陳要臻,安群星,陳曉鵬,穆士杰,張獻(xiàn)清,余瑞
?
誘導(dǎo)性多潛能干細(xì)胞(iPS)的應(yīng)用進(jìn)展
陳要臻,安群星,陳曉鵬,穆士杰,張獻(xiàn)清,余瑞
710032 西安,第四軍醫(yī)大學(xué)西京醫(yī)院輸血科
誘導(dǎo)性多潛能干細(xì)胞(induced pluripotent stem cells,iPS cells)自問世以來,取得了突飛猛進(jìn)的發(fā)展。2006 年 8 月,Takahashi 和 Yamanaka[1]確定誘導(dǎo) iPS 細(xì)胞生成的 4 種轉(zhuǎn)錄因子是:Oct4、Sox2、c-Myc 和 Klf4。2007 年 11 ~12 月,日本的 Yamanaka 小組用這 4 種轉(zhuǎn)錄因子組合將人的體細(xì)胞重編程為 iPS 細(xì)胞[2]。美國的 Thomson 小組用 Oct-4、Sox2、Nanog和Lin28 這 4 種轉(zhuǎn)錄因子也將人的體細(xì)胞重編程為 iPS 細(xì)胞[3]。由于iPS 細(xì)胞與胚胎干細(xì)胞(embryonic stem cell,ES)的生物學(xué)特性非常相似,又不涉及倫理道德問題,因此具有重要的臨床應(yīng)用潛能。iPS 細(xì)胞的未來是可以安全用于臨床的治療型干細(xì)胞,本文就iPS 細(xì)胞臨床應(yīng)用的安全性與應(yīng)用進(jìn)展做一綜述,并探討其應(yīng)用前景。
由于iPS 細(xì)胞有重要的臨床應(yīng)用潛能,因此將 iPS 細(xì)胞用于臨床治療前,要嚴(yán)格分析它的安全性。由于 c-Myc 是致癌基因,且 Klf4 也有一定的致癌能力[4-5]。為了提高iPS 細(xì)胞的安全性,科學(xué)家們做了很多研究,總結(jié)起來,主要有以下幾點:
⑴避免使用致癌基因。Wernig 等[6]和 Nakagawa 等[7]不用 c-Myc 因子,只用 Oct4、Sox2 和 Klf4 這 3 個轉(zhuǎn)錄因子來誘導(dǎo) iPS 細(xì)胞,并獲得了成功。Feng 等[8]用 Essrb 替代 c-Myc 和 Klf4 這兩個因子,與 Oct4 和 Sox2 共同作用把胎鼠成纖維細(xì)胞重編程為 iPS 細(xì)胞。組蛋白去乙?;敢种苿?VPA 與 Oct4 和 Sox2 兩個因子也可把人的成纖維細(xì)胞誘導(dǎo)成 iPS 細(xì)胞[9]。Thomson 小組[3]用Oct-4、Sox2、Nanog 和 Lin28 誘導(dǎo)人的成纖維細(xì)胞為 iPS 細(xì)胞也可以避開c-Myc 和 Klf4 的致癌性。
⑵利用某些體細(xì)胞中表達(dá)的內(nèi)源因子,減少轉(zhuǎn)錄因子的使用數(shù)目。比如神經(jīng)干細(xì)胞(neural stem cells,NSCs)和神經(jīng)前體細(xì)胞(neural progenitor cells,NPCs)可表達(dá) Sox2 因子,只用 Oct4 和 Klf4 兩個因子就可以誘導(dǎo) NSCs 和 NPCs 形成 iPS 細(xì)胞[10-11]。Kim 等[12]還發(fā)現(xiàn) NSCs 表達(dá) Sox2 和 Klf4 兩種因子只用 Oct4 一個因子就可以將成年小鼠的 NSCs 重編程為 iPS 細(xì)胞。
