift Valley fever virus in human and animal sera[J].J Virol Methods,2001,91:85-92.

[23]Espach A,Rom ito M,Nel L H,et al.Development of a diagnostic one-tube RT-PCR for the detection of Rift Valley fever virus[J].Onderstepoort JVet Res,2002,69:247-252.

[24]Yeh J Y,Lee J H,Seo H J,et al.Simultaneous detection of Rift Valley Fever,Bluetongue,Rinderpest,and Peste des Petits rum inants viruses by a single-tube multiplex reverse transcriptase-pcr assay using a dual-priming oligonucleotide system[J].J Clin Microbiol,2011,49:1389-1394.

[25]Naslund J,Lagerqvist N,Lundkvist A,et al.Kinetics of Rift Valley Fever Virus in experimentally infected Mice using quantitative real-time RT-PCR[J].J Virol Methods,2008,151（2）:277-282.

[26]Bird B H,Baw iec D A,Ksiazek T G,et al.Highly sensitive and broadly reactive quantitative reverse transcription-PCR assay for high-throughput detection of Rift Valley fever virus[J].J Clin Microbiol,2007,45:3506-3513.

[27]Le Roux C A,Kubo T,Grobbelaar A A,et al.Development and evaluation of a real-time reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification assay for rapid detection of Rift Valley fever virus in clinical specimens[J].JClin Microbiol,2009,47:645-651.

[28]Van Vuren JP,Paweska JT.Laboratory safe detection of nucleocapsid protein of Rift Valley fever virus in human and animal specimens by a sandw ich ELISA[J].J Virol Methods,2009,157:15-24.

[29]Kim H J,Nah J J,Moon JS.Competitive ELISA for the detection of antibodies to rift valley Fever virus in goats and cattle[J].JVet Med Sci,2012,74:321-327.

[30]Fukushi S,Nakauchi M,M izutani T,et al.Antigen-capture ELISA for the detection of Rift Valley fever virus nucleoprotein using new monoclonal antibodies[J].J Virol Methods,2012,180:68-74.

[31]Paweska J T,Burt F J,Swanepoel R.Validation of IgG-sandw ich and IgM-capture ELISA for the detection of antibody to Rift Valley fever virus in humans[J].J Virol Methods,2005,124:173-181.

[32]Van Vuren J P,Potgieter A C,Paweska J T,et al.Preparation and evaluation of a recombinant Rift Valley fever virus N protein for the detection of IgG and IgM antibodies in humans and animals by indirect ELISA[J].J Virol Methods,2007,140:106-114.

[33]Turell MJ,Dohm D J,Mores C N,et al.Potential for North American mosquitoes to transmit Rift Valley fever virus[J].J Am Mosq Control Assoc,2008,24:502-507.

[34]Iranpour M,Turell MJ,Lindsay L R.Potential for Canadian mosquitoes to transmit Rift Valley fever virus[J].J Am Mosq Control Assoc，2011,27:363-369.

[35]Anyamba A,Chretien J P,Small J,et al.Prediction of a Rift Valley fever outbreak[J].Proc Natl Acad Sci USA.2009,106:955-959.

[36]Bird B H,Ksiazek T G,Nichol S T,et al.Rift Valley fever virus[J].JAm Vet Med Assoc,2009,234:883-893.

[37]Bird B H,Nichol S T.Breaking the chain:Rift Valley fever virus control via livestock vaccination[J].Curr Opin Virol,2012,2:1-9.