劉雪琴, 韓 錳, 仝瑞建
(洛陽師范學院生命科學學院,河南洛陽 471934)
叢枝菌根(arbuscular mycorrhizae,簡稱AM)真菌不僅可以通過改變根系形態(tài)和根際理化狀況來保護植物少受重金屬毒害,還能通過自身的螯合作用和過濾作用把重金屬固定在孢子和菌絲中[1],尤其是根外菌絲[2]。AM真菌根外菌絲具有較高的金屬吸附能力,已有研究證實AM真菌孢子和菌絲有吸附固定金屬的能力[3]。另有大量研究表明,AM真菌菌絲能將自身吸收固定的重金屬轉(zhuǎn)移到植物體內(nèi)[4-7]。
隔網(wǎng)分室系統(tǒng)能有效地研究AM真菌和宿主植物對重金屬的不同效應(yīng)。已有很多研究利用同位素標記法證實了根外菌絲對重金屬的吸收轉(zhuǎn)運作用,如65Zn[8]、109Cd[9]、233U[5]、137Cs[6]等。筆者所在課題組前期已經(jīng)研究了納米ZnO對AM真菌及其宿主的影響[10-11],在此基礎(chǔ)上,本試驗將繼續(xù)研究AM真菌的根外菌絲對納米ZnO的響應(yīng)及對宿主玉米生長的影響,以期探索納米ZnO對土壤中AM真菌和植物生長的影響,及AM真菌對納米材料的響應(yīng)。
供試玉米品種:鄭單958,由河南省洛陽市農(nóng)業(yè)科學院提供。供試納米材料:納米ZnO,購自上海阿拉丁生化科技股份有限公司,粒徑大小為(90±10)nm。
供試土壤:農(nóng)田土,土壤過2 mm篩,121 ℃高壓蒸汽滅菌2 h,風干后備用。農(nóng)田土的基本理化性質(zhì)如表1所示。
供試菌劑:菌劑為AM真菌地表球囊霉(Glomusversiform),宿主植物為白花三葉草(TrifoliumrepensL.),基質(zhì)為河沙和滅菌土(體積比為1 ∶1),去掉白花三葉草地上部分,把根剪碎,以含有真菌孢子、菌絲、侵染根段等繁殖體和根際土壤的菌劑為接種物;以滅菌的接種物作為對照菌劑,除不含AM真菌外,其他均與AM真菌菌劑處理組相同。
表1 供試土壤的基本理化性質(zhì)
試驗于2016年3—7月在洛陽師范學院溫室大棚內(nèi)進行。上面、下面的盆分別為2.0、1.5 L的塑料盆,分別裝2.0、1.5 kg供試土壤,中間用孔徑為38 μm的尼龍網(wǎng)隔開。AM真菌菌絲可以通過尼龍網(wǎng),根系不能通過尼龍網(wǎng),因此,下層為菌絲室,上層為根室。根室土壤不施用納米ZnO,菌絲室土壤分別施用0、400、800、1 600、2 400 mg/kg納米ZnO,另外設(shè)置1個不接菌不施用納米ZnO的對照處理(NM 0),共6個處理,每個處理設(shè)4次重復(fù),共計24盆。將100 g菌劑均勻混施于根室土壤中,菌劑與土壤混勻,不接菌處理加入等量的滅菌菌劑,并澆灌10 mL過500目篩的菌劑濾液,使其他微生物群落盡量保持一致。為保證有充足的養(yǎng)分供應(yīng),裝盆前將NH4NO3、KH2PO4、K2SO4按300 mg/kg氮、150 mg/kg磷、20 mg/kg 鉀的用量均勻混入土壤中。每盆播種5粒玉米種子,出苗后每盆留3棵苗。在植物生長過程中控制土壤含水量在20%左右,避免土壤溶液從花盆底部滲出或澆水過多引起菌絲室中的納米ZnO污染根室中的土壤。所有盆缽隨機排列于日光溫室中。自出苗日起10周后收獲。
玉米收獲前測量植株株高,植株地上部分和地下部分分開收獲,用自來水沖洗干凈后,再次用去離子水進行沖洗,用吸水紙擦干,留取部分細根測定菌根侵染率,其余的樣品置于105 ℃烘箱中殺青30 min,然后70 ℃烘干稱質(zhì)量。菌根侵染率利用曲利苯藍-方格交叉法測定。植株地上部分和根系的烘干樣品粉碎后,用高氯酸和濃硝酸(體積比為1 ∶5)消煮,原子吸收分光光度法測定植株體內(nèi)鋅的含量,具體測定方法參照《土壤農(nóng)化分析》[12]。
用Excel、SPSS 10.0軟件處理和分析試驗數(shù)據(jù),用Duncan’s新復(fù)極差法比較各處理之間的差異性(P<0.05)。
