侯鵬飛賈振華宋水山
(1. 河北工業(yè)大學(xué)化工學(xué)院,天津 300130;2. 河北省科學(xué)院生物研究所 河北省主要農(nóng)作物病害微生物控制工程技術(shù)研究中心,石家莊 050081)
綜述與專論
生長(zhǎng)素和細(xì)胞分裂素調(diào)控植物根和微生物互作的研究進(jìn)展
侯鵬飛1,2賈振華2宋水山1,2
(1. 河北工業(yè)大學(xué)化工學(xué)院,天津 300130;2. 河北省科學(xué)院生物研究所 河北省主要農(nóng)作物病害微生物控制工程技術(shù)研究中心,石家莊 050081)
植物在與其生長(zhǎng)環(huán)境中的微生物長(zhǎng)期共同進(jìn)化過(guò)程中形成了復(fù)雜而微妙的共生體系。生長(zhǎng)素和細(xì)胞分裂素等植物激素不僅調(diào)控植物的自身發(fā)育,而且在植物-微生物互作中發(fā)揮重要的調(diào)節(jié)作用。綜述了生長(zhǎng)素和細(xì)胞分裂素調(diào)控植物根和土壤微生物包括有益菌或病原細(xì)菌和真菌間相互作用的最新研究進(jìn)展,旨在揭示生長(zhǎng)素和細(xì)胞分裂素調(diào)控功能的共性和特異性,為提高農(nóng)作物的產(chǎn)量和抵抗微生物病害能力提供理論和實(shí)踐指導(dǎo)。
生長(zhǎng)素;細(xì)胞分裂素;抗??;互作
植物在進(jìn)化的過(guò)程中與微生物共生共存,形成復(fù)雜而微妙的相互作用機(jī)制,植物根系與土壤微生物互作是植物與微生物互作的重要方式之一。這種互作可以通過(guò)改善養(yǎng)分?jǐn)z取,促進(jìn)植物生長(zhǎng),提高對(duì)生物與非生物脅迫的抗性而提高作物產(chǎn)量[1-3]。了解植物與有益菌或病原菌互作的通訊系統(tǒng)和信號(hào)傳遞、確定植物-微生物間相互作用的分子機(jī)制,是提高植物防御反應(yīng)的關(guān)鍵。生長(zhǎng)素和細(xì)胞分裂素是調(diào)控植物生長(zhǎng)和發(fā)育的兩種最重要的植物激素。近年來(lái)研究表明,這兩種激素不僅調(diào)控植物生長(zhǎng)發(fā)育,而且參與植物根系與土壤微生物相互作用的調(diào)節(jié)過(guò)程。本文綜述了近幾年這些方面的研究進(jìn)展,以期為農(nóng)業(yè)生產(chǎn)提供指導(dǎo)。
植物在整個(gè)生長(zhǎng)發(fā)育過(guò)程中經(jīng)受各種病原菌的侵襲和干擾,破壞了植物細(xì)胞的正常生理代謝活動(dòng),植物與病原微生物的互作是生物防治領(lǐng)域急需解決的問(wèn)題,在整個(gè)植物與病原微生物互作的過(guò)程中,病原微生物通過(guò)侵染植物,可以造成其局部激素的合成與積累,各種植物激素發(fā)揮了重要的調(diào)控功能,不同的植物激素介導(dǎo)了不同的植物與病原微生物互作信號(hào)途徑,并有針對(duì)性地調(diào)控植物應(yīng)對(duì)不同類型病原菌的侵染,如水楊酸主要調(diào)控植物抵抗活體營(yíng)養(yǎng)型病原菌的侵染;茉莉酸和乙烯主要介導(dǎo)死體營(yíng)養(yǎng)型病原菌的侵染,并在植物與病原微生物互作過(guò)程中表現(xiàn)出拮抗作用。Chen等[4]用根部系統(tǒng)獲得了相關(guān)實(shí)驗(yàn)數(shù)據(jù),某些根部感染的病原菌可以合成生長(zhǎng)素和細(xì)胞分裂素樣分子,在一定程度上引起植物根部細(xì)胞增殖與根毛的形成。此外,生長(zhǎng)素與細(xì)胞分裂素在不同種類的植物和病原微生物互作中調(diào)控植物防御起到積極作用。
