張曉龍 陶燁 朱曉芳 馬建鋒 沈仁芳

摘要：植物體內(nèi)磷的分配和再利用是植物對磷元素利用的具體表現(xiàn)，磷和鋁是酸性土壤上限制作物生長的兩大主要因子，因此，對不同鋁耐性品種在磷再利用機制方面的研究具有重要意義。以小麥耐鋁品種Atlas 66和鋁敏感品種Scout 66為研究材料，研究有無磷供應(yīng)下品種間磷含量與細胞壁及其組分磷含量以及果膠甲酯酶（PME）活性的差異。結(jié)果表明，與Scout 66相比，Atlas 66在缺磷條件下鮮質(zhì)量和干質(zhì)量相對較低，全磷和可溶性磷含量也相對較低，但品種間差異不顯著。另一方面，在缺磷條件下，小麥耐鋁品種Atlas 66磷相關(guān)基因表達量大多顯著大于鋁敏感品種Scout 66，說明在缺磷條件下，Atlas 66對磷的需求明顯要高于Scout 66，以此來滿足自身的生長發(fā)育需求。缺磷條件下，Atlas 66的根部細胞壁磷含量以及地上部果膠磷含量大多顯著高于Scout 66，無論有無磷供應(yīng)下Atlas 66 與Scout 66的PME活性并沒有顯著差異，說明相比于Scout 66，Atlas 66在缺磷時細胞壁釋放的可供植物再利用的磷顯著減少，因而，Atlas 66對磷的需求提高，進一步驗證了表達量的結(jié)果。綜上所述，耐鋁型小麥品種Atlas 66在整體磷含量上略低于鋁敏感型品種Scout 66，更多的磷固定在Atlas 66細胞壁中不能釋放，這可能也是其耐鋁機制之一。

關(guān)鍵詞：小麥;耐鋁性;缺磷;細胞壁;磷再利用

中圖分類號：Q945.12;S512.101? 文獻標志碼：A

文章編號：1002-1302（2021）17-0080-07

收稿日期：2021-02-04

基金項目：江蘇省杰出青年基金（編號：BK20190050）;中國科學院青年創(chuàng)新促進會（編號：2015250）;國家重點基礎(chǔ)研究發(fā)展計劃（973）項目（編號：2014CB441000）;中國科學院戰(zhàn)略性先導(dǎo)科技專項（編號：XDB15030302、XDB15030202）。

作者簡介：張曉龍（1990—），男，安徽阜陽人，博士研究生，主要從事植物逆境生理的研究。E-mail：974588379@qq.com。

通信作者：朱曉芳，博士，副研究員，主要從事植物逆境生理的研究。E-mail：xiaofangzhu@issas.ac.cn。

磷是生物體內(nèi)不可缺少的大量營養(yǎng)元素，同時也是農(nóng)業(yè)生態(tài)系統(tǒng)中作物生長的主要限制因子[1]。植物吸收和代謝的磷主要是磷酸鹽形式的無機磷，盡管土壤中的磷含量豐富，但是由于磷在土壤中的特殊形式，導(dǎo)致可供植物吸收利用的量少之又少[2]。微生物的轉(zhuǎn)化固定、酸性土壤中磷鋁等的結(jié)合、堿性土壤中磷鈣等的結(jié)合以及徑流等過程限制著植物對磷的吸收[3-6]。因此，研究植物在缺磷、低磷條件下的機制已經(jīng)成為植物育種的主要目標之一。

在長期應(yīng)對磷不足的過程中，植物本身進化出一系列的應(yīng)對機制。對于植物而言，可通過自身形態(tài)的改變[7]、有機酸的分泌[8]、微生物共生[9]等方式促使根際范圍有效磷含量的提高。植物自身內(nèi)部通過磷轉(zhuǎn)運基因的表達[10]、糖類代謝[11]、磷的再分配[12]等機制將吸收的磷再利用進而緩解磷的缺乏以滿足自身的生長發(fā)育。近年來，對于植物體內(nèi)磷再利用的研究又有了新的認識，即細胞壁中吸附的磷在植物磷不足時的再利用機制。果膠是細胞壁的主要成分，其可在植物磷缺乏時將細胞壁中吸附的磷酸鹽中的磷置換出來，進而供植物再利用，而體外的磷解析試驗也證實了這一點[13-15]。因此，由于磷缺乏導(dǎo)致的細胞壁組分含量的改變可以影響植物內(nèi)源磷的再利用。

