宋曉燕,張德祥,張文武,季從亮,張細(xì)權(quán),羅慶斌
1. 華南農(nóng)業(yè)大學(xué),動物科學(xué)學(xué)院,廣州 510642;
2. 廣東溫氏食品集團(tuán)股份有限公司,新興 527439;
3. 華南農(nóng)業(yè)大學(xué),農(nóng)業(yè)部雞遺傳育種與繁殖重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室,廣州 510642
夏季高溫引起雞(Gallus gallus)的熱應(yīng)激反應(yīng),導(dǎo)致雞生理機(jī)能改變、繁殖性能下降,嚴(yán)重影響雞的肉、蛋產(chǎn)品質(zhì)量和數(shù)量,給養(yǎng)雞生產(chǎn)帶來巨大的損失[1~3]。雞在熱應(yīng)激時的生理生化特性已有報(bào)道,例如:熱應(yīng)激影響雞生理過程的改變,增加雞空腸內(nèi)頂端葡萄糖的轉(zhuǎn)換[4];誘導(dǎo)雞骨骼肌中超氧游離基產(chǎn)生[5];影響雞頸動脈上皮鈣離子通道的改變[6];對肝臟線粒體呼吸作用、活性氧族的產(chǎn)生和脂質(zhì)氧化反應(yīng)具有顯著影響[7];影響血液中T3、CD3、CD4/CD8、H/L(異嗜性粒細(xì)胞/淋巴細(xì)胞)值、皮質(zhì)酮等[8~11];急性熱應(yīng)激會影響肉雞的采食[12]。此外,研究表明熱應(yīng)激還會影響肉雞鈣離子濃度的變化、細(xì)胞的增殖、白細(xì)胞介素-2的產(chǎn)生[13]。對雞的耐熱性與熱休克蛋白(Heat shock proteins , HSPs)家族基因的關(guān)系也有報(bào)道,熱應(yīng)激條件下HSP70和HSP90表達(dá)量升高,有利于雞抵抗熱應(yīng)激損傷[14~17]。相關(guān)研究利用基因芯片技術(shù)分析了果蠅(Drosophila melanogaster)、小鼠(Mus musculus)、家豬(Sus domesticus)等模式動物熱應(yīng)激相關(guān)基因的差異表達(dá),發(fā)現(xiàn)不同物種各具特點(diǎn)[18~23]。熱應(yīng)激是受多基因影響和調(diào)控的復(fù)雜生理過程,在雞中,對于影響和調(diào)控這一復(fù)雜生理過程的分子機(jī)制還缺乏系統(tǒng)的研究。本文旨在利用全基因組表達(dá)譜芯片檢測雞熱應(yīng)激相關(guān)的差異表達(dá)基因,結(jié)合生物信息學(xué)方法分析熱應(yīng)激影響雞重要生理功能的分子機(jī)制,為篩選雞耐熱性候選基因提供依據(jù)。
由廣東溫氏食品集團(tuán)股份有限公司提供矮小型黃羽肉雞純系雛雞24只(公母各半)。常規(guī)飼養(yǎng)8 d,分為2組,每組12只(公母各半),以28℃±1℃處理3 h為對照組,40℃±1℃應(yīng)激3 h為實(shí)驗(yàn)組。3 h后,立即處死參試雛雞,采集大腦、肝臟、腿肌組織,放入液氮保存,后轉(zhuǎn)入–80℃冰箱保存,用于提取RNA。
采用 Trizol(Invitrogen)一步法提取各組織的總RNA。異丙醇沉淀法濃縮RNA后進(jìn)一步采用Qiagen RNeasy Mini Kit進(jìn)行總RNA樣品的純化。RNA樣品的純度采用紫外分光光度計(jì)(ND-1000)測定并計(jì)算,OD260/280在1.8~2.0之間。RNA樣品的完整性采用甲醛變性膠凝電泳檢測,28S和18S rRNA比值在2.0以上。將特定組織的公、母各1個樣品進(jìn)行等量混合,獲得1個樣品RNA池,熱應(yīng)激處理組和對照組各制備3個RNA池。
本研究選用Affymetrix GeneChip Chicken Genome Array芯片,該芯片包含了38 535個探針組,代表雞的32 773個轉(zhuǎn)錄本。實(shí)驗(yàn)在博奧生物集團(tuán)有限公司進(jìn)行,芯片及探針的詳細(xì)信息可參見Affymetrix公司網(wǎng)站(http://www.Affymetrix.com),具體實(shí)驗(yàn)過程參見 GeneChip Expression Analysis Technical Manual(Affymetrix, Rev.5, Part number701021)。