根瘤農(nóng)桿菌和發(fā)根農(nóng)桿菌是可以侵染雙子葉植物的土壤病原細(xì)菌,Wood等[5]發(fā)現(xiàn)這種細(xì)菌含有編碼生長(zhǎng)素合成酶基因Indole-3-Acetic Acid(IAA)以及參與細(xì)胞分裂素合成的基因(Tzs)。Hwang[6]通過(guò)T-DNA轉(zhuǎn)化將激素合成酶的基因整合到植物基因組中導(dǎo)致細(xì)胞擴(kuò)增,并且形成冠癭式發(fā)根而在冠癭形成部位常常發(fā)生由甘藍(lán)根腫病菌誘發(fā)的根腫病導(dǎo)致植物早衰。比較病原菌侵染后擬南芥與未侵染擬南芥轉(zhuǎn)錄組發(fā)現(xiàn)[7],生長(zhǎng)素相關(guān)的基因如GH3基因家族,參與細(xì)胞分裂素生物合成基因如AtIPT3和AtIPT8基因,細(xì)胞分裂素降解基因如AtCKX1和AtCKX6,細(xì)胞分裂素感知基因如AHK4/CRE1及細(xì)胞分裂素信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)基因如ARR5和ARR10等發(fā)生差異表達(dá)。有研究表明,生長(zhǎng)素和細(xì)胞分裂素參與擬南芥-根腫病菌互作的早期階段,如擬南芥感知病原微生物入侵進(jìn)而引發(fā)防御反應(yīng)[8,9]。
豌豆根腐病菌侵染豆類植物根部使植株的根部褐變壞死[10],導(dǎo)致水分和營(yíng)養(yǎng)吸收減少,直到葉片黃化,植物死亡,豆科植物能否抵抗這種根部病原菌與其自身形成側(cè)根疏密的能力有關(guān)。例如,在蒺藜狀苜蓿中,細(xì)胞分裂素受體MtCRE1突變體顯示可形成較多次生根,其對(duì)病原微生物的抗性明顯增強(qiáng)[11]。同樣,人們?cè)跀M南芥的細(xì)胞分裂素受體突變體中也觀察到了相同結(jié)果[12],進(jìn)一步地說(shuō)明細(xì)胞分裂素參與植物和病原菌的互作。
尖孢鐮刀菌是一類子囊菌真菌。侵染植物根部的病原菌株能夠感染多種植物,包括棉花、番茄、香蕉和擬南芥。Lyons等[13]使用微陣列轉(zhuǎn)錄組分析尖孢鐮刀菌侵染棉花和擬南芥根部,之后分別進(jìn)行轉(zhuǎn)錄組和RNAseq分析感染的根組織,發(fā)現(xiàn)生長(zhǎng)素相關(guān)基因如GH3、PIN、IAA和ARF基因家族成員的表達(dá)發(fā)生變化。在番茄中,體外和體內(nèi)施加生長(zhǎng)素可以促進(jìn)其根的生長(zhǎng),同時(shí)抑制了尖孢鐮刀菌孢子的萌發(fā),表明生長(zhǎng)素在植物抵抗病原菌過(guò)程中正向調(diào)控作用。
青枯雷爾氏菌是危害嚴(yán)重的世界性植物土傳病原細(xì)菌[14-16],能夠引起包括豆類、番茄、馬鈴薯、煙草、香蕉和擬南芥在內(nèi)的超過(guò)200多種植物枯萎病。WAT1是植物抵抗青枯雷爾氏菌的潛在抗性基因,在蒺藜狀苜蓿中負(fù)責(zé)細(xì)胞壁二次沉積。WAT1通過(guò)調(diào)控生長(zhǎng)素液泡運(yùn)輸參與生長(zhǎng)素體內(nèi)穩(wěn)態(tài)平衡,WAT1失活可導(dǎo)致植物對(duì)包括青枯雷爾氏菌和野油菜黃單胞菌在內(nèi)的多種病原細(xì)菌的抗性[17]。轉(zhuǎn)錄組學(xué)和代謝組學(xué)研究揭示了在wat1突變體根中,幾個(gè)與生長(zhǎng)素代謝相關(guān)的基因表達(dá)受到了抑制造成生長(zhǎng)素前體色氨酸合成的減少。如果wat1突變體與攜帶氨基苯甲酸合酶(ASA1)突變的trp5突變體雜交可引發(fā)色氨酸的過(guò)量積累,恢復(fù)wat1對(duì)青枯雷爾氏菌的易感性[18]。這些結(jié)果表明,生長(zhǎng)素正調(diào)節(jié)植物次生壁的形成和對(duì)青枯菌的易感性。除生長(zhǎng)素之外,青枯菌侵染蒺藜狀苜蓿后,可上調(diào)細(xì)胞分裂素的應(yīng)答基因如CKX和少量的RRAs的表達(dá),其中變化最明顯的是MtRRA4反應(yīng)調(diào)節(jié)子,細(xì)胞分裂素和青枯雷爾氏菌處理均可誘導(dǎo)其轉(zhuǎn)錄上調(diào),這種轉(zhuǎn)錄調(diào)節(jié)依賴于CRE1細(xì)胞分裂素受體。突變cre1導(dǎo)致植物對(duì)青枯菌的抗性增加,表明細(xì)胞分裂素在增強(qiáng)根對(duì)病原體敏感性方面的重要作用。
