茆達干 郭南南 鄺美倩

（南京農(nóng)業(yè)大學動物科技學院，南京 210095）

PGF2α誘導的早期反應基因參與黃體退化的研究進展

茆達干 郭南南 鄺美倩

（南京農(nóng)業(yè)大學動物科技學院，南京 210095）

哺乳動物卵巢黃體的存留對母畜生殖活動具有重要的作用。前列腺素F2α（PGF2α）是哺乳動物的主要溶黃體因子，通過與其受體結合，激活一系列早期反應基因，進而誘導黃體的功能性（孕酮水平下降）和結構性退化（細胞程序性死亡）。雖然PGF2α已被廣泛應用于動物的同期發(fā)情、分娩控制和繁殖障礙治療等方面，但其溶解黃體的分子機制尚未完全明確。綜述了PGF2α受體及其誘導的早期反應基因參與卵巢黃體退化的研究進展，旨在為進一步研究PGF2α誘導黃體退化的分子機制提供理論依據(jù)。

PGF2α；早期反應基因；黃體退化

哺乳動物卵巢黃體在調控動物繁殖機能方面具有至關重要的作用。動物未妊娠的情況下，卵巢黃體即退化，新一輪的發(fā)情方可啟動；而妊娠期間黃體退化即可導致胚胎死亡或流產(chǎn)。長期以來，人們圍繞黃體退化現(xiàn)象展開了廣泛的研究，試圖解釋黃體退化的分子機制。目前普遍認為，黃體退化分為功能性退化（孕酮水平下降）和結構性退化（細胞程序性死亡）［1］。前列腺素F2α（prostaglandin F2α，PGF2α，PGF）作為哺乳動物的主要溶黃體因子，早在40 多年前即被發(fā)現(xiàn)，目前廣泛應用于家畜的同期發(fā)情、誘導分娩和繁殖障礙治療等方面［2，3］。PGF與其受體（prostaglandin F receptor，PTGFR）結合，可誘導黃體組織多種基因包括早期反應、類固醇生成、免疫和血管生成等相關基因的變化［4-8］，但其溶解黃體的具體分子機制尚未完全明確。本文綜述了PGF2α的受體及PGF2α誘導的早期反應基因參與黃體退化的分子機制研究進展，以期為進一步研究卵巢黃體退化的分子機制提供理論依據(jù)。

1 PGF2α受體對黃體退化的影響

PGF2α需與PGF2α受體結合才能調節(jié)黃體功能。 PTGFR是具有7個跨膜結構域的G蛋白-偶聯(lián)受體。假孕小鼠卵巢黃體在第11和13天出現(xiàn)細胞凋亡現(xiàn)象，同時PGF2α受體mRNA水平也達到峰值［9］。Rao等［10］指出，牛在發(fā)情周期d3-d13期間，PGF2α以逐步增加的趨勢結合到黃體細胞的細胞膜上。豬的卵巢黃體在發(fā)情周期全期均存在PTGFR，盡管豬的黃體退化敏感性或溶解能力（luteolytic capacity）發(fā)生在發(fā)情周期的13 d（相較于其他哺乳動物較遲）以后，但在發(fā)情周期的第5 天，卵巢黃體上的PTGFR濃度就足以引起黃體細胞對PGF產(chǎn)生反應［11］。Sakamoto等［12］研究表明，在牛黃體中PTGFR全長存在剪接變異體。這些PTGFR異構體分為兩種類型，I型包括α、β和γ，而II型包括δ、ε和ζ。I型異構體具有完整的7個跨膜區(qū)域，而II型異構體則是缺乏跨膜結構域VII和全長PTGFR在細胞內可以抑制C末端活性的截短結構。與全長PTGFR mRNA的表達相似，PTGFRα和PTGFRζ的mRNA表達水平在黃體發(fā)育的早期和中期上調，PTGFRζ mRNA水平在黃體退化時降低，而PTGFRα mRNA并沒有減少。在PGF2α誘導的黃體溶解過程中，全長PTGFR、PTGFRα和PTGFRζ的mRNA水平迅速下調，而PTGFR蛋白則在12 h后才減少。另外，由于環(huán)氧化酶是由花生四烯酸合成PG的限速酶，利用小分子RNA干擾技術沉默全長PTGFR能夠抑制PGF2α刺激的環(huán)氧化酶-2 mRNA的上調，從而抑制了孕酮的合成。研究表明，即使敲除全長PTGFR，PGF2α也可以誘導血管內皮生長因子A（VEGFA）mRNA，提示VEGFA可能是通過其他PTGFR亞型誘導的。也有研究認為I型受體，如PTGFRα，擁有完整的7個跨膜段，PGF2α的信號可能由PTGFRα轉移從而誘導VEGFAs［13］。然而，PGF2α能誘導轉染全長PTGFR細胞中的蛋白激酶C活性，而在轉染PTGFRζ細胞中沒有檢測到PKC活性［11］，提示PTGFR的各亞型可能發(fā)揮不同的作用?？傊?，在發(fā)情周期牛黃體細胞PTGFR蛋白不斷的表達，提示PGF2α可以在整個發(fā)情周期都發(fā)揮作用。此外，在牛黃體中PTGFR的亞型均有表達，但是在黃體溶解期間，PGF2α是通過全長PTGFR還是通過PTGFR異構體對黃體產(chǎn)生影響仍然無全面研究。