利用GeneChip Operating software (GCOS 1.4,Affymetrix)提取芯片數(shù)據(jù),用 DNA-chip analyzer(dChip)進(jìn)行芯片數(shù)據(jù)的歸一化處理。采用SAM3.0軟件(http://www.stat.stanford.edu/~tibs/SAM/)篩選差異表達(dá)基因,篩選標(biāo)準(zhǔn)為變化倍數(shù)≥2或≤0.5,q≤0.05。運(yùn)用Cluster 3.0軟件(Stanford University School of Medicine, Stanford, CA, USA)進(jìn)行聚類分析,采用層次聚類法(Average linkage算法)并用Treeview軟件進(jìn)行查看。運(yùn)用 MAS3.0分子功能注釋系統(tǒng)(http://bioinfo.capitalbio.com/mas3/)對差異表達(dá)基因進(jìn)行基因功能分類(Gene ontology, GO)及通路功能分析(Kyoto encyclopedia of genes and genomes,KEGG),計(jì)算各功能分類和通路中基因富集的顯著程度,以FDR≤0.05為標(biāo)準(zhǔn)評估其顯著性。
為驗(yàn)證表達(dá)譜芯片檢測結(jié)果的可靠性,選擇10個差異表達(dá)基因,采用實(shí)時定量PCR方法檢測熱應(yīng)激處理組與對照組各組織中基因的表達(dá)量。qRT-PCR的引物采用 Primer5.0軟件設(shè)計(jì),選取的10個基因及其引物信息見表1,以β-actin為內(nèi)參基因。
采用熒光試劑SYBR? Premix ExTaqTM進(jìn)行實(shí)時定量PCR檢測,檢測樣本的總RNA量為2 μg,反應(yīng)體系為15 μL,包括cDNA第一鏈模板1 μL,mixture混合溶液 7.5 μL,上下游引物各 0.1 μL,ddH2O 6.3 μL。反應(yīng)條件為:95℃ 5 min;95℃ 10 s,55 ℃ ~60 ℃ 35 s ,72℃ 40 s,45個循環(huán)。溶解曲線檢測條件為:95℃ 5 s;65 ℃ 1 min 。每個樣品的表達(dá)量均重復(fù)檢測3次,采用2-ΔΔCt計(jì)算目的基因的相對表達(dá)量。
本研究表達(dá)譜芯片檢測結(jié)果的相關(guān)數(shù)據(jù)已提交至NCBI/GEO數(shù)據(jù)庫(GSE23592)。3種組織的熱應(yīng)激處理組與對照組相比,存在顯著差異的探針個數(shù)為 1042個(篩選標(biāo)準(zhǔn)為變化倍數(shù)≥2或≤0.5,q≤0.05)。大腦組織中存在顯著差異的探針共有 183個,其中 129個有基因注釋,105個基因上調(diào)表達(dá),24個基因下調(diào)表達(dá);肝臟中存在顯著差異的探針共有558個,其中339個有基因注釋,248個基因上調(diào)表達(dá),91個基因下調(diào)表達(dá);腿肌組織中共有301個探針存在顯著差異,其中209個有基因注釋,142個基因上調(diào),67個基因下調(diào)。
表1 實(shí)時定量PCR檢測的基因及其引物信息
3種組織共有差異表達(dá)探針935個(不同組織間有共同差異表達(dá)探針的只統(tǒng)計(jì)1次)。只在大腦、肝臟和腿肌組織檢測到的具有組織特異性的差異表達(dá)探針分別為142個、470個和224個;不同組織間,大腦和肝臟有30個共同差異表達(dá)探針,大腦和腿肌有19個差異表達(dá)探針,肝臟和腿肌有66個差異表達(dá)探針。3種組織共有8個共同的差異表達(dá)探針,其中 6個具有基因注釋,分別是:HSP25(Heat shock protein 25),HSPH1(Heat shock 105 kDa/110 kDa protein),PDK4(Pyruvate dehydrogenase kinase, isozyme 4),BAG3(BCL2-associated athanogene3),LOC423265(Similar to splicing factor, arginine/serine-rich 5<premRNA splicing factor SRP40)和ID1(Inhibitor of DNA binding 1),除ID1在熱應(yīng)激處理后表現(xiàn)為下調(diào)表達(dá)外,其余基因均為上調(diào)表達(dá)。