植物與病原微生物互作過(guò)程中,一些生物因子可以誘導(dǎo)激活植物體內(nèi)的自身免疫反應(yīng),激活植物自身抗病相關(guān)基因的表達(dá),增強(qiáng)植物免疫能力,抵抗病原菌的侵害。N-酰基高絲氨酸內(nèi)酯(N-acyl homoserine lactones,AHLs)是革蘭氏陰性細(xì)菌產(chǎn)生用于信息交流的信號(hào)分子,其通過(guò)改變自身濃度來(lái)調(diào)節(jié)細(xì)菌的基因表達(dá),進(jìn)而調(diào)節(jié)細(xì)菌的多種生物學(xué)功能。近年來(lái)研究表明,AHL不僅可以調(diào)控植物病原細(xì)菌,如丁香假單胞菌、銅綠假單胞菌和軟腐歐文氏菌的致病性,還可以調(diào)控植物根際促生細(xì)菌(PGPR)的促生和抗病功能,但其如何調(diào)控進(jìn)而增強(qiáng)植物抗病性仍有很多未知。有研究者認(rèn)為,用AHL處理植物后,會(huì)誘導(dǎo)植物自身激素的積累(生長(zhǎng)素、細(xì)胞分裂素、水楊酸、茉莉酸等)進(jìn)而增強(qiáng)宿主植物對(duì)病原菌的免疫[19]。例如,革蘭氏陰性細(xì)菌產(chǎn)生的AHL可以提高馬鈴薯、番茄對(duì)瓜果腐霉病菌和灰葡萄孢菌的抗性,同時(shí)研究表明,使用AHL處理植物后,生長(zhǎng)素響應(yīng)蛋白會(huì)發(fā)生積累,轉(zhuǎn)錄組結(jié)果顯示生長(zhǎng)素、細(xì)胞分裂素相關(guān)基因也會(huì)發(fā)生變化。例如,本實(shí)驗(yàn)室通過(guò)微陣列分析發(fā)現(xiàn)[20],用3OC6-HSL處理擬南芥,植物激素相關(guān)基因如ARR15、ARR4、IAA7、IAA14及MAX2的轉(zhuǎn)錄水平會(huì)發(fā)生較大變化,進(jìn)而在改變植物對(duì)病原微生物的抗性。另外,我們的研究表明植物可以通過(guò)感知細(xì)菌AHL進(jìn)而調(diào)節(jié)其根的生長(zhǎng)從而影響與微生物的互作。擬南芥轉(zhuǎn)錄因子AtMYB44正調(diào)控3OC6-HSL對(duì)植物根生長(zhǎng)的促進(jìn),而AtMYB44是通過(guò)調(diào)節(jié)生長(zhǎng)素、細(xì)胞分裂素相關(guān)基因表達(dá)而發(fā)揮其調(diào)控作用。
研究證實(shí)生長(zhǎng)素參與了根瘤菌固氮共生的調(diào)節(jié)。Allen等[21]展示了添加外源的生長(zhǎng)素極性運(yùn)輸抑制劑能減少像苜蓿根類似的結(jié)瘤的形成。在豆科模式植物蒺藜苜蓿根部,生長(zhǎng)素極性運(yùn)輸抑制劑還能誘導(dǎo)假結(jié)瘤的形成,進(jìn)一步表明了根瘤器官的形成和局部的生長(zhǎng)素積累相關(guān)[22]。之后研究者發(fā)現(xiàn),使用外源生長(zhǎng)素處理豌豆根部會(huì)引起皮質(zhì)細(xì)胞分裂。同時(shí),外源施加細(xì)胞分裂素可以誘導(dǎo)不同豆科植物皮層細(xì)胞分裂、淀粉積累、早期結(jié)瘤標(biāo)志基因的表達(dá)[23],表明了細(xì)胞分裂素在根瘤器官形成過(guò)程中的正向調(diào)節(jié)作用。另外,異位表達(dá)降解細(xì)胞分裂素脫氫酶基因(AtCKX3)或下調(diào)蒺藜狀苜蓿的細(xì)胞分裂素激活基因會(huì)導(dǎo)致結(jié)瘤器官的減少[24]。根瘤菌能夠分泌具有生物活性的生長(zhǎng)素和細(xì)胞分裂素,因此研究者認(rèn)為在結(jié)瘤的形成過(guò)程中,不僅細(xì)菌共生信號(hào)如結(jié)瘤因子發(fā)揮作用,兩種激素同樣扮演著重要角色。