關于PTGFR在黃體組織中的定位，已有的研究結果顯示PTGFR主要定位于黃體類固醇生成細胞，但在血管內皮細胞中的研究結果則不盡相同。Shirasun等［14］研究顯示在黃體內皮細胞中存在PGF受體的表達，Liptak等［15］研究顯示黃體內皮細胞中不存在PGF受體的表達，Mao等［6］利用牛的血管內皮細胞系研究顯示內皮細胞對PGF無反應性，因而內皮細胞上可能沒有PTGFR的表達。PTGFR在內皮細胞中的不同表達結果可能是緣于黃體中存在多種類型的內皮細胞［16］。

2 PGF2α誘導的早期反應基因參與黃體退化的分子機制

黃體化的卵泡細胞獲得對PGF的反應性通過PTGFR實現(xiàn)。在黃體中，PGF2α與其同源受體結合后，激活與膜結合的磷脂酶-C（PLC），磷脂酰肌醇-4，5-二磷酸（PIP2）在PLC作用下水解生成二酰基甘油（DAG）和三磷酸肌醇（IP3）。IP3能夠促進細胞內Ca2+的釋放，在磷脂代謝中間產(chǎn)物DAG的作用下，激活蛋白激酶C（protein kinase C，PKC）。體內外實驗表明，PTGFR激活可迅速誘導Ca2+釋放和PKC及Raf-MEK-Erk的激活，這些早期事件可激活MAPK（mitogen-activated protein kinases）信號通路，包括ERK1/2（extracellular-regulated kinases 1/2），p38MAPK 和JNK（c-JUN N terminal kinase）［17］，隨之激活多種轉錄因子，尤其是活化的ERK信號可誘導早期反應基因如FOS、JUN、NR4A1、EGR1和ATF3的表達［18，19］。PGF亦可通過活化NF-κB（nuclear factor-kappa B）促進假孕大鼠黃體前列腺素合成酶2的表達，進而促進黃體細胞進一步合成PGF［20］。通過ERK和p70S6K途徑，PGF可抑制IGF-1誘導的IRS1/PI3K/AKT信號通路，從而降低牛黃體細胞對IGF-1的反應性［21］。PGF能增加牛黃體eNOS的生成，從而抑制孕酮的分泌［14，22］。黃體退化的可能分子機制，見圖1。

2.1 EGR1

2.1.1 Egr1的結構 早期生長反應基因1（early growth response 1，EGR1）是早期生長反應基因家族成員之一。該家族包括4個成員：EGR1（又稱為KROX-24、TIS8、ZIF268和NGFI-A）、EGR2（KROX-24）、EGR3（PILOT）和EGR4（NGF-IC），它們都含有3個特定的Cys2-Hys2鋅指結構，可以識別并結合富含GC-DNA 的序列。Egr家族基因的結構，見圖2［23］。其中Egr2和Egr3最接近，其次是Egr1，而Egr4最遠。鋅指結構域在4 個成員間最為保守，兩個基本結構域在前3個成員間保守，C端的基本結構域也存在Egr4中?；プ鹘Y構域存在于前3個成員中。Egr1基因定位于5p31，長2.1 kb，編碼3.3 kb成熟的mRNA和543AA。

圖1 卵巢黃體退化的分子機制示意圖

圖2 Egr的基因結構

2.1.2 Egr1的生物學功能 EGR1通過激活或是抑制靶基因的表達實現(xiàn)其生物學功能，其活化的過程是許多炎癥相關性疾病的發(fā)生發(fā)展的重要環(huán)節(jié)［24］。EGR1通過影響細胞的增殖和凋亡參與誘導細胞的轉化和腫瘤的形成。EGR1在雌性生殖系統(tǒng)中發(fā)揮重要作用。利用hCG處理母牛，結果發(fā)現(xiàn)處理后6 h卵泡中的Egr1表達量明顯上調，進一步利用Forsklin處理顆粒細胞，Egr1表達顯著升高，且過表達Egr1可誘導PGHS-2、PGES、PGE2受體和LHR等轉錄水平上調，提示EGR1在排卵過程中具有潛在作用［25］。作為早期反應基因，EGR1的激活反應涉及到MAPK家族中的ERK1/2及JNK和p38MAPK 3個成員，尤其是可被ERK1/2激活快速上調。