相對于對照組,熱處理組的HSPH1和HSP25在3種組織中均為上調(diào)表達(dá)。HSP70和HSP90B1在大腦和肝臟組織中共同上調(diào)表達(dá);HSP90AA1、HSPA5、DNAJA4、DNAJB4、HSPB8和HSPA4L只在大腦組織中上調(diào)表達(dá);LOC777492和DNAJC12在肝臟組織中特異表達(dá);DNAJB在腿肌組織中特異性下調(diào)表達(dá)。上述不同熱休克蛋白家族基因在不同組織中出現(xiàn)差異表達(dá),揭示了這些基因在機(jī)體熱適應(yīng)中具有重要的作用。
運(yùn)用Cluster3.0軟件進(jìn)行聚類分析,雙向聚類圖見圖1。3種組織中熱應(yīng)激處理組與對照組的基因表達(dá)分別聚為兩大類,如肝臟 1、2、3為對照組聚為一類,肝臟 4、5、6為熱應(yīng)激組聚為一類,大腦和腿肌組織的聚類結(jié)果與肝臟組織類似。肝臟組織、大腦組織和腿肌組織內(nèi)的6個樣品各分別聚為一大類,表明這3種組織的基因表達(dá)模式差異較大,具有組織表達(dá)的特異性。利用 Cluster3.0 軟件中的SOM過程將935個差異表達(dá)探針聚為9類(表2)。
對熱應(yīng)激處理組與對照組的差異表達(dá)基因進(jìn)行GO富集分析,結(jié)果表明:在大腦組織中有39個生物學(xué)過程發(fā)生了顯著改變,包括蛋白質(zhì)折疊、熱應(yīng)答過程、蛋白質(zhì)聚合、細(xì)胞抗凋亡過程等;在肝臟組織中發(fā)生顯著改變的生物學(xué)過程有37個,包括抗細(xì)胞凋亡過程、蛋白質(zhì)折疊、細(xì)胞周期等;在腿肌組織中發(fā)生顯著改變的生物學(xué)過程有31個,包括蛋白質(zhì)折疊、代謝調(diào)節(jié)、細(xì)胞凋亡負(fù)調(diào)節(jié)等。
在大腦組織中有 108個探針為特異性上調(diào)表達(dá)(氮末端聚糖合成、蛋白酪氨酸激酶信號途徑、蛋白質(zhì)氨基酸磷酸化等)。肝臟組織中特異性表達(dá)的探針有492個,其中381個探針上調(diào)表達(dá)(tRNA氨基?;?、糖代謝、脂代謝等),111個探針為下調(diào)表達(dá)(類固醇和膽固醇的生物合成、多種藥物代謝等)。腿肌組織中特異性表達(dá)的探針有 240個,其中下調(diào)表達(dá)探針 81個(生長調(diào)節(jié)、負(fù)向調(diào)控胰島素受體信號途徑等),上調(diào)表達(dá)探針159個(透明質(zhì)烷代謝、L-絲氨酸合成、組蛋白脫磷酸等)。大腦、肝臟和腿肌組織在熱應(yīng)激時相關(guān)基因具有不同的表達(dá)模式和特定的生物學(xué)功能,但 3種組織也存在蛋白質(zhì)折疊、抗細(xì)胞凋亡等共同的生物學(xué)過程。
基于KEGG數(shù)據(jù)庫,利用MAS3.0軟件進(jìn)行通路分析。結(jié)果發(fā)現(xiàn),大腦組織中改變顯著的通路有18個,其中與熱應(yīng)激有關(guān)的是MAPK信號通路、精氨酸和脯氨酸代謝通路和鈣離子信號通路等。MAPK信號通路中表達(dá)量顯著改變的基因是PRKACB、PPM1B、MEF2C和HSP70。肝臟組織中改變顯著的通路有58個,與熱應(yīng)激有關(guān)的有鈣離子信號通路、多種代謝通路、類固醇化合物的合成和細(xì)胞周期活動等,其中鈣離子信號通路中表達(dá)量顯著改變的基因是TNNC2、PLCG2、EGFR、EDNRA、CACNA1D和ADCY1。腿肌組織中顯著改變的通路有 51個,與熱應(yīng)激相關(guān)的通路有 p53信號通路、MAPK信號通路、細(xì)胞周期和轉(zhuǎn)化生長因子信號途徑,其中在MAPK信號通路中表達(dá)量顯著改變的基因有PRKCB、MAPK8、MAP3K4、FGFR2和FGF。
肝臟組織中參與糖代謝的差異表達(dá)基因有PFKFB4、NSDHL、GALE和LYVE1;腿肌中涉及糖代謝的基因有LYG2和ALDOB。肝臟組織中涉及脂類代謝的差異表達(dá)基因有LSS、HSD17B7、FDPS、DHCR7、DHCR24、NR5A2、FABP4、ANGPTL3和QKI等;腿肌組織中與脂類代謝有關(guān)的差異表達(dá)基因有LIPG、APOB、APOH和AGPAT6。大腦組織中參與蛋白質(zhì)代謝的差異表達(dá)基因主要是XPO1和CNP;肝臟組織中參與蛋白質(zhì)代謝的基因有PSEN1和DHCR24;而在腿肌中參與蛋白質(zhì)代謝的差異表達(dá)基因有XPO1、ARNTL、CDO1和AMD1。熱應(yīng)激處理導(dǎo)致雞3種組織的主要代謝反應(yīng)都發(fā)生了改變,但在不同組織中涉及的差異表達(dá)基因并不相同,表明在熱應(yīng)激條件下,大腦、肝臟和腿肌組織具有不同的基因表達(dá)模式。