如果敲除根瘤菌的結(jié)瘤因子基因,但通過(guò)基因改造使其分泌反式玉米素細(xì)胞分裂素,用該菌株處理植物可以誘導(dǎo)表達(dá)節(jié)瘤標(biāo)志基因的結(jié)瘤樣結(jié)構(gòu)[25]。與此響應(yīng)的是van Zeijl等[26]研究發(fā)現(xiàn),在沒(méi)有根瘤菌存在的野生型根中,用結(jié)瘤因子處理3 h會(huì)檢測(cè)到根中細(xì)胞分裂素積累,表明結(jié)瘤所需要的細(xì)胞分裂素積累主要來(lái)自宿主植物。根瘤菌中生長(zhǎng)素的大量產(chǎn)生正向調(diào)控結(jié)瘤以及其分生組織的大小,生長(zhǎng)素響應(yīng)報(bào)告基因DR5和GH3融合表達(dá)分析揭示了根瘤菌或NF處理可局部抑制在蒺藜狀苜蓿、百脈根、白三葉和箭舌豌豆細(xì)胞中生長(zhǎng)素極性運(yùn)輸,誘導(dǎo)正在分裂的皮質(zhì)細(xì)胞中生長(zhǎng)素的局部積累,促進(jìn)結(jié)瘤原基的形成[27]。有趣的是,接種根瘤菌的植物中生長(zhǎng)素的積累依賴于細(xì)胞分裂素信號(hào)傳導(dǎo)途徑[28]。
最初發(fā)現(xiàn)細(xì)胞分裂素與植物根結(jié)瘤調(diào)控是通過(guò)RNAi方法特異地干涉穩(wěn)定的細(xì)胞分裂素受體獲得的。同樣,沉默蒺藜狀苜蓿根MtCRE1會(huì)導(dǎo)致根部對(duì)細(xì)胞分裂素的不敏感,造成根部節(jié)瘤數(shù)量減少。突變百脈根的Lhk1 / hit1(蓮花組氨酸激酶/hyperinfected)的同源基因MtCRE1顯著降低根結(jié)瘤能力。值得注意的是,攜帶LHK1細(xì)胞分裂素受體功能獲得突變的百脈根snf2突變體可以在沒(méi)有根瘤菌的情況下形成“自發(fā)性結(jié)節(jié)”。總之,這些結(jié)果明確地表明細(xì)胞分裂素和LHK1/CRE1通路通過(guò)誘導(dǎo)皮層細(xì)胞分裂和結(jié)節(jié)的產(chǎn)生從而在節(jié)瘤中發(fā)揮正向調(diào)節(jié)作用。事實(shí)上,ihk1和cre1突變體仍會(huì)形成一些結(jié)節(jié),這也表明在細(xì)胞分裂素受體CHK家族內(nèi)存在功能冗余。因此,突變除cre1/ihk1外的其他細(xì)胞分裂素受體基因也可以降低節(jié)瘤效率,盡管降低程度稍差[25,29]。此外,當(dāng)LHK1或CRE1受影響時(shí),這些較少的結(jié)瘤表型更強(qiáng),進(jìn)一步表明CRE1 / LHK1在結(jié)節(jié)起始階段的主要作用。
親和性根瘤菌可以局部抑制生長(zhǎng)素積累和生長(zhǎng)素極性運(yùn)輸[30]。同時(shí),由根瘤菌誘導(dǎo)的L. japonicus(日本油菜)結(jié)節(jié)和snf2自發(fā)突變產(chǎn)生的結(jié)節(jié)中生長(zhǎng)素的響應(yīng)被誘導(dǎo),表明這種響應(yīng)至少參與早期結(jié)節(jié)器官的生成,并且位于LHK1細(xì)胞分裂素信號(hào)通路的下游。蒺藜狀苜蓿cre1突變體能夠表現(xiàn)出生長(zhǎng)素極性運(yùn)輸能力提高并且可以積累過(guò)量負(fù)責(zé)極性定位的生長(zhǎng)素輸出載體[31],在蒺藜狀苜蓿cre1突變體中就沒(méi)有觀察到根瘤菌對(duì)生長(zhǎng)素極性運(yùn)輸?shù)囊种谱饔谩W罱?,Ng等[28]研究表明具有節(jié)瘤缺陷的cre1突變體可以由生長(zhǎng)素轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白抑制劑來(lái)部分恢復(fù),也能夠被抑制生長(zhǎng)素極性運(yùn)輸?shù)奶囟慄S酮例如柚皮素,異甘草素和山奈酚部分恢復(fù)??傊?,這些數(shù)據(jù)突出表明細(xì)胞分裂素和LHK1/CRE1下游生長(zhǎng)素響應(yīng)子的激活、類黃酮的積累與皮質(zhì)細(xì)胞分裂和結(jié)節(jié)初始緊密相關(guān)。