2.1.3 Egr1在黃體中的表達 近期研究發(fā)現(xiàn)，EGR1可被誘導在黃體組織中表達。Sayasith等［25］利用hCG處理母牛，結果發(fā)現(xiàn)處理后6 h黃體組織中的Egr1表達顯著上調。Atli等［26］利用PGF對牛進行重復處理研究相關基因的表達模式，結果發(fā)現(xiàn)，PGF重復處理4次后的黃體和處理2次黃體退化者的Egr1 mRNA水平上調7倍，而重復2次處理黃體未退化者的Egr1 mRNA水平則平均上調5倍。Hou等［18］利用PGF處理母牛的體內外實驗發(fā)現(xiàn)，PGF處理1 h后即誘導牛黃體組織EGR1蛋白表達的上調，EGR1蛋白主要定位于黃體細胞的核中，PMA亦可誘導黃體細胞表達EGR1蛋白，PGF誘導的EGR1表達依賴于鈣離子和PKC路徑，且EGR1的表達受到MEK1/ERK的調控。為了進一步研究Egr1的作用，采用黃體細胞過表達Egr1和PMA處理，結果發(fā)現(xiàn)，EGR1可能是通過作用于轉化生長因子TGFB1抑制LH介導的孕酮分泌。

2.2 ATF3

2.2.1 ATF3的結構 激活轉錄因子3（activating transcription factor 3，ATF3）是轉錄因子ATF/CREB家族成員之一，是Hai等［27］用DNA探針在血清誘導的HeLa細胞cDNA庫中首次分離出的，定位于染色體1q32.3，大約56 kb，包含6個外顯子（圖3）。體外實驗表明人類ATF3基因具有兩個啟動子（P1）［28］。ATF3全長包括181個氨基酸，分子量為22 kD［29］，其中40-84 aa肽段有轉錄抑制活性，堿性亮氨酸拉鏈區(qū)（88-147 aa）是二聚物形成和特異DNA 結合所必需的。盡管很多證據(jù)都表明應激會誘導ATF3的迅速表達，但有關ATF3的作用機制了解甚少。瞬時轉染和體外轉錄分析表明，ATF3同二聚體會抑制轉錄；然而，ATF3可以與Gadd153或其他蛋白質形成異二聚體激活轉錄。ATF3的長亞型最初被認為會同型二聚體化從而抑制ATF-結合元件啟動子的轉錄。ATF3可以與其他ATF/CREB成員（ATF2、c-Jun、Jun B和Jun D）形成二聚體，這些異二聚體既可以激活轉錄也可以抑制轉錄。ATF3ΔZip，作為ATF3 cDNA的一個可變剪接體，編碼一個缺乏亮氨酸拉鏈二聚體化功能域的截短亞型。ATF3ΔZip即使不結合DNA也會誘導轉錄，很可能是由于成功抑制了抑制性輔助因子結合基因啟動子所致。因此，ATF3基因的可變剪接體很可能對靶基因的調節(jié)具有重要的生理學作用。

圖3 ATF3的基因結構

2.2.2 ATF3的生物學功能 ATF3基因表達可以被多種細胞外信號所誘導，包括炎癥趨化因子類、生長因子、激素、DNA損傷、營養(yǎng)缺失、細胞因子類、缺氧及內質網(wǎng)應激。盡管ATF3早就被認為是應激反應基因，最近一些報道揭示了ATF3參與到更廣泛的適應性反應中，如環(huán)境、情緒和營養(yǎng)的改變［30］。在靜息狀態(tài)下，ATF3在大部分健康組織中均有低水平的表達，并可被一系列應激信號快速誘導，它的異常表達可能會參與炎性疾病、免疫性疾病和癌癥的發(fā)生［31，32］。另外，ATF3可以調節(jié)并控制細胞的增殖、凋亡及發(fā)病相關的下游基因。已有研究表明，ATF3的啟動子區(qū)存在眾多的轉錄因子結合位點，如AP-1、ATF/CRE、NFκB、E2F、MYC/MAX、EGR1、C/EBP和 SMAD蛋白，激活MAPK通路亦可誘導ATF3的表達。Lu等［32］發(fā)現(xiàn)在茴香霉素作用下p38信號通路具有促凋亡作用，而ATF3是其功能上的重要靶標，但其中的作用機制還未明確。