圖1 3種組織芯片數(shù)據(jù)的雙向聚類結(jié)果
選擇 10個利用表達(dá)譜芯片檢測到的差異表達(dá)基因,采用實(shí)時定量PCR方法對部分檢測結(jié)果進(jìn)行驗(yàn)證。如圖2所示,大腦、肝臟、腿肌組織中利用表達(dá)譜芯片和實(shí)時熒光定量PCR兩種方法所得的基因表達(dá)結(jié)果的趨勢一致,相關(guān)系數(shù)(r)分別為 0.66(P≤0.037)、0.91(P≤0.0002)、0.91(P≤0.0003),表明表達(dá)譜芯片的檢測結(jié)果可靠。
圖2 表達(dá)譜芯片和實(shí)時熒光定量PCR檢測基因差異表達(dá)倍數(shù)趨勢比較
表2 935個SOM聚類探針數(shù)目情況
在雞3種組織中,HSP25表達(dá)差異較大,在腦組織上調(diào)17.37倍,肝臟組織中上調(diào)25.21倍,腿肌組織中上調(diào) 2.9倍。該基因能夠有效地結(jié)合非天然蛋白并抑制蛋白折疊中間物的聚集[24,25]、抵抗細(xì)胞凋亡、在應(yīng)激中保護(hù)細(xì)胞骨架的穩(wěn)定[26],并能在神經(jīng)膠質(zhì)細(xì)胞中抵抗蛋白酶體抑制劑引起的應(yīng)激[27]。研究發(fā)現(xiàn),HSP25只有在劇烈、致死性熱應(yīng)激條件才能被誘導(dǎo)表達(dá)[28]。雞HSP25能夠抑制細(xì)胞外來物應(yīng)激、侵?jǐn)_導(dǎo)致的蛋白質(zhì)錯誤折疊和聚集[29]。目前研究認(rèn)為,HSP25是一種熱應(yīng)激反應(yīng)標(biāo)志性的蛋白。本研究發(fā)現(xiàn)HSP25在腦組織與肝臟組織的表達(dá)倍數(shù)明顯高于腿肌組織,提示雞在熱應(yīng)激反應(yīng)過程中,腦組織與肝臟組織優(yōu)先做出反應(yīng),之后可能通過其他途徑調(diào)控其在別的組織中出現(xiàn)類似反應(yīng)[30]。
在雞3種組織中HSPH1(Hsp105)顯著上調(diào)表達(dá),在腦組織中上調(diào)2.65倍,肝組織中上調(diào)4.35倍,腿肌組織中上調(diào)7.83倍。HSPH1與Hsp70、Hsp90等熱克休蛋白基因家族成員有相似功能,熱處理細(xì)胞能夠誘導(dǎo)Hsp105表達(dá)量升高[31,32],HSP105蛋白還可影響和抑制超氧化歧化酶突變體的聚集[33]。但HSPH1參與雞熱應(yīng)激反應(yīng)的機(jī)制尚未見報(bào)道。
HSP70表達(dá)量升高是有機(jī)體適應(yīng)外界應(yīng)激環(huán)境的本能反應(yīng)。HSP70和HSP90蛋白作為分子伴侶幫助細(xì)胞內(nèi)重要蛋白的正確折疊、避免降解,從而改善細(xì)胞在逆境脅迫下的生存能力[18,34,35]。本研究發(fā)現(xiàn),雞在熱應(yīng)激條件下,HSP70、HSP90和HSPA5等基因的表達(dá)量升高,其中HSP70mRNA的表達(dá)具有組織特異性,且在腦組織中的表達(dá)量比肝臟和腿肌組織高,與本課題組前期的研究結(jié)果一致[15]。
細(xì)胞凋亡是由基因控制的細(xì)胞自主有序的主動死亡過程[36,37]。半胱天冬蛋白酶(Caspase)在細(xì)胞凋亡過程中起著必不可少的作用,細(xì)胞凋亡實(shí)際上是Caspase不可逆有限水解底物的級聯(lián)放大反應(yīng)過程[38~40]。本研究發(fā)現(xiàn),雞熱應(yīng)激處理組與對照組的大腦組織中有 3個與抗細(xì)胞凋亡相關(guān)的基因表達(dá)量發(fā)生顯著改變(HSPA5、CRYAB和BAG3);肝臟組織中有5個相關(guān)基因表達(dá)量發(fā)生顯著改變(PROK2、EEF1A2、DHCR24、BCL2L1和BAG3);腿肌組織中則有6個相關(guān)基因表達(dá)量發(fā)生顯著改變(SCG2、MITF、MAPK8、EYA1、BAG3和ALB)。BAG3在3種組織中都出現(xiàn)了顯著的差異表達(dá),BAG3能夠協(xié)同BCL-2影響APAF1而起到抑制細(xì)胞凋亡的作用[41,42]。BAG3在熱應(yīng)激或其他應(yīng)激源應(yīng)激時還能與熱應(yīng)激蛋白家族成員形成復(fù)合物而產(chǎn)生對應(yīng)激源的耐受[43],此外BAG3還具有抑制蛋白質(zhì)合成和促進(jìn)蛋白質(zhì)自吞的功能,而該功能同時受到HSF1的調(diào)節(jié)[44,45]。