⑶將已整合的外源基因從 iPS 細(xì)胞的基因組中清除。使用基因編碼技術(shù)使得外來基因兩端存在特有標(biāo)志,誘導(dǎo)成功后,“Cre”酶識別這種標(biāo)志去除 iPS 細(xì)胞中的外源重編程因子以得到?jīng)]有外源因子的 iPS 細(xì)胞[13-14]。但是,Cre 介導(dǎo)的外源因子切除后,載體的一段 DNA 還留在插入位點上。而piggyBac(PB)轉(zhuǎn)座子系統(tǒng)可將外源 DNA 徹底清除,不會引起基因組 DNA 序列的任何變化[15]。用 PB 轉(zhuǎn)座子介導(dǎo)表達(dá) 4 個 Yamanaka 因子誘導(dǎo) iPS 細(xì)胞,然后在這些 iPS 細(xì)胞中瞬時表達(dá)轉(zhuǎn)座酶以切除外源 Yamanaka 因子。與“Cre”比較而言,PB 轉(zhuǎn)座子系統(tǒng)是一種更安全的方法。
⑷小分子化合物替代轉(zhuǎn)錄因子。不僅外源基因有致癌的安全隱患,用于介導(dǎo)外源基因表達(dá)的逆轉(zhuǎn)錄病毒或慢病毒也有潛在的安全問題。不管是逆轉(zhuǎn)錄病毒,還是慢病毒,都會把外源基因整合到基因組 DNA 中,這就有可能引起插入突變。為了減少或避免插入突變,有的實驗室進(jìn)行了小分子化合物的篩選,希望找到可替代這 4 個重編程因子的小分子化合物。組蛋白甲基轉(zhuǎn)移酶G9a 的抑制劑 BIX-01294 最早被發(fā)現(xiàn)可替代 Oct4,與其余的 3 個 Yamanaka 因子一起誘導(dǎo) NPCs 形成 iPS 細(xì)胞[16]。組蛋白去乙酰化酶抑制劑 VPA 與前面已經(jīng)提到 Essrb 均可替代 c-Myc 和 Klf4 這兩個因子。
⑸利用腺病毒介導(dǎo)。為了完全避免整合性病毒或轉(zhuǎn)座子的使用,只在體細(xì)胞中瞬時表達(dá) Yamanaka 因子以誘導(dǎo) iPS 細(xì)胞的形成。Stadtfeld 等[17]嘗試用腺病毒(不整合入基因組 DNA)來介導(dǎo) Yamanaka 因子的表達(dá)來誘導(dǎo) iPS 細(xì)胞。盡管他們成功獲得了 iPS 細(xì)胞,并且沒有外源基因的插入,但誘導(dǎo) iPS 細(xì)胞的效率很低。
⑹利用脂質(zhì)體介導(dǎo)。Okita 等[18]采用脂質(zhì)體介導(dǎo)的轉(zhuǎn)染方法來誘導(dǎo) iPS 細(xì)胞。但是由于 iPS 細(xì)胞的形成大約需 10 -12 d 持續(xù)表達(dá) Yamanaka 因子[19],因此這種方法要求反復(fù)轉(zhuǎn)染細(xì)胞以保證 Yamanaka 因子在重編程的前期持續(xù)表達(dá),同腺病毒介導(dǎo)的方法一樣,誘導(dǎo) iPS 細(xì)胞的效率很低。Yu 等[20]將Yamanaka 基因添加到質(zhì)粒的 DNA 環(huán)中(質(zhì)粒通常存在于細(xì)胞的染色體之外),然后用核轉(zhuǎn)染的方法將這些質(zhì)粒介入到人包皮細(xì)胞中。在質(zhì)粒中的基因所表達(dá)的蛋白質(zhì)會將細(xì)胞重新編程并使其成為 iPS 細(xì)胞。這些 iPS 細(xì)胞在接著的幾輪細(xì)胞分裂中會開始失去這些質(zhì)粒,這樣就可以分離出不含質(zhì)粒的 iPS 細(xì)胞。