植物的根與土壤中的真菌結(jié)合而形成的共生體,稱為菌根。真菌菌絲通過(guò)伸入根皮層細(xì)胞間形成菌絲網(wǎng)或侵入高等植物根部皮層組織的細(xì)胞內(nèi),與植物根系形成共生或寄生關(guān)系,根據(jù)菌絲侵入根的不同部位,可將菌根分為外生菌根和內(nèi)生菌根。不同類型的植物-真菌共生需要不同的植物激素,尤其是生長(zhǎng)素與細(xì)胞分裂素的調(diào)控。研究表明,外生菌根真菌可以產(chǎn)生一定量的細(xì)胞分裂素[32]。外生菌根真菌,如二色蠟?zāi)⒕?,白松露菌和黑孢塊菌能夠產(chǎn)生大量的生長(zhǎng)素,導(dǎo)致宿主灰白巖薔薇根部發(fā)生形態(tài)變化[33]。真菌菌絲可以抑制宿主植物如灰白巖薔薇和毛果楊根生長(zhǎng),同時(shí)能促進(jìn)根的分支,這與用外源生長(zhǎng)素處理所觀察到的結(jié)果相似[34],但在擬南芥中,外生菌根的菌絲體除能夠產(chǎn)生生長(zhǎng)素外也能夠促進(jìn)根毛生長(zhǎng),并且對(duì)側(cè)根的形成起到促進(jìn)作用。此外,二色蠟?zāi)⑦€能夠產(chǎn)生并釋放乙烯進(jìn)而激活植物生長(zhǎng)素合成途徑,同時(shí)研究表明,由外生菌根真菌產(chǎn)生的乙烯能夠誘導(dǎo)宿主植物生長(zhǎng)素的合成,進(jìn)一步強(qiáng)化了真菌直接產(chǎn)生生長(zhǎng)素對(duì)植物根發(fā)育的影響,尤其是促進(jìn)次生根的形成,也為新菌絲的侵染提供了新的場(chǎng)所。楊樹(shù)根系接種二色蠟?zāi)⒕D(zhuǎn)錄組分析表明,誘導(dǎo)生長(zhǎng)素相關(guān)基因的表達(dá)量上調(diào),例如參與生長(zhǎng)素合成的基因GH3和參與生長(zhǎng)素極性運(yùn)輸誘導(dǎo)的載體基因PtaPIN4和PtaPIN9。此外,接種二色蠟?zāi)⒕吧蛿M南芥能誘導(dǎo)側(cè)根形成,但對(duì)pin2突變體卻無(wú)此誘導(dǎo)作用。結(jié)果表明,植物生長(zhǎng)素極性運(yùn)輸在共生的外生菌根真菌促進(jìn)植物側(cè)根發(fā)育的過(guò)程中發(fā)揮著關(guān)鍵作用。
與外生菌根共生不同的是,旱金蓮接種不同的內(nèi)生菌根真菌后,其體內(nèi)生長(zhǎng)素合成水平明顯變化。Fusconi[35]提出生長(zhǎng)素參與植物-內(nèi)生菌根真菌的共生因子。內(nèi)生菌根誘導(dǎo)某些生長(zhǎng)素響應(yīng)基因如GH3和DR5[36],同時(shí)接種內(nèi)生菌真菌可以促進(jìn)植物次生根的形成。然而,內(nèi)生菌真菌難以在番茄抗生長(zhǎng)素突變體和多子葉植物生長(zhǎng)素極性運(yùn)輸超敏突變體上定殖。在番茄、苜蓿中過(guò)表達(dá)miR393可以間接下調(diào)生長(zhǎng)素標(biāo)志基因TIR1和ARF的表達(dá),導(dǎo)致內(nèi)生菌根真菌的孢子發(fā)育阻滯[37],表明在含真菌孢子的植物細(xì)胞阻止生長(zhǎng)素響應(yīng)負(fù)調(diào)控真菌孢子發(fā)育。
有研究發(fā)現(xiàn)在內(nèi)生菌根侵染的植物根部與葉中,細(xì)胞分裂素的含量顯著提高,表明細(xì)胞分裂素參與內(nèi)生菌根共生系統(tǒng)的建立。然而,尚不清楚的是含量增高的細(xì)胞分裂素究竟是由植物產(chǎn)生還是內(nèi)生菌根真菌產(chǎn)生[38]。Cre1編碼苜蓿中參與共生節(jié)瘤的細(xì)胞分裂素受體蛋白,突變CRE1基因并不影響植物體內(nèi)內(nèi)生菌根真菌的生長(zhǎng)發(fā)育,至少說(shuō)明CRE1依賴的細(xì)胞分裂素信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)途徑對(duì)內(nèi)生菌根真菌與植物的共生互作不是必需的。