小麥是我國重要的糧食作物，在南方酸性土壤上也多有種植，與其他作物一樣，鋁毒和磷缺乏也是限制酸性土壤小麥生產(chǎn)的2個主要因素[16]。已有的研究多是從單一方向?qū)α缀弯X進行比較，結(jié)果一致認為，耐鋁則磷高效，而磷高效則耐鋁[17-18]。而不同鋁耐性品種作物在內(nèi)源磷再利用機制方面是否存在差異還鮮有報道。因此，本研究以小麥耐鋁品種Atlas 66和鋁敏感品種Scout 66為研究材料，研究缺磷條件下磷再利用能力的差異，從而豐富不同鋁耐性小麥品種內(nèi)部的磷再利用機制。

1 材料與方法

1.1 供試材料和培養(yǎng)條件

本試驗于2019年12月至2020年9月于江蘇省南京市中國科學院南京土壤研究所溫室內(nèi)進行。選取Atlas 66和Scout 66 2個小麥品種為試驗材料。

將種子在10%的H2O2中浸泡消毒30 min，用蒸餾水沖洗干凈后，置于蒸餾水中浸泡2 h。然后將種子置于濕潤的濾紙上，26 ℃避光催芽。1 d后，將種子移至浮于0.5 mol/L的CaCl2（pH值為6.0）溶液的浮板上，26 ℃避光培養(yǎng)3 d，培養(yǎng)過程中每天更換CaCl2溶液。避光培養(yǎng)后，選取長勢一致的幼苗移至改良后的1/4 霍格蘭（Hoagland）營養(yǎng)液中繼續(xù)培養(yǎng)，全營養(yǎng)液配方如下：2 mmol/L Ca（NO3）2·4H2O、650 μmol/L MgSO4·7H2O、250 μmol/L KH2PO4、750 μmol/L K2SO4、40 μmol/L Fe-EDTA、10 μmol/L MnSO4·H2O、0.1 μmol/L CuSO4·5H2O、1 μmol/L ZnSO4·7H2O、1 μmol/L H3BO3、0.05 μmol/L （NH4）6Mo7O24·4H2O、100 μmol/L KCl，pH值為6.0。培養(yǎng)和處理試驗均在光照培養(yǎng)間培養(yǎng)，白天14 h/28 ℃和夜晚10 h/23 ℃，光照強度為400 μmol/（m2·s），相對濕度為60%，每天更換1次營養(yǎng)液。

正常培養(yǎng)1周后，選取長勢一致的幼苗置于1.25 L的培養(yǎng)罐中進行處理，處理1周后收樣。試驗設(shè)品種和磷供應(yīng)水平2個因素，小麥為耐鋁品種Atlas 66和鋁敏感品種Scout 66 2個品種，磷供應(yīng)水平設(shè)正常培養(yǎng)（+P）和缺P處理（-P）2個水平，共4個處理，分別標記為A+P、A-P、S+P、S-P。

1.2 可溶性磷的提取與含量測定

將處理后的小麥樣品用蒸餾水沖洗干凈，用吸水紙吸干水分后分別稱取根和地上部鮮質(zhì)量。將樣品用液氮充分研磨，根和地上部樣品分別依次加入400 μL 5 mol/L H2SO4、4 mL去離子水和800 μL 5 mol/L H2SO4、8 mL的去離子水，充分混勻后轉(zhuǎn)入10 mL離心管。室溫靜置4 h后，4 000 r/min離心 5 min。吸取100 μL上清液或100 μL磷標準液（0、5、10、15、20、25、30 mg/L），100 μL鉬銻抗試劑（含15%維生素C），800 μL去離子水于1.5 mL離心管中?；靹蚝笥?7 ℃靜置顯色30 min，在880 nm處測定吸光度。