鈣離子途徑是一種普遍的細(xì)胞內(nèi)信號傳導(dǎo)機(jī)制,機(jī)體受到應(yīng)激或細(xì)胞內(nèi)激素釋放時,鈣離子信號途徑通過鈣調(diào)素(CaM)或蛋白激酶(PKC)同工酶的激活和細(xì)胞核運(yùn)輸調(diào)控DNA的復(fù)制、修補(bǔ)一級細(xì)胞循環(huán)等核事件[46]。研究發(fā)現(xiàn),熱休克能引起細(xì)胞內(nèi)鈣離子濃度發(fā)生改變、觸發(fā)細(xì)胞內(nèi)的鈣離子突然增多,正是通過鈣離子結(jié)合蛋白的轉(zhuǎn)導(dǎo)實(shí)現(xiàn)的,表現(xiàn)為Calmodulin(CaM)鈣調(diào)素蛋白、CaM-相關(guān)蛋白、鈣依賴性蛋白激酶(CDPK)、神經(jīng)鈣蛋白(CBL)和熱休克蛋白的上調(diào)表達(dá)[47~49]。本研究發(fā)現(xiàn),鈣離子信號通路相關(guān)基因的表達(dá)量在 3種組織中都發(fā)生了顯著改變,包括大腦組織中的TNNC2、PLCB1和PRKACB基因,肝臟組織中的TNNC2、CACNA1D、EGFR、ADCY1、EDNRA和PLCG2基因及腿肌組織中的AGTR1和PRKCB基因。研究表明,應(yīng)激時熱休克蛋白可影響鈣離子的穩(wěn)態(tài),調(diào)節(jié)細(xì)胞內(nèi)鈣離子電流,增加或激活鈣調(diào)素蛋白[50~52],而增加鈣離子在細(xì)胞漿內(nèi)的釋放,能夠促進(jìn)細(xì)胞凋亡蛋白的激活而導(dǎo)致細(xì)胞凋亡的發(fā)生[53]。因此,熱休克蛋白能協(xié)同抗細(xì)胞凋亡相關(guān)基因(BAG家族和 Bcl-2家族基因等)發(fā)揮抗細(xì)胞凋亡的功能,而這兩方面的活動相互制約平衡,從而穩(wěn)定機(jī)體內(nèi)環(huán)境。
MAPK(促細(xì)胞有絲分裂蛋白激酶)信號通路是激活生長因子受體下游的重要靶標(biāo)。MAPK信號通路能調(diào)節(jié)細(xì)胞內(nèi)活性,包括基因表達(dá)、細(xì)胞分化、細(xì)胞增殖、細(xì)胞存活和凋亡[54]。Nielsen等[20]利用全基因組表達(dá)芯片檢測了果蠅在微熱處理64 h前后基因的差異表達(dá),發(fā)現(xiàn)果蠅機(jī)體耐熱性與MAPK信號通路內(nèi)的基因表達(dá)量改變有關(guān)。對家豬的研究發(fā)現(xiàn),熱應(yīng)激誘導(dǎo)MAPK信號通路改變,通過小窩細(xì)胞的增殖和遷移,調(diào)節(jié)細(xì)胞損傷修復(fù)和再生,熱應(yīng)激前后豬大腦組織和腿肌組織中MAPK信號通路中改變的基因有 9個(PRKACB、PPM1B、MEF2C、HSP70、PRKCB、MAPK8、MAP3K4、FGFR2和FGF)。這些基因分別在細(xì)胞分化、細(xì)胞增殖、細(xì)胞存活和凋亡等生物學(xué)過程中具有重要功能,對機(jī)體細(xì)胞抗熱應(yīng)激起著積極的作用[55]。
本研究在全基因組水平上對雞熱應(yīng)激的分子機(jī)制進(jìn)行了初步探索。在熱應(yīng)激時,雞大腦、肝臟和腿肌組織具有不同的基因表達(dá)模式。HSP25、HSPH1、PDK4、BAG3和ID1在3種組織中均表現(xiàn)為顯著的上調(diào)或下調(diào)表達(dá),揭示這些基因在雞的熱應(yīng)激反應(yīng)中具有重要的功能。
[1]St-Pierre NR, Cobanov B, Schnitkey G. Economic losses from heat stress by US livestock industries.J Dairy Sci,2003, 86(Suppl.): E52–E77.