⑺直接導(dǎo)入重編程因子的蛋白,來誘導(dǎo) iPS 細(xì)胞的形成。在重編程因子蛋白上連接細(xì)胞穿膜肽(cell-penetrating peptide),這樣的融合蛋白可穿透細(xì)胞膜進(jìn)入細(xì)胞內(nèi)部,執(zhí)行其重編程的功能。蛋白誘導(dǎo)的小鼠和人 iPS 細(xì)胞都已實驗成功[21-22],但是誘導(dǎo) iPS 細(xì)胞的效率很低,而且蛋白容易失活。因為蛋白直接誘導(dǎo) iPS 細(xì)胞在重編程過程中不會涉及任何的遺傳修飾,所以,從 iPS 細(xì)胞臨床應(yīng)用的安全角度來看,它是目前最安全的方法,但是需要進(jìn)一步提高其誘導(dǎo)效率。
⑻尋找安全性較高的 iPS 供體細(xì)胞。研究表明 iPS 細(xì)胞的供體細(xì)胞對于腫瘤形成有不同敏感性。Aoi 等[23]比較不同來源的 iPS 小鼠后代的成瘤趨勢和死亡率,發(fā)現(xiàn)由 MEF 細(xì)胞衍生得到的 iPS 小鼠的成瘤趨勢比從肝臟細(xì)胞和胃表皮細(xì)胞誘導(dǎo)得到的 iPS 細(xì)胞形成的小鼠要高很多,且前者的死亡率更高,存活時間短。Miura 等[24]利用小鼠胚胎的皮膚細(xì)胞、成年小鼠的胃細(xì)胞、尾巴的皮膚細(xì)胞以及肝臟細(xì)胞培育出的 36 種 iPS 細(xì)胞移植后使實驗鼠出現(xiàn)腫瘤的危險性存在很大差異。結(jié)果顯示,被植入分化細(xì)胞來自成年小鼠尾巴皮膚細(xì)胞的實驗鼠中有 83%體內(nèi)出現(xiàn)了腫瘤;被植入分化細(xì)胞來自于小鼠胚胎皮膚細(xì)胞的實驗鼠中只有 8%出現(xiàn)腫瘤;而如果實驗鼠移植的分化細(xì)胞來自成年小鼠的胃細(xì)胞,其體內(nèi)沒有出現(xiàn)腫瘤。上述研究表明選擇何種體細(xì)胞作為培育 iPS 細(xì)胞的原料是非常重要的。
總之,iPS 細(xì)胞應(yīng)用于臨床之前,其安全性需要進(jìn)一步的評價和提高,雖然很多研究都在這方面努力,但是徹底解決 iPS 細(xì)胞的安全性問題尚需時日。
成功建立 iPS 細(xì)胞后,應(yīng)用 iPS 細(xì)胞來治療疾病是人們的最終目標(biāo)。iPS細(xì)胞不僅可用于分化和移植,還可以提供體外的疾病模型,以便于研究疾病形成的機制、篩選新藥以及開發(fā)新的治療方法。
⑴iPS 細(xì)胞的分化和移植在治療血液疾病中顯示了很大的用途。Xu 等[25]將 iPS 細(xì)胞誘導(dǎo)分化為內(nèi)皮前體細(xì)胞,然后移植到患有血友病小鼠的肝臟中,使病鼠出血不止的癥狀得到了有效地改善。Hanna 等[26]將患病小鼠尾尖成纖維細(xì)胞重編程為 iPS 細(xì)胞,然后通過同源重組的方法用人野生型 βA-珠蛋白基因替代了 βS-珠蛋白基因,接著把遺傳修飾后的 iPS 細(xì)胞定向分化為造血祖細(xì)胞(HPs),并將純化后的 HPs 移植入 hβS/hβS 雄性小鼠中,HPs 有效地抑制了鐮刀形紅細(xì)胞貧血癥癥狀。Raya 等[27]獲得了基因修飾后的貧血癥患者特異性iPS 細(xì)胞,這些 iPS 細(xì)胞能夠分化形成表型正常的髓系和紅系的造血祖細(xì)胞。