1.3 全磷的提取與含量測定

將處理后的小麥樣品用蒸餾水沖洗干凈，吸水紙吸干水分后分別稱取根和地上部鮮質(zhì)量。將稱好的樣品塞入信封并于烘箱中105 ℃殺青30 min，然后70 ℃烘至恒質(zhì)量。將烘干的樣品粉碎，稱取0.5 g放入20 mL消煮管中，而后向消煮管中加入 5 mL 濃H2SO4，于消煮爐上180 ℃消煮至無色。消煮結(jié)束后，置于室溫條件下，待溫度降至室溫后定容。吸取100 μL上清液或100 μL磷標準液（0、5、10、15、20、25、30 mg/L），100 μL鉬銻抗試劑（含15%抗壞血酸），800 μL去離子水于1.5 mL離心管中，混勻后于37 ℃靜置顯色30 min，在880 nm下測定吸光度。

1.4 RNA的提取及相關(guān)基因表達量的測定

試驗處理完成后，將小麥根系剪下沖洗干凈，迅速用吸水紙吸干水分并放入1.5 mL滅菌后的離心管中，于液氮中冷凍，每個處理3次重復(fù)。將樣品用液氮充分研磨，加入 300 μL裂解液，充分混勻后65 ℃裂解2 min，15 000 r/min、4 ℃條件下離心 3 min。取 200 μL 上清液，用 TGuide 核酸自動提取儀（TIANGEN M16，中國）提取總RNA。然后用 NanoDrop（Thermo Fisher，美國）檢測 RNA 的濃度和質(zhì)量，并用 1% 瓊脂糖電泳檢測其完整性。

用 ReverTra Ace qPCR RT Kit（TOYOBO，日本）試劑盒進行RNA反轉(zhuǎn)錄，共20 μL體系，即4 μL 5×RT Buffer、1 μL Enzyme Mix、1 μL Primer Mix、14 μL RNA和無菌水混合液（RNA總量為 1 μg）。反轉(zhuǎn)錄程序：37 ℃ 15 min，98 ℃ 5 min，4 ℃ 終止反應(yīng)，得到 cDNA。

實時熒光定量 PCR（RT-PCR）用 SYBR Green Realtime PCR Master Mix（TOYOBO，日本）試劑盒及實時熒光定量 PCR儀（LightCycler 480Ⅱ，Roch，瑞士）進行試驗。反應(yīng)體系共10 μL體系，即5 μL SYBR Green，4.5 μL 無菌水，0.2 μL 正向引物，0.2 μL 反向引物，0.1 μL cDNA（稀釋后）。反應(yīng)條件：95 ℃ 預(yù)變性1 min，95 ℃ 變性15 s，55 ℃ 退火10 s，72 ℃ 延伸20 s，40個循環(huán)。每個樣品3次平行，用公式 2-ΔΔCT 來計算基因的相對表達量。反應(yīng)的引物序列見表1。

1.5 根系果膠甲酯酶（PME）活性測定

處理后的根系樣品于1.5 mL離心管中經(jīng)液氮冷凍后充分研磨，加入 500 μL PME提取液（1 mol/L NaCl，10 mmol/L Tris-HCl，pH值=7.5），靜置冰浴 30 min后，15 000 r/min 離心 5 min。吸取 100 μL 上清液和甲醇標準液（0、10、20、30、40、50、75、100 μmol/L）于1.5 mL離心管中，加入200 μL 200 mmol/L 磷酸緩沖液{其中包含0.64 mg/mL果膠[酯化度（DE）=90%，Sigma]、0.01 units/μL 乙醇氧化酶（AO），pH值為7.5}。振蕩混勻，30 ℃孵育 10 min后加入 400 μL 5 g/L的巰基拉曼染料，振蕩混勻，30 ℃ 孵育 30 min，在550 nm 處測定吸光度。