2.2.3 ATF3在黃體中的表達 近來，有研究表明ATF3在卵巢黃體上可被誘導表達。Mondal等［4］應用PGF2α對處于發(fā)情周期第4天（早期）和第11天（中期）的肉牛進行處理。盡管在早期和中期，PGF處理均引起ATF3 mRNA水平的上調，但只有在發(fā)情周期中期處理PGF2α時，ATF3蛋白水平才明顯上調，提示ATF3有可能參與卵巢黃體退化。

隨后，Mao等［6］通過體內外實驗相對更深入的研究了ATF3在牛黃體退化中的作用。應用PGF處理發(fā)情周期中期的肉牛，結果處理2 h后的ATF3蛋白水平明顯上調，且表達至少持續(xù)至處理后4 h，ATF3主要定位于大黃體細胞的細胞核內。為了研究ATF3在黃體退化中的可能作用，對黃體組織進行細胞分離，而后利用PGF和TNFα分別處理黃體類固醇生成細胞和血管內皮細胞系，結果發(fā)現(xiàn)PGF處理僅在大黃體細胞中誘導了ATF3的表達，而TNFα處理則在大、小黃體細胞和內皮細胞中均誘導了ATF3的表達。與體內實驗一致，細胞免疫熒光顯示ATF3定位于黃體細胞的細胞核中。由于ATF3在大、小黃體細胞中均有表達，因此應用ATF3過表達大、小黃體細胞，結果過表達ATF3抑制了LH介導的孕酮分泌水平和CRE介導的啟動子的轉錄活性，而對LH刺激4 h的孕酮合成通路的關鍵調節(jié)因子如StAR、P450scc和HSD3B及細胞凋亡則無影響。因此，ATF3可能在PKA信號通路的下游，在膽固醇轉化為孕酮之前影響促性腺激素誘導的孕酮分泌。

Guo等［19］利用假孕大鼠研究發(fā)現(xiàn)，與牛黃體ATF3表達有所不同的是，雖然PGF處理2 h后也誘導了大鼠黃體組織ATF3的表達，但PGF誘導的大鼠黃體組織ATF3似乎在大、小黃體細胞的核上均有表達。究其原因可能由于牛和大鼠的黃體細胞對PGF的反應性不同，且大鼠和牛黃體組織中大、小黃體細胞的來源和比例不同造成。Nelson等［33］研究發(fā)現(xiàn)大鼠黃體組織的大、小黃體細胞數(shù)量基本相等，而O'Shea等［34］研究發(fā)現(xiàn)牛的大、小黃體細胞的數(shù)量之比則高達到1∶8。

同樣，PGF誘導的牛大黃體細胞ATF3的表達受到MAPK的調控，因為MAPK通路（ERK1/2、JNK和p38）抑制劑兩兩聯(lián)合處理可顯著抑制ATF3的表達［6］。盡管MAPK通路（ERK1/2、JNK和p38）抑制劑單獨處理牛體外黃體細胞沒有引起顯著的抑制效應，但PGF處理引起了牛黃體細胞MAPK通路的3個成員的強表達，而體內處理大鼠引起了ERK1/2和JNK的表達，但與ATF3表達的關系還不甚清楚，因為免疫組織化學結果顯示ATF3均勻地表達于黃體組織的外周和中心區(qū)域，而磷酸化的ERK1/2表達則是從黃體的外周向中心逐漸減弱，這或許是由于檢測（處理后30 min的ERK1/2和2 h的ATF3）或因子活性作用的時間點不同，但也進一步提示MAPK通路可能通過作用于其他的下游因子（如Nur77）等發(fā)揮溶解黃體的作用。然而，PGF誘導的ATF3在黃體細胞中的作用也有可能通過其它通路，如細胞因子TNFα誘導而參與卵巢黃體的退化過程。

2.3 NR4A1

2.3.1 NR4A1的結構 核受體NR4A1（Nuclear receptor subfamily 4，group A，member 1，又稱為Nur-77，NGFI-B），屬于類固醇/甲狀腺素受體超家族的一員，最初在嗜鉻細胞瘤細胞和成纖維細胞中，神經(jīng)生長因子及血清能夠快速激活該基因表達。后來的研究發(fā)現(xiàn)，在成年嚙齒動物的腎上腺、甲狀腺、垂體、卵巢等多種器官均有NR4A1的表達。Liu等［35］克隆了豬的NR4A1基因，該基因包含6個外顯子和5個內含子，初步研究表明內含子5 的A/G突變與窩產(chǎn)仔數(shù)有關，且該基因在豬卵巢、子宮、腎臟和心臟中呈現(xiàn)高表達。