中內(nèi)啟光等研究人員在培養(yǎng) iPS 細(xì)胞時,添加人類骨髓細(xì)胞以及促進(jìn)細(xì)胞增殖的蛋白質(zhì)等物質(zhì),結(jié)果 iPS 細(xì)胞分化成了血小板的前身巨核細(xì)胞,巨核細(xì)胞進(jìn)一步分化成血小板。從技術(shù)上來說,用 iPS 細(xì)胞培育人類紅細(xì)胞和白細(xì)胞都是可能的[28]。紅細(xì)胞體外培育的成功為人類研究通用紅細(xì)胞提供了新的契機。筆者所在研究組正在努力用一 O 型 Rh 陰性個體體細(xì)胞重編程為 iPS 細(xì)胞,進(jìn)而對該 iPS 細(xì)胞進(jìn)行體外定向誘導(dǎo)分化,培育出通用紅細(xì)胞。Lu 等[29]已建立了一個從人 ES 細(xì)胞高效地分化成紅細(xì)胞的系統(tǒng)。如果將該系統(tǒng)應(yīng)用于患者特異性 iPS 細(xì)胞上,就可獲得無限量的患者自身的紅細(xì)胞,這對于治療一些血液疾病以及為罕見血型患者提供血細(xì)胞有著重要意義。
⑵iPS 細(xì)胞還可治療神經(jīng)系統(tǒng)疾病。Wernig 等[30]將 iPS 細(xì)胞分化為神經(jīng)前體細(xì)胞,然后把這些細(xì)胞移植入胎鼠腦中,它們可整合到受體鼠的腦中,13.5 d 后形成神經(jīng)膠質(zhì)細(xì)胞和神經(jīng)元細(xì)胞,包括谷氨酰胺能神經(jīng)元、GABA 能神經(jīng)元、兒茶酚胺能神經(jīng)元細(xì)胞。將由小鼠 iPS 細(xì)胞在體外誘導(dǎo)分化來的多巴胺能神經(jīng)元移植進(jìn)帕金森病大鼠模型腦內(nèi),一段時間后可有效緩解大鼠疾病癥狀和改善其行為。最近,利用帕金森癥患者的皮膚細(xì)胞培育出iPS 細(xì)胞后,又成功將其分化為多巴胺神經(jīng)元細(xì)胞,這是帕金森癥患者大腦中所缺少的一種重要細(xì)胞[31]。因此,其有望成為治療帕金森癥的一種方法。
⑶iPS 細(xì)胞也有望應(yīng)用于治療不孕癥。Park 等[32]將人 iPS 細(xì)胞體外分化并分離得到原始生殖細(xì)胞(PGCs)。PGCs 在基因表達(dá)上與體內(nèi)分離的 PGCs 極為相似。如果能夠進(jìn)一步將這些 PGCs 分化為精子和卵子,就可幫助患者解決不孕問題。
⑷來源于耳蝸毛細(xì)胞的iPS 細(xì)胞成功用于治療神經(jīng)感覺性聽力障礙[33]。iPS 細(xì)胞在體外還成功定向分化了多種細(xì)胞,例如胰腺細(xì)胞和肝細(xì)胞[34]、分泌胰島素的 β 細(xì)胞[35]、血管內(nèi)皮細(xì)胞、淋巴內(nèi)皮細(xì)胞和心肌細(xì)胞[36]。
⑸提供體外的疾病模型,以便于研究疾病形成的機制、篩選新藥以及開發(fā)新的治療方法。Dimos 等[37]和Ebert等[38]分別建立了肌萎縮側(cè)索硬化癥(ALS)和脊髓性肌萎縮(SMA)患者特異性 iPS 細(xì)胞。通過定向誘導(dǎo)分化,將患者特異性的 iPS 細(xì)胞成功分化成了運動神經(jīng)元。這些由患者來源的 iPS 細(xì)胞分化等的運動神經(jīng)元為人們提供了一個體外研究 ALS 和 SMA 疾病的系統(tǒng)。