[2]Rozenboim I, Tako E, Gal-Garber O, Proudman JA, Uni Z.The effect of heat stress on ovarian function of laying hens.Poult Sci, 2007, 86(8): 1760–1765.
[3]Tang S, Yu JM, Zhang M, Bao ED. Effects of different heat stress periods on various blood and meat quality parameters in young Arbor Acer broiler chickens.Can J Anim Sci,2013, 93(4): 453–460.
[4]Garriga C, Hunter RR, Amat C, Planas JM, Mitchell MA,Moretó M. Heat stress increases apical glucose transport in the chicken jejunum.Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol, 2006, 290(1): R195–R201.
[5]Mujahid A, Yoshiki Y, Akiba Y, Toyomizu M. Superoxide radical production in chicken skeletal muscle induced by acute heat stress.Poult Sci, 2005, 84(2): 307–314.
[6]Siddegowda YKB, Leo MDM, Kumar D, Hooda OK, Prakash VR, Mishra SK. Influence of heat stress on the reactivity of isolated chicken carotid artery to vasoactive agents.Exp Physiol, 2007, 92(6): 1077–1086.
[7]Yang L, Tan GY, Fu YQ, Feng JH, Zhang MH. Effects of acute heat stress and subsequent stress removal on function of hepatic mitochondrial respiration, ROS production and lipid peroxidation in broiler chickens.Comp Biochem Physiol, 2010, 151(2): 204–208.
[8]Gross WG, Siegel HS. Evaluation of the heterophil/lymphocyte ratio as a measure of stress in chickens.Avian Dis,1983, 27(4): 972–979.
[9]Khajavi M, Rahimi S, Hassan ZM, Kamali MA, Mousavi T. Effect of feed restriction early in life on humoral and cellular immunity of two commercial broiler strains under heat stress conditions.Br Poult Sci, 2003, 44(3):490–497.
[10]Bridle BW, Julian R, Shewen PE, Vaillancourt JP, Kaushik AK. T lymphocyte subpopulations diverge in commercially raised chickens.Can J Vet Res, 2006, 70(3): 183–190.
[11]Al-Aqil A, Zulkifli I. Changes in heat shock protein 70 expression and blood characteristics in transported broiler chickens as affected by housing and early age feed restriction.Poult Sci, 2009, 88(7): 1358–1364.
[12]Lei L, Hepeng L, Xianlei L, Hongchao J, Hai L, Sheikhahmadi A, Yufeng W, Zhigang S. Effects of acute heat stress on gene expression of brain-gut neuropeptides in broiler chickens (Gallus gallus domesticus).J Anim Sci, 2013,91(11): 5194–5201.
[13]Han AY, Zhang MH, Zuo XL, Zheng SS, Zhao CF, Feng JH, Cheng C. Effect of acute heat stress on calcium concentration, proliferation, cell cycle, and interleukin-2 production in splenic lymphocytes from broiler chickens.Poult Sci, 2010, 89(10): 2063–70.
[14]Leandro NSM, Gonzales E, Ferro JA, Ferro MI, Givisiez PE, Macari M. Expression of heat shock protein in broiler embryo tissues after acute cold or heat stress.Mol Reprod,2004, 67(2): 172–177.
[15]Zhen FS, Du HL, Xu HP, Luo QB, Zhang XQ. Tissue and allelic-specific expression of hsp70 gene in chickens: basal and heat-stress-induced mRNA level quantified with real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction.br Poult Sci, 2006, 47(4): 449–455.
[16]Sohn SH, Subramani VK, Moon YS, Jang IS. Telomeric DNA quantity, DNA damage, and heat shock protein gene expression as physiological stress markers in chickens.Poult Sci, 2012, 91(4): 829–836.