NR4A1是核受體4A家族成員之一。該家族包括3 個成員：NR4A1、NR4A2（Nurr1）和NR4A3（NOR-1）。它們擁有十分相似的基因組結構，均有3個基本的功能結構域：C末端的配體結合域（LBD）（同源性60%）、中間的DNA結合域（DBD）（同源性91%-95%）和N末端的轉錄激活域（AF-1）（同源性20%-30%）。作為轉錄因子，它們可作為單體結合到DNA中的NBREs（NGFI-B反應元件：AAAGGTCA）上，也可以以同二聚體的形式結合到NurRE（Nur 反應元件）（TGATATTTX6AAATGCCA）上。而Nur77和Nurr1（但不是NOR-1）可以與RXR結合以異二聚體的形式結合到DR5元件（GGTTCAX5AGGTCA）調節(jié)維甲酸信號通路。已有報道，Nur77可以結合并激活NBRE和NurRE序列報告基因的轉錄，而不需要額外信號輸入。由于NR4A蛋白沒有已知的配體，故被歸類為孤兒受體，并且現(xiàn)在有很多證據(jù)表明，它們參與生理功能并不需要配體的結合，是真正的孤兒受體。Nur77的配體結合結構域的功能目前還不清楚，但可能涉及二聚化或輔因子的募集。由于NR4A核受體家族并不依賴于配體發(fā)揮作用，故體內NR4A轉錄或翻譯后修飾等受到控制是可能存在的。例如，磷酸化ERK1/2會影響Nur77的定位，而在Nur77中絲氨酸Ser350的磷酸化則會抑制Nur77的轉錄活性。

2.3.2 NR4A1的生物學功能 作為早期反應基因，NR4A1具有對細胞環(huán)境感知和迅速反應的能力，其表達可被寒冷、生長因子、鈣離子、細胞因子、肽類激素、脂肪酸、神經(jīng)遞質及物理刺激等快速誘導，與炎癥反應、動脈粥樣硬化、糖脂代謝、類固醇生成及細胞凋亡等密切相關［36-40］。在類似的刺激下，Nurr1和NOR-1的轉錄也可以像Nur77一樣上調。NR4A1作為關鍵的轉錄因子對性腺甾體激素生成酶基因具有重要的調控作用。NR4A1可以激活睪丸間質細胞相關基因，如人HSD3B2、大鼠Cyp17及小鼠Star基因等雄激素合成基因表達［41］，從而促進雄激素的合成；抑制人卵巢顆粒細胞芳香化酶基因CYP19A1的轉錄［42］，導致雌激素合成下降；刺激人排卵時顆粒細胞HSD3B2轉錄，導致孕酮的合成增加［43］；刺激小鼠卵泡膜細胞Star、Cyp11a1、Cyp17和Hsd3b2的表達，促進睪酮的分泌［44］。NR4A1作為早期反應基因，還參與細胞的有絲分裂過程，在細胞存活和凋亡中亦發(fā)揮重要作用。已經(jīng)證實NR4A1是一種前存活蛋白（pro-survival），但NR4A1也可引起細胞的凋亡。產(chǎn)生這兩種后果的原因是或激活存活和凋亡基因，或越位至細胞質，作用于線粒體，與Bcl-2結合引起凋亡［45］。因此，NR4A1控制癌細胞的存活決定于其亞細胞定位。NR4A家族定位在細胞核中發(fā)揮轉錄活性，定位于線粒體中可以通過更直接的機制誘導凋亡［46］。

2.3.3 NR4A1在黃體中的表達 研究發(fā)現(xiàn)人和大鼠卵巢卵泡和黃體中均有NR4A1的表達［43］。大鼠卵巢NR4A1主要表達于卵泡膜細胞和黃體細胞的胞質中，且成熟卵泡表達量高于生長卵泡，新鮮黃體細胞表達量最高，提示核受體NR4A1與卵泡的發(fā)育、成熟、閉鎖、黃體的萎縮相關。亦有研究表明，卵巢黃體NR4A1可被PGF誘導上調。Atli等［26］利用PGF重復處理母牛研究相關基因的表達模式，結果PGF重復處理4次后的黃體組織NR4A1上調16倍之多，PGF處理2次黃體退化者的則上調16倍左右，而處理2 次黃體未退化者則上調7倍。Stocco等［47］利用PGF處理妊娠末期大鼠，結果誘導了NR4A1表達，促進了大鼠20α類固醇脫氫酶的轉錄，進而使孕酮代謝為20α二氫孕酮。進一步研究發(fā)現(xiàn)，NR4A1作用于大鼠黃體細胞20α-HSD啟動子上游-1599/-1606處。同樣，Sudeshna等［48］對水牛的實驗表明，PGF2α處理誘導了NR4A1的表達，但并沒有引起20α類固醇脫氫酶表達的上調，推測NR4A1可能通過引起細胞凋亡而促進水牛黃體的結構性退化。