在研究清楚了 ALS 和 SMA患者運動神經(jīng)元的致病機制后,還可在患者特異的 iPS 細(xì)胞中通過遺傳修飾來糾正基因缺陷,再分化得到功能正常的運動神經(jīng)元,以進(jìn)行移植治療。此外,Park 等[39]和 Soldner等[14]建立了多種遺傳病患者特異性的 iPS 細(xì)胞系,包括帕金森病、亨廷頓病、唐氏綜合征/三染色體 21 等。Loh 等[40]成功地以人血液細(xì)胞為體細(xì)胞供體,誘導(dǎo)出了 iPS 細(xì)胞,使得構(gòu)建一些病癥突變只局限于血液細(xì)胞的患者特異性 iPS 細(xì)胞成為可能。利用從罕見神經(jīng)系統(tǒng)疾病患者身上產(chǎn)生的干細(xì)胞,科學(xué)家們正在解析該種疾病的發(fā)病機制,并以此來測試若干候選藥物的療效[41]。從家族性植物神經(jīng)功能不全癥(FD,有一個基因突變,該基因?qū)?IKAP 的蛋白進(jìn)行編碼,基因突變導(dǎo)致基因被轉(zhuǎn)譯成蛋白時部分基因序列被跳過)患者身上獲取皮膚細(xì)胞,創(chuàng)建出 iPS 細(xì)胞系,誘導(dǎo)為特定的細(xì)胞類型,如神經(jīng)嵴細(xì)胞(它能產(chǎn)生受 FD 影響的神經(jīng)元)。這些細(xì)胞在分化成神經(jīng)元的能力上是具有缺陷的,其并不像培養(yǎng)皿中的正常細(xì)胞一樣容易遷移。研究人員利用此種差異來衡量 3 種藥物的療效,這幾種藥已被提議作為治療 FD 的候選藥物,其中一種藥物就是激動素[41]。
這些患者特異性 iPS 細(xì)胞令體外研究病變的人體組織的形成成為可能,從而有助于探索疾病形成機制以及研發(fā)特異性新藥。這些研究成果還表明將來有可能為患者量身定做各種細(xì)胞,進(jìn)行個性化治療。但是由于對干細(xì)胞(包括 iPS 細(xì)胞、ES 細(xì)胞和成體干細(xì)胞)自我更新與分化等行為的調(diào)控機制知之甚少,目前人們還不能按照自己的意圖將干細(xì)胞在體外定向誘導(dǎo)分化為所需要的任何的功能細(xì)胞。隨著人類對干細(xì)胞分化調(diào)控機制認(rèn)識的不斷加深,從人 iPS 細(xì)胞將會衍生出更多種類的人類細(xì)胞,將為細(xì)胞替代治療新藥篩選與評價及其他用途提供大量的細(xì)胞。
由于 iPS 細(xì)胞自身的安全性問題,目前 iPS細(xì)胞還無法應(yīng)用于臨床治療。要得到安全實用的有臨床應(yīng)用價值的治療型 iPS 細(xì)胞,我們必須避免使用整合性病毒以及有致癌性的外源基因。根據(jù) iPS 細(xì)胞在短時間內(nèi)取得的一系列突破,可以預(yù)見,iPS 細(xì)胞必將解決人類面臨的各種疾患。目前,還面臨許多急待突破的瓶頸和需要深入研究的領(lǐng)域:①研究 iPS 細(xì)胞自我復(fù)制、增殖和分化等的調(diào)控機制及 iPS 細(xì)胞體外定向誘導(dǎo)分化機制;②充分評價 iPS 細(xì)胞臨床應(yīng)用的安全性;③建立無遺傳修飾的 iPS 細(xì)胞制備方法(如僅利用蛋白或小分子化合物即將人的細(xì)胞重編程為 iPS 細(xì)胞)。
[1] Takahashi K, Yamanaka S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. Cell, 2006(4):663-676.