1.6 細胞壁的提取及細胞壁有效磷含量測定

試驗處理完成后，將樣品用蒸餾水沖洗干凈，用吸水紙擦干水分。將樣品分根和地上部2個部分分別于研缽中用液氮充分研磨，然后加入5 mL 75%的乙醇，混勻后倒入10 mL離心管，室溫靜置20 min后，4 000 r/min 離心10 min，去上清。分別依次加入 5 mL 丙酮，1 ∶1的甲醇和三氯甲烷混合液以及甲醇，重復(fù)靜置、離心、去上清等步驟。最終得到的殘渣即為細胞壁粗提物，用冷凍干燥儀冷凍干燥后，于4 ℃冰箱保存?zhèn)溆谩?/p>

稱取5 mg左右細胞壁樣品于1.5 mL離心管中，加入1 mL 2 mol/L HCl溶液，渦旋振蕩24 h 后，15 000 r/min離心5 min。取100 μL上清液測定磷含量，測定方法同“1.2”節(jié)。

1.7 果膠的提取及其磷含量測定

稱取3 mg左右細胞壁樣品于1.5 mL離心管中，加入1 mL去離子水，100 ℃水浴1 h后13 200 r/min離心10 min，然后將上清液轉(zhuǎn)移至5 mL離心管中。重復(fù)2次水浴步驟后，將3次所得到的上清液混勻即為提取的果膠溶液。取100 μL上清液測定磷含量，測定方法同“1.2”節(jié)。

1.8 數(shù)據(jù)處理

試驗所得數(shù)據(jù)采用Excel 2007 和 SPSS 16.0軟件進行統(tǒng)計分析，并用最小顯著性差異法（LSD）檢驗處理間的差異顯著性（P<0.05）。

2 結(jié)果與分析

2.1 不同品種不同處理條件下生物量比較

Atlas 66和Scout 66 2個品種在不同處理條件下的生物量見圖1，結(jié)果表明，缺磷處理后，2個品種的鮮質(zhì)量和干質(zhì)量均有所降低，但只有Atlas 66缺磷處理根部鮮質(zhì)量顯著降低。此外，除正常培養(yǎng)條件下，Scout 66的根部干質(zhì)量顯著小于Atlas 66且鮮質(zhì)量略低外，其他各處理無論供磷水平如何Scout 66的鮮質(zhì)量和干質(zhì)量均大于Atlas 66，但品種間差異沒達到顯著水平（圖1-B）。

2.2 不同品種不同處理條件下磷含量的差異

2個小麥品種在正常培養(yǎng)和缺磷培養(yǎng)條件下全磷和可溶性磷含量有所差異（圖2）。Atlas 66在正常培養(yǎng)條件下根和地上部的全磷和可溶性磷含量大多大于Scout 66，但是品種間差異均未達到顯著水平。而缺磷條件下，品種間差異趨勢則相反，全磷和可溶性磷含量大多表現(xiàn)為Atlas 66小于Scout 66，但品種間差異不顯著。

2.3 不同處理條件下根部磷相關(guān)基因表達量

分析結(jié)果表明，2個小麥品種在磷含量上存在著差異，那么在體內(nèi)調(diào)控磷吸收轉(zhuǎn)運的機制方面是否也存在著差異，我們對磷吸收轉(zhuǎn)運相關(guān)基因進行表達量的測定。由圖3可知，正常培養(yǎng)條件下，除TaPHT1;6基因外，Atlas 66的磷相關(guān)基因表達量均小于Scout 66，尤其是TaPHT1;1a/b、TaPHT1;2a/b、TaPHT1;8，品種間差異達到顯著水平。缺磷條件下，除Scout66的TaPHT1;8基因略微下調(diào)外，2個供試品種的磷相關(guān)基因表達量均有所上調(diào)，且個別基因在不同磷供應(yīng)水平下的表達量顯著上調(diào)。另一方面，Atlas 66在缺磷條件下的各基因表達量均大于Scout 66，說明在缺磷條件下，Atlas 66對磷的需求明顯要高于Scout 66，以此來滿足自身的生長發(fā)育需求。