生長(zhǎng)素和細(xì)胞分裂素對(duì)調(diào)節(jié)植物細(xì)胞分裂和分化至關(guān)重要,參與新器官如側(cè)根、結(jié)瘤、冠癭等形成的調(diào)控。多數(shù)的根際微生物,無(wú)論是共生或是致病菌,通常會(huì)通過(guò)調(diào)節(jié)植物激素來(lái)促進(jìn)側(cè)根形成與根毛生長(zhǎng)影響植物根系統(tǒng)結(jié)構(gòu),但植物激素尤其是生長(zhǎng)素是如何與微生物及其因子協(xié)調(diào)控制側(cè)根發(fā)育有待進(jìn)一步研究。通過(guò)了解植物激素生長(zhǎng)素和細(xì)胞分裂素在植物根和土壤微生物互作中的作用及其調(diào)控機(jī)制,使植物更好地適應(yīng)土壤環(huán)境,有效利用微生物的促生機(jī)制和對(duì)植物病害的生物防治作用,對(duì)于提高農(nóng)作物的產(chǎn)量和品質(zhì),促進(jìn)農(nóng)業(yè)可持續(xù)發(fā)展具有重要的實(shí)踐意義。
[1]Grover A, Mittal D, Negi M, et al. Gene rating high temperature tolerant transgenic plants:achievement sand challenges[J]. Plant Sci, 2013, 20:38-47.
[2] Murray JD, Karas BJ, Sato S, et al. A cytokinin perception mutant colonized by Rhizobium in the absence of nodule organogenesis[J]. Science, 2007, 315:101-104.
[3]Tirichine L, Sandal N, Madsen LH, et al. A gain-of-function mutation in a cytokinin receptor triggers spontaneous root nodule organogenesis[J]. Science, 2007, 315:104-107.
[4]Chen YC, Kidd BN, Carvalhai s LC, et al. Molecular defense responses in roots and the rhizosphere against Fusarium oxysporum[J]. Plant Signal Behav, 2014, 9:e977710.
[5]Wood DW, Setubal JC, Kaul R, et al. The genome of the natural genetic engineer Agrobacterium tumefaciens C58[J]. Science, 2001, 294:2317-2323.
[6]Hwang HH, Wang MH, Lee YL, et al. Agrobacterium-produced and exogenous cytokinin-modulated Agrobacterium-mediated plant transformation[J]. Mol Plant Pathol, 2010, 11:677-690.
[7]Siemens J, Keller I, Sarx J, et al. Transcriptome analysis of Arabidopsis clubroots indicate a key role for cytokinins in disease development[J]. Plant Microbe Interact, 2006, 19:480-494.