[17]Gu XH, Hao Y, Wang XL. Overexpression of heat shock protein 70 and its relationship to intestine under acute heat stress in broilers: 2. Intestinal oxidative stress.Poult Sci,2012, 91(4): 790–799.
[18]Horowitz M, Eli-Berchoer L, Wapinski L, Friedman N,Kodesh E. Stress-related genomic responses during the course of heat acclimation and its association with ischemic-reperfusion cross tolerance.J Appl Physiol, 2004,97(4): 1496–1507.
[19]Bhusari S, Hearne LB, Spiers DE, Lamberson WR, Antoniou E. Transcriptional profiling of mouse liver in response to chronic heat stress.J Therm Biol, 2008, 33(3):157–167.
[20]Nielsen MM, S?rensen JG, Kruh?ffer M, Justesen J,Loeschcke V. Phototransduction genes are up-regulated in a global gene expression study of Drosophila melanogaster selected for heat resistance.Cell Stress Chaperones,2006, 11(4): 325–333.
[21]Yu J, Yin P, Liu FH, Cheng GL, Guo KJ, Lu A, Zhu XY,Luan WL, Xu JQ. Effect of heat stress on the porcine small intestine: A morphological and gene expression study.Comp Biochem Physiol, 2010, 156(1): 119–128.
[22]Altincicek B, Elashry A, Guz N, Grundler FM, Vilcinskas A, Dehne HW. Next generation sequencing based transcriptome analysis of septic-injury responsive genes in the beetle Tribolium castaneum.PLoS ONE, 2013, 8(1):e52004.
[23]Landis G, Shen J, Tower J. Gene expression changes in response to aging compared to heat stress, oxidative stress and ionizing radiation in Drosophila melanogaster.Aging,2012, 4(11): 768–789.
[24]Haslbeck M. sHsps and their role in the chaperone network.Cell Mol Life Sci, 2002, 59(10): 1649–1657.
[25]Bauer NG, Richter-Landsberg C. The dynamic instability of microtubules is required for aggresome formation in oligodendroglial cells after proteolytic stress.J Mol Neurosci, 2006, 29(2): 153–168.
[26]Gusev NB, Bogatcheva NV, Marston SB. Structure and properties of small heat shock proteins (sHsp) and their interaction with cytoskeleton proteins.Biochemistry(Mosc),2002, 67(5): 511–519.
[27]Goldbaum O, Riedel M, Stahnke T, Richter-Landsberg C.The small heat shock protein HSP25 protects astrocytes against stress induced by Proteasomal inhibition.Glia,2009, 57(14): 1566–1577.
[28]Vertii A, Hakim C, Kotlyarov A, Gaestel M. Analysis of properties of small heat shock protein Hsp25 in MAPK~activated protein kinase 2 (MK2)~deficient cells -MK2-dependent insolubilization of Hsp25 oligomers correlates with susceptibility to stress.J Biol Chem, 2006, 281(37):26966–26975.
[29]Katoh Y, Fujimoto M, Nakamura K, Inouye S, Sugahara K,Izu H, Nakai A. Hsp25, a member of the Hsp30 family,promotes inclusion formation in response to stress.FEBS Lett, 2004, 565(1–3): 28–32.
[30]Ji B, Ernest B, Gooding JR, Das S, Saxton AM, Simon J,Dupont J, Métayer-Coustard S, Campagna SR, Voy BH.Transcriptomic and metabolomic profiling of chicken adipose tissue in response to insulin neutralization and fasting.BMC Genomics, 2012, 13(1): 441–456.
[31]Hendrick JP, Hartl F. Molecular Chaperone Functions of Heat-Shock Proteins.Annu Rev Biochem, 1993, 62(1):349–384.
[32]Samali A, Orrenius S. Heat shock proteins: regulators of stress response and apoptosis.Cell Stress Chaperones,1998, 3(4): 228–236.
[33]Yamashita H, Kawamata J, Okawa K, Kanki R, Nakamizo T, Hatayama T, Yamanaka K, Takahashi R, Shimohama S.Heat-shock protein 105 interacts with and suppresses aggregation of mutant Cu/Zn superoxide dismutase: clues to a possible strategy for treating ALS.J Neurochem, 2007,102(5): 1497–1505.
[34]Pratt WB, Toft DO. Steroid receptor interactions with heat shock protein and immunophilin chaperones.Endocr Rev,1997, 18(3): 306–360.
[35]Hartl FU. Molecular chaperones in cellular protein folding.Nature, 1996, 381 (6583): 571–580.
[36]Iwamoto S, Koike Y, Hosomichi K, Hara H, Yoshida Y,Ogawa H, Hanzawa K. Identification of cDNA for the HSPA2, HSPA5 and HSPA8 orthologs of the heat shock protein 70 family from guinea fowl (Numida meleagris).Anim Sci J, 2005, 76(5): 519–524.