2.4 不同處理條件下細胞壁中有效磷含量

植物吸收磷以滿足自身生長發(fā)育，而所吸收的磷相當一部分量儲存于細胞壁中，基于本試驗中2個品種在磷含量上存在著差異，因此對細胞壁的磷含量進行分析。結(jié)果（圖4）表明，不同處理條件下Atlas 66的根和地上部分細胞壁的磷含量均大于Scout 66，尤其是在缺磷條件下品種間差異顯著。說明相比于Scout 66，Atlas 66在缺磷時會有更多的磷作用于細胞壁中。

2.5 不同處理條件下果膠中的磷含量

果膠是細胞壁的重要組成成分，本試驗處理條件下，根和地上部果膠中磷的含量差異趨勢與細胞壁磷的差異趨勢一致， 均表現(xiàn)為Atlas 66大于Scout66（圖5）。

2.6 不同處理條件下根部果膠甲酯酶（PME）活性

果膠甲酯酶（PME）在細胞壁果膠去甲酯化這一過程中起重要作用，從圖6可以看出，缺磷處理后，Scout 66根中的PME活性提高相比于Atlas 66較為明顯，去甲酯化后裸露的羧基將結(jié)合陽離子進而釋放更多的磷酸根用以磷的再利用。此外，2種磷供應(yīng)水平下，Atlas 66的PME活性均高于Scout 66，但品種間差異不顯著。

3 討論與結(jié)論

磷是作物生長發(fā)育所必需的營養(yǎng)元素，植物對無機磷的吸收和代謝過程多伴有陽離子的參與，其中也包括植物不需要的陽離子，如Al3+、Cd2+等[19]。由于磷酸根的特性而導(dǎo)致可供植物吸收利用的無機磷非常少，所以在酸性土壤上，磷和鋁2種元素同時限制植物的生長發(fā)育[20]。本試驗所用供試材料Atlas 66和Scout 66是2個鋁耐性不同的小麥品種，Atlas 66的耐鋁性顯著高于Scout 66[21]。近年來關(guān)于磷和鋁之間關(guān)系的研究報道很多，一致認為耐鋁則磷高效、而磷高效則耐鋁[17-18，22]。那么在缺磷條件下，耐鋁性不同的作物對磷的再利用能力是否存在差異？基于這一問題，本研究在正常條件下對鋁耐性不同的2種小麥的磷含量進行了測定，發(fā)現(xiàn)Atlas 66地上部和根的可溶性磷和全磷含量大多高于Scout 66;進一步缺磷處理后，Atlas 66根和地上部分的可溶性磷和全磷含量大多低于Scout 66，而造成這一趨勢的原因可能是由于缺磷后的生物量差異造成的。

在磷不足時，植物會誘導(dǎo)磷相關(guān)基因的表達來增加其對磷的吸收，并將吸收的磷利用以滿足代謝及生長發(fā)育所需[10]。作為磷酸鹽轉(zhuǎn)運蛋白，PHT家族在磷的吸收和轉(zhuǎn)運方面的功能也已經(jīng)非常清楚，其家族所包含的大多數(shù) PHT1 基因表達定位于植物根系且受到磷饑餓響應(yīng)上調(diào)，然后負責增加土壤中磷的吸收和植物體內(nèi)磷的遷移[23-25]。本研究也得到同樣的結(jié)論，缺磷時2種材料的磷相關(guān)基因表達量顯著上調(diào)。此外，在正常培養(yǎng)條件下Atlas 66的磷相關(guān)基因表達量大多小于Scout 66，而在缺磷時各基因的表達量大多顯著大于Scout 66，說明在缺磷條件下，Atlas 66對磷的需求要明顯高于Scout 66，以此來滿足自身的生長發(fā)育需求。