[8]Schuller A, Kehr J, Ludwig-Müller J. Laser microdissection coupled to transcriptional profiling of Arabidopsis roots inoculated by Plasmodiophora brassicae indicate-s a role for brassinosteroids in clubroot formation[J]. Plant Cell Physiol, 2014, 55:392-411.
[9]Devos S, Laukens K, Deckers P, et al. A hormone and proteome approach to picturing the initial metabolic events during[J]. Mol Plant Microbe Interact, 2006, 19:1431-1443.
[10]Gaulin E, Jacquet C, Bottin A, et al. Root rot disease of legumes caused by Aphanomyces euteiches[J]. Mol Plant Pathol, 2007, 8:539-548.
[11]Laffont C, Rey T, André O, et al. The CRE1 cytokinin pathway is differentially recruited depending on Medicago truncatula root environments and negatively regulates resistance to a pathogen[J]. PLoS One, 2015, 10:e0116819.
[12]Chang L, Ramireddy E, Schmülling T. Lateral root formation and growth of Arabidopsis is redundantly regulated by cytokinin metabolism and signalling genes[J]. Exp Bot, 2013, 64:5021-5032.
[13]Lyons R, Stiller J, Powell J, et al. Fusarium oxysporum triggers tissue-specific transcriptional reprogramming in Arabidopsis thaliana[J]. PLoS One, 2015, 10:e0121902.
[14]Peeters N, Guidot A, Vailleau F, et al. Ralstonia solanacearum, a widespread bacterial plant pathogen in the post-genomic era[J]. Mol Plant Pathol, 2013, 14:651-662.
[15]Huet G. Breeding for resistances to Ralstonia solanacearum[J]. Front. Plant Sci, 2014, 5:715.
[16]Yuliar, Nion YA, Toyota K. Recent trends in control methods for bacteria wilt diseases caused by Ralstonia solanacearum[J]. Microbes Environ, 2015, 30:1-11.
[17]Denancé N, Ranocha P, Oria N, et al. Arabidopsis wat1(walls are thin1)mediated resistance to the bacterial vascular pathogen, Ralstonia solanacearum, is accompanied by cross-regulation of salicylic acid and tryptophan metabolism[J]. Plant J, 2013, 73:225-239.
[18]Moreau S, Fromentin J, Vailleau F, et al. The symbiotic transcription factor MtEFD and cytokinins are positively acting in the Medicago truncatula and Ralstonia solanacearum pathogenic interact ion[J]. New Phytol, 2014, 201:1343-1357.
[19]Liu F, Zhao Q, Song S. The GCR1 and GPA1 participate in promotion of Arabidopsis primary root elongation induced by N-acylhomoserine lactones, the bacterial quorum-sensing signals[J]. Mol Plant Microbe Interact, 2012, 25:677-683.
[20]Zhao Q, Liu F, Ma H, et al. AtMYB44 positively regulates the enha nced elongation of primary roots induced by N-3-Oxohexanoyl-homoserine lactone in Arabidopsis thaliana[J]. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2016, 29:774-785
[21]Allen MF, Moore TS Jr, Christensen M. Phytohormone changes in Bouteloua gracilis infected by vesicular-arbuscular mycorrhizae:I. Cytokinin increases in the host plant[J]. Can J Bot, 1980, 58:371-374.
[22]Mortier V, Wasson A, Jaworek P, et al. Role of LONELY GUY genes in determinate nodulation on Medicago truncatula[J]. New Phytol, 2014, 202:582-593.
[23]Reid DE, Heckmann AB, Novak O, et al. CYTOKININ OXIDASE/ DESHYDROGENASE3 maintains cytokinin homeostasis during root and nodule development in Lotus japonicus[J]. Plant Physiol, 2016, 170:1060-1074.
[24]Kisiala A, Laffont C, Frugier F. Bioactive cytokinins are selectively secreted by Sinorhizobium meliloti nodulating and nonnodulating strains[J]. Mol Plant Microbe Interact, 2013, 26:1225-1231.
[25]Boivin S, Kazmierczak T, Brault M, et al. Different cytokinin CHK receptors regulate nodule initiation as well as later nodule developmental stages in Medicago truncatula[J]. Plant Cell Environ, 2016, 39(10):2198-2209.