3 總結

雌性動物的繁殖機能受到環(huán)境、營養(yǎng)和遺傳等因素的影響，這些因素從不同角度影響機體的內分泌，從而對卵巢黃體的形成、發(fā)育和退化產(chǎn)生影響。黃體的存留對母畜生殖活動的調控具有重要的作用，黃體退化需要一系列細胞信號級聯(lián)事件應對黃體功能和形態(tài)的改變。而早期反應基因是聯(lián)系細胞生化改變與細胞最終對刺激發(fā)生特異性反應的中介物，其不僅參與細胞的正常生長、分化過程，而且也參與細胞內信息傳遞過程和細胞的能量代謝過程，因此在母畜卵巢黃體退化過程中起著極為重要的作用。研究早期反應基因的功能有助于揭示黃體退化的分子機制，深入了解母畜性腺機能的調控機理，對提高母畜繁殖力，促進可持續(xù)發(fā)展具有重要意義。

［1］ Davis JS， Rueda BR. The corpus luteum：an ovarian structure with maternal instincts and suicidal tendencies［J］. Front Biosci， 2002，7：1949-1978.

［2］ McCracken JA， Glew ME， Scaramuzzi RJ. Corpus luteum regression induced by prostagland in F2-alpha［J］. J Clin Endocrinol Metab，1970， 30（4）：544-546.

［3］ Stocco C， Telleria C， Gibori G. The molecular control of corpus luteum formation， function， and regression［J］. Endocr Rev， 2007，28（1）：117-149.

［4］ Mondal M， Schilling B， Folger J， et al. Deciphering the luteal transcriptome：potential mechanisms mediating stage-specific luteolytic response of the corpus luteum to prostaglandin F（2）alpha［J］. Physiol Genomics， 2011， 43（8）：447-456.

［5］ Pate JL， Johnson-Larson CJ， Ottobre JS. Life or death decisions in the corpus luteum［J］. Reprod Domest Anim， 2012， 47（Suppl.4）：297-303.

［6］ Mao D， Hou X， Talbott H， et al. ATF3 expression in the corpus luteum：possible role in luteal regression［J］. Mol Endocrinol，2013， 27（12）：2066-2079.

［7］ Talbott H， Delaney A， Zhang P， et al. Effects of IL8 and immune cells on the regulation of luteal progesterone secretion［J］. Reproduction， 2014， 148（1）：21-31.

［8］ Przygrodzka E， Witek KJ， Kaczmarek MM， et al. Expression of factors associated with apoptosis in the porcine corpus luteum throughout the luteal phase of the estrous cycle and early pregnancy：their possible involvement in acquisition of luteolytic sensitivity［J］. Theriogenology， 2015， 83（4）：535-545.

［9］ Hasumoto K， Sugimoto Y， Yamasaki A， et al. Association of expression of mRNA encoding the PGF2 alpha receptor with luteal cell apoptosis in ovaries of pseudopregnant mice［J］. J ReprodFertil， 1997， 109（1）：45-51.

［10］ Rao CV， Estergreen VL， Carman FR Jr， et al. Receptors for gonadotrophin and prostaglandin F2 alpha in bovine corpora lutea of early， mid and late luteal phase［J］. Acta Endocrinol（Copenh），1979， 91（3）：529-537.

［11］ De Rensis F， Saleri R， Tummaruk P， et al. Prostaglandin F2alpha and control of reproduction in female swine：a review［J］. Theriogenology， 2012， 77（1）：1-11.

［12］ Sakamoto K， Ishii Y， Onodera T， et al. Cloning and characterization of the novel isoforms for PGF2 alpha receptor in the bovine corpus luteum［J］. DNA Seq， 2002， 5：307-311.

［13］ Shirasuna K， Akabane Y， Beindorff N， et al. Expression of prostaglandin F2alpha（PGF2alpha）receptor and its isoforms in the bovine corpus luteum during the estrous cycle and PGF2alphainduced luteolysis［J］. Domest Anim Endocrinol， 2012， 43（3）：227-238.

［14］ Shirasuna K， Watanabe S， Asahi T， et al. Prostaglandin F2alpha increases endothelial nitric oxide synthase in the periphery of the bovine corpus luteum：the possible regulation of blood flow at an early stage of luteolysis［J］. Reproduction， 2008， 135（4）：527-539.

［15］ Liptak AR， Sullivan BT， Henkes LE， et al. Cooperative expression of monocyte chemoattractant protein 1 within the bovine corpus luteum：evidence of immune cell-endothelial cell interactions in a coculture system［J］. Biol Reprod， 2005， 72（5）：1169-1176.

［16］ Davis JS， Rueda BR， Spanel-Borowski K. Microvascular endothelial cells of the corpus luteum［J］. Reprod Biol Endocrinol， 2003， 1：89.