[2] Takahashi K, Tanabe K, Ohnuki M, et al. Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined factors. Cell, 2007, 131(5):861-872.
[3] Yu J, Vodyanik MA, Smuga-Otto K, et al. Induced pluripotent stem cell lines derived from human somatic cells. Science, 2007, 318(5858): 1917-1920.
[4] Meyer N, Penn LZ. Reflecting on 25 years with MYC. Nat Rev Cancer, 2008, 8(12):976-990.
[5] Rowland BD, Peeper DS. Klf4, p21 and context-dependent opposing forces in cancer. Nat Rev Cancer, 2006, 6(1):11-23.
[6] Wernig M, Meissner A, Cassady JP, et al. c-Myc is dispensable for direct reprogramming of mouse fibroblasts. Cell Stem Cell, 2008, 2(1):10-12.
[7] Nakagawa M, Koyanagi M, Tanabe K, et al. Generation of induced pluripotent stem cells without Myc from mouse and human fibroblasts. Nat Biotechnol, 2008, 26(1):101-106.
[8] Feng B, Jiang J, Kraus P, et al. Reprogramming of fibroblasts into induced pluripotent stem cells with orphan nuclear receptor Esrrb. Nat Cell Biol, 2009, 11(2):197-203.
[9] Huangfu D, Osafune K, Maehr R, et al. Induction of pluripotent stem cells from primary human fibroblasts with only Oct4 and Sox2. Nat Biotechnol, 2008, 26(11):1269-1275.
[10] Kim JB, Zaehres H, Wu G, et al. Pluripotent stem cells induced from adult neural stem cells by reprogramming with two factors. Nature, 2008, 45(7204):646-650.
[11] Eminli S, Utikal J, Arnold K, et al. Reprogramming of neural progenitor cells into induced pluripotent stem cells in the absence of exogenous Sox2 expression. Stem Cells, 2008, 26(10):2467-2474.
[12] Kim JB, Sebastiano V, Wu G, et al. Oct4-induced pluripotency in adult neural stem cells. Cell, 2009, 136(3):411-419.
[13] Kaji K, Norrby K, Paca A, et al. Virus-free induction of pluripotency and subsequent excision of reprogramming factors. Nature, 2009, 458(7239):771-775.
[14] Soldner F, Hockemeyer D, Beard C, et al. Parkinson’s disease patient-derived induced pluripotent stem cells free of viral reprogramming factors. Cell, 2009, 136(5):964-977.
[15] Woltjen K, Michael IP, Mohseni P, et al. piggyBac transposition reprograms fibroblasts to induced pluripotent stem cells. Nature, 2009, 458(7239):766-770.
[16] Shi Y, Do JT, Desponts C, et al. A combined chemical and genetic approach for the generation of induced pluripotent stem cells. Cell Stem Cell, 2008, 2(6):525-528.
[17] Stadtfeld M, Nagaya M, Utikal J, et al. Induced pluripotent stem cells generated without viral integration. Science, 2008, 322(5903):945- 949.
[18] Okita K, Nakagawa M, Hyenjong H, et al. Generation of mouse induced pluripotent stem cells without viral vectors. Science, 2008, 322(5903):949-953.
[19] Brambrink T, Foreman R, Welstead GG, et al. Sequential expression of pluripotency markers during direct reprogramming of mouse somatic cells. Cell Stem Cell, 2008, 2(2):151-159.
[20] Yu J, Hu K, Smuga-Otto K, et al. Human induced pluripotent stem cells free of vector and transgene sequences. Science, 2009, 324(5928): 797-801.
[21] Zhou H, Wu S, Joo JY, et al. Generation of induced pluripotent stem cells using recombinant proteins. Cell Stem Cell, 2009, 4(5):381-384.
[22] Kim D, Kim CH, Moon JI, et al. Generation of human induced pluripotent stem cells by direct delivery of reprogramming proteins. Cell Stem Cell, 2009, 4(6):472-476.