[26]van Zeijl A, Op den Camp RHM, Deinum EE, et al. Rhizobiumlipo-chitooligosaccharide signaling triggers accumulation of cytokinins in Medicago truncatula roots[J]. Mol Plant, 2015, 8:1213-1226.
[27]Breakspear A, Liu C, Roy S, et al. The root hair “infectome”of Medicago truncatula uncovers changes in cell cycle genes and reveals a requirement for Auxin signaling in rhizobial infection[J]. Plant Cell, 2014, 26:4680-4701.
[28]Ng JLP, Hassan S, Truong TT, et al. Flavonoids and auxin transport inhibitors rescue symbiotic nodulation in the Medicago truncatula cytokinin perception mutant cre1[J]. Plant Cell, 2015, 27:2210-2226.
[29]Held M, Hou H, Miri M, et al. Lo-tus japonicus cytokinin receptors work partially redundantly to mediate nodule formation[J]. Plant Cell, 2014, 26:678-694.
[30]Suzaki T, Yano K, Ito M, Kawaguchi M. Positive and negative regulation of cortical cell division during root nodule development in Lotus japonicus is accompanied by auxin response[J]. Development, 2012, 139:3997-4006.
[31]Plet J, Wasson A, Ariel F, et al. MtCRE1-dependent cytokinin signaling integrates bacterial and plant cues to coordinate symbiotic nodule organogenesis in Medicago truncatula[J]. Plant J, 2011, 65:622-633.
[32] Morrison EN, Knowles S, Hayward, et al. Detection of phytohormones in tempera te forest fungi predicts consistent abscisic acid production and a common pathway for cytokinin biosynthesis[J]. Mycologia, 2015, 107:245-257.
[33]Felten J, Kohler A, Morin E, et al. The ectomycorrhizal fungus Laccaria bicolor stimulates lateral root formation in poplar and Arabidopsis through auxin transport and signaling[J]. Plant Physiol, 2009, 151:1991-2005.
[34]Splivallo R, Fischer U, G?bel C, et al. Truffles regulate plant root morphogenesis via the production of auxin and ethylene[J]. Plant Physiol, 2009, 150:2018-2029.
[35]Fusconi A. Regulation of root morphogenesis in arbuscular mycorrhizae:whatrole do funga lexudates, phosphate, sugars and hormones play in lateral root formation?[J]. Ann. Bot, 2014, 113:19-33.
[36]Etemadi M, Gutjahr C, Couzigou JM, et al. Auxin perception is required for arbuscule development in arbuscula rmycorrhizal symbiosis[J]. Plant Physiol, 2014, 166:281-292.
[37]Shaul-Keinan O, Gadkar V, Ginzberg I, et al. Hormone concentrations in tobacco roots change during arbuscular mycorrhizal colonization with Glomus intraradices[J]. New Phytol, 2002, 154:501-507.
[38]de Zelicourt A, Al Yousif M, Hirt H. Rhizosphere microbes as essential partners for plant stress tolerance[J]. Mol Plant, 2013, 6:242-245.
(責(zé)任編輯 狄艷紅)
Auxin and Cytokinin Modulate Root Microbe Interactions
HOU Peng-fei1,2JIA Zhen-hua2SONG Shui-shan1,2
(1. College of Chemistry and Engineering,Hebei University of Technology,Tianjin 300130;2. Biology Institute,Hebei Academy of Sciences Hebei Engineering and Technology Center of Microbiological Control on Main Crop Disease,Shijiazhuang 050081)
Plants and microorganisms form a complex and subtle symbiotic system in the process of co-evolution. Plant hormones such as auxin and cytokinin not only regulate the plant development,but also play an important role in plant-microbial interactions. This review summarizes recent advances in our understanding of how auxin and cytokinin regulate the interaction between plant roots and soil microbes,including fungi,beneficial/pathogenic bacteria,aiming at revealing the similarities and specificities of auxin’s and cytokinin’s regulatory functions,thereby providing theoretical and practical guidance for crop production and resistance to microbial disease.
auxin;cytokinin;disease resistance;interaction
10.13560/j.cnki.biotech.bull.1985.2017-0111
2017-02-21
國(guó)家自然科學(xué)基金項(xiàng)目(31270880)
侯鵬飛,男,碩士研究生,研究方向:植物細(xì)胞信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo);E-mail:1547260182@qq.com
宋水山,男,博士,研究員,研究方向:植物抗病與細(xì)胞信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo);E-mail:shuishans620@163.com