［17］ Yadav VK， Medhamurthy R. Dynamic changes in mitogen-activated protein kinase（MAPK）activities in the corpus luteum of the bonnet monkey（Macaca radiata）during development， induced luteolysis， and simulated early pregnancy：a role for p38 MAPK in the regulation of luteal function［J］. Endocrinology， 2006， 147（4）：2018-2027.

［18］ Hou X， Arvisais EW， Jiang C， et al. Prostaglandin F2alpha stimulates the expression and secretion of transforming growth factor B1 via induction of the early growth response 1 gene（EGR1）in the bovine corpus luteum［J］. Mol Endocrinol， 2008， 22（2）：403-414.

［19］ Guo N， Meng C， Bai W， et al. Prostaglandin F2alpha induces expression of activating transcription factor 3（ATF3）and activates MAPK signaling in the rat corpus luteum［J］. Acta Histochem， 2015， 117（2）：211-218.

［20］ Taniguchi K， Matsuoka A， Kizuka F， et al. Prostaglandin F2alpha（PGF2alpha）stimulates PTGS2 expression and PGF2alpha synthesis through NFKB activation via reactive oxygen species in the corpus luteum of pseudopregnant rats［J］. Reproduction，2010， 140（6）：885-892.

［21］ Arvisais E， Hou X， Wyatt TA， et al. Prostaglandin F2alpha represses IGF-I-stimulated IRS1/phosphatidylinositol-3-kinase/AKT signaling in the corpus luteum：role of ERK and P70 ribosomal S6 kinase［J］. Mol Endocrinol， 2010， 3：632-643.

［22］ Skarzynski DJ， Okuda K. Inter- and intra-cellular mechanisms of prostaglandin F2alpha action during corpus luteum regression in cattle［J］. Soc Reprod Fertil Suppl， 2010， 67：305-324.

［23］ Poirier R， Cheval H， Mailhes C， et al. Distinct functions of egr gene family members in cognitive processes［J］. Front Neurosci， 2008，2（1）：47-55.

［24］ Ogishima T， Shiina H， Breault JE， et al. Increased heparanase expression is caused by promoter hypomethylation and upregulation of transcriptional factor early growth response-1 in human prostate cancer［J］. Clin Cancer Res， 2005， 11（3）：1028-1036.

［25］ Sayasith K， Brown KA， Lussier JG， et al. Characterization of bovine early growth response factor-1 and its gonadotropin-dependent regulation in ovarian follicles prior to ovulation［J］. J Mol Endocrinol， 2006， 37（2）：239-250.

［26］ Atli MO， Bender RW， Mehta V， et al. Patterns of gene expression in the bovine corpus luteum following repeated intrauterine infusions of low doses of prostaglandin F2alpha［J］. Biol Reprod， 2012， 86（4）：130.

［27］ Hai TW， Liu F， Coukos WJ， et al. Transcription factor ATF cDNA clones：an extensive family of leucine zipper proteins able to selectively form DNA-binding heterodimers［J］. Genes Dev，1989， 3（12B）：2083-2090.

［28］ Miyazaki K， Inoue S， Yamada K， et al. Differential usage of alternate promoters of the human stress response gene ATF3 in stress response and cancer cells［J］. Nucleic Acids Res， 2009，37（5）：1438-1451.

［29］ Thompson MR， Xu D， Williams BR. ATF3 transcription factor andits emerging roles in immunity and cancer［J］. J Mol Med（Berl），2009， 87（11）：1053-1060.

［30］ Green TA， Alibhai IN， Unterberg S， et al. Induction of activating transcription factors（ATFs）ATF2， ATF3， and ATF4 in the nucleus accumbens and their regulation of emotional behavior［J］. J Neurosci， 2008， 28（9）：2025-2032.

［31］ Hai T， Wolford CC， Chang YS. ATF3， a hub of the cellular adaptive-response network， in the pathogenesis of diseases：is modulation of inflammation a unifying component？［J］. Gene Expr， 2010， 15（1）：1-11.

［32］ Lu D， Chen J， Hai T. The regulation of ATF3 gene expression by mitogen-activated protein kinases［J］. Biochem J， 2007， 401（2）：559-567.

［33］ Nelson SE， McLean MP， Jayatilak PG， et al. Isolation， characterization， and culture of cell subpopulations forming the pregnant rat corpus luteum［J］. Endocrinology， 1992， 130（2）：954-966.

［34］ O'Shea JD， Rodgers RJ， D'Occhio MJ. Cellular composition of the cyclic corpus luteum of the cow［J］. J Reprod Fertil， 1989， 85（2）：483-487.