[37]Raff MC. Social controls on cell survival and cell death.Nature, 1992, 356(6368): 397–400.
[38]Thompson CB. Apoptosis in the pathogenesis and treatment of disease.Science, 1995, 267(5203): 1456–1462.
[39]呂翠仙, 樊廷俊, 胡國斌, 叢日山. 凋亡誘導(dǎo)因子與細(xì)胞凋亡. 生物化學(xué)與生物物理學(xué)報(bào), 2003, 35(10): 881–885.
[40]樊廷俊, 夏蘭, 韓貽仁. 線粒體與細(xì)胞凋亡. 生物化學(xué)與生物物理學(xué)報(bào), 2001, 33(1): 7–12.
[41]Launay S, Hermine O, Fontenay M, Kroemer G, Solary E,Garrido C. Vital functions for lethal caspases.Oncogene,2005, 24(33): 5137–5148.
[42]Liao Q, Ozawa F, Friess H, Zimmermann A, Takayama S,Reed JC, Kleeff J, Büchler MW. The anti-apoptotic protein BAG-3 is overexpressed in pancreatic cancer and induced by heat stress in pancreatic cancer cell lines.FEBS Lett, 2001, 503(2–3): 151–157.
[43]Romano MF, Festa M, Pagliuca G, Lerose R, Bisogni R,Chiurazzi F, Storti G, Volpe S, Venuta S, Turco MC, Leone A. BAG3 protein controls B-chronic lymphocytic leukaemia cell apoptosis.Cell Death Differ, 2003, 10(3): 383–385.
[44]Takayama S, Bimston DN, Matsuzawa S, Freeman BC,Aime-Sempe C, Xie Z, Morimoto RI, Reed JC. BAG-1 modulates the chaperone activity of Hsp70/Hsc70.EMBO J, 1997, 16(16): 4887–4896.
[45]Carra S. The stress-inducible HspB8-Bag3 complex induces the elF2α kinase pathway: Implications for protein quality control and viral factory degradation?Autophagy,2009, 5(3): 428–429.
[46]龐楓, 龔興國. 細(xì)胞內(nèi)信號分子傳導(dǎo)的研究進(jìn)展. 生物化學(xué)與生物物理進(jìn)展, 2000, 27(1): 24–28.
[47]Liu HT, Li B, Shang ZL, Li XZ, Mu RL, Sun DY, Zhou RG. Calmodulin is involved in heat shock signal transduction in wheat.Plant Physiol, 2003, 132(3): 1186–1195.
[48]Takatsuji H, Mori M, Benfey PN, Ren L, Chua NH. Characterization of a zinc finger DNA-binding protein expressed specifically in Petunia petals and seedlings.EMBO J,1992, 11(1): 241–249.
[49]Chen YC, Kao YH., Huang CF, Cheng CC, Chen YJ, Chen SA. Heat stress responses modulate calcium regulations and electrophysiological characteristics in atrial myocytes.J Mol Cell Cardiol, 2010, 48(4): 781–788.
[50]Franceschelli S, Rosati A, Lerose R, De Nicola S, Turco MC, Pascale M. Bag3 gene expression is regulated by heat shock factor1.J Cell Physiol, 2008, 215(3): 575–577.
[51]Szigeti G, Bányász T, Magyar J, K?rtvély á, Szigligeti P,Kovács L, Jednákovits A, Nánási PP. Effects of bimoclomol, the novel heat shock protein coinducer, in dog ventricular myocardium.Life Sci, 2000, 67(1): 73–79.
[52]Magyar J, Bányász T, Szigligeti P, K?rtvély A, Jednákovits A, Nánási PP. Electrophysiological effects of bimoclomol in canine ventricular myocytes.Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol, 2000, 361(3): 303–310.
[53]Liu J, Kam KW, Borchert GH, Kravtsov GM, Ballard HJ,Wong TM. Further study on the role of HSP70 on Ca2+homeostasis in rat ventricular myocytes subjected to simulated ischemia.Am J Physiol Cell Physiol, 2006, 290(2):C583–C591.
[54]Tantral L, Malathi K, Kohyama S, Silane M, Berenstein A,Jayaraman T. Intracellular calcium release is required for caspase-3 and -9 activation.CellBiochem Funct, 2004,22(1): 35–40.
[55]Sompallae R, Stavropoulou V, Houde M, Masucci MG.The MAPK Signaling Cascade is a central hub in the regulation of cell cycle, apoptosis and cytoskeleton remodeling by tripeptidyl-peptidase II.Gene Regul Syst Biol,2008, 24(2): 253–265.