植物吸收的磷90%以上都儲存于細胞質(zhì)中，而缺磷時細胞質(zhì)中磷遷移的研究已經(jīng)明確。近年來，新的觀點認為，細胞壁中吸附的磷在植物磷不足時也可以進行再利用。在此之前，由于植物的細胞壁主要由纖維素、半纖維素、果膠等構(gòu)成，其在幫助植物抵抗重金屬脅迫中已有大量研究[14，26]。耐鋁水稻品種Nipponbare在鋁處理后根系細胞壁中果膠主要為高度甲酯化果膠，從而減少了對外界鋁的吸附，緩解植物鋁毒[27]。由于果膠帶有負電荷的特性，其可在植物磷缺乏時將細胞壁中吸附的磷酸鹽中的磷置換出來，進而供植物再利用，而同時體外的磷解析試驗也證實了這一點[13-14]?；诒驹囼?種材料在鋁耐性上的差異，我們對其細胞壁的磷含量進行了分析，Atlas 66的根和地上部細胞壁的磷含量均大于Scout 66，尤其是在缺磷條件下品種間差異顯著，而地上部果膠中磷的含量差異趨勢與細胞壁中磷的含量差異趨勢一致，說明Atlas 66將更多的磷固定在細胞壁中，細胞壁不能釋放的磷導(dǎo)致Atlas 66的磷再利用能力降低。

已有研究結(jié)果表明，高爾基體中合成的果膠具有高度的甲酯化，在果膠甲酯酶（PME）的催化下將甲酯基水解可以增加對細胞壁中陽離子的吸附，進而釋放出無機磷[28]。本研究前期結(jié)果表明，缺磷條件下Scout 66具有相對較高的可溶性磷含量，而后面的結(jié)果表明，其細胞壁中的可溶性磷含量卻相對較低，那么2種材料細胞壁果膠甲酯酶活性的差異是否是導(dǎo)致這一結(jié)果出現(xiàn)的原因呢？經(jīng)試驗發(fā)現(xiàn)，在缺磷處理后，2個品種根中的PME活性均提高。此外，我們發(fā)現(xiàn)在正常條件下Atlas 66的PME活性比Scout 66高出31.62%，而缺磷后Atlas 66的PME活性比Scout 66高出6.65%，說明缺磷處理后Scout 66的PME活性的提高幅度大于Atlas 66，這可能也是2種材料耐鋁性差異的原因之一。

耐鋁性小麥品種Atlas 66的鮮質(zhì)量和干質(zhì)量比鋁敏感性小麥品種Scout 66低，全磷和可溶性磷含量也相對較低。但在缺磷條件下，Atlas 66的根和地上部細胞壁中的磷含量顯著高于Scout 66;另一方面，缺磷后Scout 66的PME活性的提高幅度要大于Atlas 66，說明相比于Atlas 66，Scout 66細胞壁中的果膠在缺磷時會保持一個相對較低的甲酯化度，即釋放更多的細胞壁磷，這可能也是2種材料耐鋁性差異的原因之一。

參考文獻：

[1]Osorio M B，Ng S，Berkowitz O，et al. SPX4 acts on PHR1-dependent and-independent regulation of shoot phosphorus status in Arabidopsis[J]. Plant Physiology，2019，181（1）：332-352.

[2]Richardson A E，Simpson R J. Soil microorganisms mediating phosphorus availability update on microbial phosphorus[J]. Plant Physiology，2011，156（3）：989-996.

[3]Hinsinger P. Bioavailability of soil inorganic P in the rhizosphere as affected by root-induced chemical changes：a review[J]. Plant and Soil，2001，237（2）：173-195.

[4]Wang X，Shen J，Liao H. Acquisition or utilization，which is more critical for enhancing phosphorus efficiency in modern crops？[J]. Plant Science，2010，179（4）：302-306.

[5]Clarkson D T，Hanson J B. The mineral nutrition of higher plants[J]. Annual Review of Plant Physiology，1980，31（1）：239-298.

[6]Raghothama K G. Phosphate acquisition[J]. Annual Review of Plant Biology，1999，50（1）：665-693.

[7]Lynch J P，Brown K M. Topsoil foraging-an architectural adaptation of plants to low phosphorus availability[J]. Plant and Soil，2001，237（2）：225-237.

[8]Otani T，Ae N，Tanaka H. Phosphorus （P） uptake mechanisms of crops grown in soils with low P status：Ⅱ. Significance of organic acids in root exudates of pigeonpea[J]. Soil Science and Plant Nutrition，1996，42（3）：553-560.

[9]Brundrett M C. Coevolution of roots and mycorrhizas of land plants[J]. The New Phytologist，2002，154（2）：275-304.