[23] Aoi T, Yae K, Nakagawa M, et al. Generation of pluripotent stem cells from adult mouse liver and stomach cells. Science, 2008, 321(5889): 699-702.
[24] Miura K, Okada Y, Aoi T, et al. Variation in the safety of induced pluripotent stem cell lines. Nat Biotechnol, 2009, 27(8):743-745.
[25] Xu D, Alipio Z, Fink LM, et al. Phenotypic correction of murine hemophilia A using an iPS cell-based therapy. Proc Natl Acad SciU S A, 2009, 106(3):808-813.
[26] Hanna J, Wernig M, Markoulaki S, et al. Treatment of sickle cell anemia mouse model with iPS cells generated from autologous skin. Science, 2007, 318(5858):1920-1923.
[27] Raya A, Rodríguez-Pizà I, Guenechea G, et al. Disease-corrected haematopoietic progenitors from Fanconi anaemia induced pluripotent stem cells. Nature, 2009, 460(7251):53-59.
[28] Takayama N, Nishikii H, Usui J, et al. Generation of functional platelets from human embryonic stem cells in vitro via ES-sacs, VEGF-promoted structures that concentrate hematopoietic progenitors. Blood, 2008, 111(11):5298-5306.
[29] Lu SJ, Feng Q, Park JS, et al. Biologic properties and enucleation of red blood cells from human embryonic stem cells. Blood, 2008, 112(12):4475-4484.
[30] Wernig M, Zhao JP, Pruszak J, et al. Neurons derived from reprogrammed fibroblasts functionally integrate into the fetal brain and improve symptoms of rats with Parkinson's disease. Proc Natl Acad Sci U S A, 2008, 105(15):5856-5861.
[31] Soldner F, Hockemeyer D, Beard C, et al. Parkinson's disease patient-derived induced pluripotent stem cells free of viral reprogramming factors. Cell, 2009, 136(5):964-977.
[32] Park TS, Galic Z, Conway AE, et al. Derivation of primordial germ cells from human embryonic and induced pluripotent stem cells is significantly improved by coculture with human fetal gonadal cell. Stem Cells, 2009, 27(4):783-795.
[33] Chen X, Xu H, Yuan P, et al. Integration of external signaling pathways with the core transcriptional network in embryonic stem cells. Cell, 2008, 133(6):1106-1117.
[34] Shi Y, Do JT, Desponts C, et al. A combined chemical and genetic approach for the generation of induced pluripotent stem cells. Cell Stem Cell, 2008, 2(6):525-528.
[35] Tateishi K, He J, Taranova O, et al. Generation of insulin-secreting islet-like clusters from human skin fibroblasts. J Biol Chem, 2008,283(46):31601-31607.
[36] Schenke-Layland K, Rhodes KE, Angelis E, et al. Reprogrammed mouse fibroblasts differentiate into cells of the cardiovascular and hematopoietic lineages. Stem Cells, 2008, 26(6): 1537-1546.
[37] Dimos JT, Rodolfa KT, Niakan KK, et al. Induced pluripotent stem cells generated from patients with ALS can be differentiated into motor neurons. Science, 2008, 321(5893):1218-1221.
[38] Ebert AD, Yu J, Rose FF, et al. Induced pluripotent stem cells from a spinal muscular atrophy patient. Nature, 2009, 457(7227):277-280.
[39] Park IH, Arora N, Huo H, et al. Disease-specific induced pluripotent stem cells. Cell, 2008, 134(5):877-886.
[40] Loh YH, Agarwal S, Park IH, et al. Generation of induced pluripotent stem cells from human blood. Blood, 2009, 113(22):5476-5479.
[41] Lee G, Papapetrou EP, Kim H, et al. Modelling pathogenesis and treatment of familial dysautonomia using patient-specific iPSCs. Nature, 2009, 461(7262):402-406.
安群星,Email:bestar@fmmu.edu.cn
2009-12-29
10.3969/cmba.j.issn.1673-713X.2010.02.013