［35］ Liu LQ， Li FE， Deng CY， et al. Molecular cloning， tissue expression and association of porcine NR4A1 gene with reproductive traits［J］. Mol Biol Rep， 2011， 38（1）：103-114.

［36］ Maxwell MA， Muscat GE. The NR4A subgroup：immediate early response genes with pleiotropic physiological roles［J］. Nucl Recept Signal， 2006， 4：e002.

［37］ Hamers AA， Hanna RN， Nowyhed H， et al. NR4A nuclear receptors in immunity and atherosclerosis［J］. Curr Opin Lipidol， 2013， 24（5）：381-385.

［38］ Close AF， Rouillard C， Buteau J. NR4A orphan nuclear receptors in glucose homeostasis：a minireview［J］. Diabetes Metab， 2013，39（6）：478-484.

［39］ Dai A， Yan G， He Q， et al. Orphan nuclear receptor Nur77 regulates androgen receptor gene expression in mouse ovary［J］. PLoS One， 2012， 7（6）：e39950.

［40］ Chang LF， Lin PC， Ho LI， et al. Overexpression of the orphan receptor Nur77 and its translocation induced by PCH4 may inhibit malignant glioma cell growth and induce cell apoptosis［J］. J Surg Oncol， 2011， 103（5）：442-450.

［41］ Martin LJ， Boucher N， Brousseau C， et al. The orphan nuclear receptor NUR77 regulates hormone-induced StAR transcription in Leydig cells through cooperation with Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase I［J］. Mol Endocrinol， 2008， 9：2021-2037.

［42］ Wu Y， Ghosh S， Nishi Y， et al. The orphan nuclear receptors NURR1 and NGFI-B modulate aromatase gene expression in ovarian granulosa cells：a possible mechanism for repression of aromatase expression upon luteinizing hormone surge［J］. Endocrinology， 2005， 146（1）：237-246.

［43］ Havelock JC， Smith AL， Seely JB， et al. The NGFI-B family of transcription factors regulates expression of 3beta-hydroxysteroid dehydrogenase type 2 in the human ovary［J］. Mol Hum Reprod，2005， 11（2）：79-85.

［44］ Li M， Xue K， Ling J， et al. The orphan nuclear receptor NR4A1 regulates transcription of key steroidogenic enzymes in ovarian theca cells［J］. Mol Cell Endocrinol， 2010， 319（1-2）：39-46.

［45］ Li QX， Ke N， Sundaram R， et al. NR4A1， 2， 3-an orphan nuclear hormone receptor family involved in cell apoptosis and carcinogenesis［J］. Histol Histopathol， 2006， 21（5）：533-540.

［46］ Boldingh Debernard KA， Mathisen GH， Paulsen RE. Differences in NGFI-B， Nurr1， and NOR-1 expression and nucleocytoplasmic translocation in glutamate-treated neurons［J］. Neurochem Int，2012， 61（1）：79-88.

［47］ Stocco CO， Zhong L， Sugimoto Y， et al. Prostaglandin F2alphainduced expression of 20alpha-hydroxysteroid dehydrogenase involves the transcription factor NUR77［J］. J Biol Chem， 2000，275（47）：37202-37211.

［48］ Sudeshna T， Anand K， Medhamurthy R. Analysis of 20alphahydroxysteroid dehydrogenase expression in the corpus luteum of the buffalo cow：effect of prostaglandin F2-alpha treatment on circulating 20alpha-hydroxyprogesterone levels［J］. Reprod Biol Endocrinol， 2013， 11：111.

（責任編輯 狄艷紅）

The Research Progress of PGF2αInduced-Early Response Genes Involved in Luteal Regression

MAO Da-gan GUO Nan-nan KUANG Mei-qian
（College of Animal Science and Technology，Nanjing Agricultural University，Nanjing 210095）

The remaining mammalian corpus luteum plays an important role in female reproductive activities. Prostaglandin F2 alpha（PGF2 alpha）， as a main luteolytic factor of the corpus luteum， through binding to its receptor， activates series of early response genes and induces luteal functional（a decrease in the level of progesterone）and structural degradation （programmed cell death）. Although PGF2αhas been widely used in the control of animal synchronization， delivery control and reproductive barrier， the molecular mechanism in the luteal regression is not yet clear. In this review， the advanced progress of PGF2αreceptor and its induced early response genes in ovarian luteal regression is summarized， which provides a theoretical basis to study the molecular mechanism of PGF2α-induced luteal regression.

PGF2α；early response gene；luteal regression

10.13560/j.cnki.biotech.bull.1985.2016.02.001

2015-04-10

中央高?；究蒲袠I(yè)務費專項資金

茆達干，女，博士，副教授，研究方向：動物生殖生理與調控；E-mail：maodagan@njau.edu.cn