[10]Rubio V，Linhares F，Solano R，et al. A conserved MYB transcription factor involved in phosphate starvation signaling both in vascular plants and in unicellular algae[J]. Genes & Development，2001，15（16）：2122-2133.

[11]Theodorou M E，Plaxton W C. Purification and characterization of pyrophosphate-dependent phosphofructokinase from phosphate-starved Brassica nigra suspension cells[J]. Plant Physiology，1996，112（1）：343-351.

[12]Yang S Y，Huang T K，Kuo H F，et al. Role of vacuoles in phosphorus storage and remobilization[J]. Journal of Experimental Botany，2017，68（12）：3045-3055.

[13]Zhu X F，Wang Z W，Wan J X，et al. Pectin enhances rice （Oryza sativa） root phosphorus remobilization[J]. Journal of Experimental Botany，2015，66（3）：1017-1024.

[14]Zhu X F，Lei G J，Jiang T，et al. Cell wall polysaccharides are involved in P-deficiency-induced Cd exclusion in Arabidopsis thaliana[J]. Planta，2012，236（4）：989-997.

[15]Wright R J. Soil aluminum toxicity and plant growth[J]. Communications in Soil Science and Plant Analysis，1989，20（15）：1479-1497.

[16]Kochian L V，Hoekenga O A，Pineros M A. How do crop plants tolerate acid soils ？ Mechanisms of aluminum tolerance and phosphorous efficiency[J]. Annu Rev Plant Biol，2004，55：459-493.

[17]胡安永，趙學強，沈仁芳，等. 不同水稻品種磷利用效率與耐鋁性的關(guān)系研究[J]. 土壤，2020，52（1）：47-53.

[18]Yang L T，Jiang H X，Tang N，et al. Mechanisms of aluminum-tolerance in two species of citrus：secretion of organic acid anions and immobilization of aluminum by phosphorus in roots[J]. Plant Science，2011，180（3）：521-530.

[19]Ma J F，F(xiàn)urukawa J. Recent progress in the research of external Al detoxification in higher plants：a minireview[J]. Journal of Inorganic Biochemistry，2003，97（1）：46-51.

[20]Ma J F，Chen Z C，Shen R F. Molecular mechanisms of Al tolerance in gramineous plants[J]. Plant and Soil，2014，381（1）：1-12.

[21]Tabuchi A，Kikui S，Matsumoto H. Differential effects of aluminium on osmotic potential and sugar accumulation in the root cells of Al-resistant and Al-sensitive wheat[J]. Physiologia Plantarum，2004，120（1）：106-112.

[22]Iqbal T. A split-root experiment shows that translocated phosphorus does not alleviate aluminium toxicity within plant tissue[J]. Plant and Soil，2014，384（1）：21-36.

[23]Nussaume L，Kanno S，Javot H，et al. Phosphate import in plants：focus on the PHT1 transporters[J]. Frontiers in Plant Science，2011，2：83.

[24]Gu M，Chen A Q，Sun S B，et al. Complex regulation of plant phosphate transporters and the gap between molecular mechanisms and practical application：what is missing？[J]. Molecular Plant，2016，9（3）：396-416.

[25]Ai P H，Sun S B，Zhao J N，et al. Two rice phosphate transporters，OsPht1;2 and OsPht1;6，have different functions and kinetic properties in uptake and translocation[J]. Plant Journal，2009，57（5）：798-809.

[26]Zhu X F，Wang Z W，Dong F，et al. Exogenous auxin alleviates cadmium toxicity in Arabidopsis thaliana by stimulating synthesis of hemicellulose 1 and increasing the cadmium fixation capacity of root cell walls[J]. Journal of Hazardous Materials，2013，263：398-403.

[27]Yang J L，Li Y Y，Zhang Y J，et al. Cell wall polysaccharides are specifically involved in the exclusion of aluminum from the rice root apex[J]. Plant Physiology，2008，146（2）：602-611.

[28]Micheli F. Pectin methylesterases：cell wall enzymes with important roles in plant physiology[J]. Trends in Plant Science，2001，6（9）：414-419.