參考Harper等的定義[13],根據(jù)下列公式計算植物對鋅的吸收效率和轉(zhuǎn)運效率:
植物對鋅的吸收效率(mg/g)=全株植株對鋅的吸收總量/根系干質(zhì)量。
植物對鋅的轉(zhuǎn)運效率(mg/g)=植株地上部分對鋅的吸收量/根系干質(zhì)量。
不接菌的對照處理中,玉米根系沒有菌根侵染。由圖1可知,在各個納米ZnO施用水平下玉米根系的菌根侵染率均高于49%,達到了較高的水平。與不施用納米ZnO的處理相比,施用納米ZnO處理的玉米根系菌根侵染率均升高,且隨著納米ZnO施用量的增加菌根侵染率呈現(xiàn)先升高后降低的趨勢,納米ZnO的施用量在1 600 mg/kg時菌根侵染率最高,在 2 400 mg/kg 時較低,其他水平下沒有明顯差異。
由表2可知,與不接菌的對照(NM 0)相比,在不同的納米ZnO施用水平下,接種AM真菌處理的玉米植株的地上部干質(zhì)量、株高均升高。與不施用納米ZnO的接菌對照相比,施用納米ZnO處理的玉米植株的地上部干質(zhì)量、根系干質(zhì)量和株高均降低。因此,當菌絲室的納米ZnO施用量在0~2 400 mg/kg 范圍時,接種AM真菌均可有效促進玉米生長。
表2 各處理組玉米的株高、干質(zhì)量
注:“地上部干質(zhì)量”“根系干質(zhì)量”均為1盆(3株)植株的測量數(shù)據(jù)。同列數(shù)據(jù)后不同小寫字母表示在0.05水平上差異顯著。
由圖2可知,與不接種AM真菌的對照(NM 0)相比,接菌玉米植株地上部對鋅的吸收量顯著增加,但納米ZnO的施用水平對玉米植株地上部對鋅的吸收量影響不顯著;接菌玉米植株根系對鋅的吸收量增加不顯著,納米ZnO的施用量為1 600 mg/kg時,玉米根系對鋅的吸收量明顯高于其他施用納米ZnO的處理。
由圖3、圖4可知,與不接種AM真菌的處理相比,接菌處理的玉米植株對鋅的吸收效率和轉(zhuǎn)運效率顯著提高,這表明接種AM真菌可促進玉米植株對土壤中鋅的吸收和轉(zhuǎn)運。在所有的接菌處理中,不施用納米ZnO處理的鋅吸收效率和轉(zhuǎn)運效率最低,當納米ZnO的施用量≥800 mg/kg時,接菌處理的玉米植株對鋅的吸收效率和轉(zhuǎn)運效率與不施用納米ZnO處理相比顯著增加,且隨著納米ZnO施用量的增加,玉米植株對鋅的吸收效率和轉(zhuǎn)運效率呈現(xiàn)升高趨勢。這是因為根外菌絲從高濃度的納米ZnO處理中吸收的鋅較多,從而進一步促進了植株對鋅的吸收和轉(zhuǎn)運。
接菌植株與不接菌植株的鋅吸收量差值可認為是由菌絲吸收的,由此可以計算出菌絲吸收鋅對接菌植株吸收鋅的貢獻率。由表3可知,不同納米ZnO施用水平下的菌絲貢獻率存在差異,但與納米ZnO的施用水平?jīng)]有顯著的相關(guān)性。納米ZnO施用量為1 600 mg/kg時,菌絲對植物吸收鋅的貢獻率最高,為28.05%。
表3 不同處理下根外菌絲對Zn吸收量的貢獻率
本試驗采取上下隔網(wǎng)分室裝置來研究AM真菌根外菌絲吸收轉(zhuǎn)運效應(yīng),一方面可以減少左右分室裝置中菌絲室中的重金屬向根室中遷移,另一方面在試驗過程中通過控制澆水量,可以減小菌絲室中的元素遷移到根室中的可能性,因此造成的試驗誤差較小,對根外菌絲對納米ZnO的響應(yīng)及對玉米生長影響的貢獻的統(tǒng)計是有效的。
本試驗結(jié)果表明,接種AM真菌顯著增加了玉米對Zn的吸收量,促進了玉米的生長發(fā)育;但接菌條件下在菌絲室中施用不同水平的納米ZnO,對玉米生長及根室中的AM真菌產(chǎn)生的影響差別不大。結(jié)果表明,接種AM真菌增加了玉米植株地上部和根系對鋅的吸收量。在本試驗中,根室中沒有施用納米ZnO,納米ZnO被施用在菌絲室,菌絲室和根室之間用孔徑為38 μm的尼龍網(wǎng)隔開,AM真菌菌絲可以通過尼龍網(wǎng),根系不能通過尼龍網(wǎng)。因此,納米ZnO只與AM真菌根外菌絲有聯(lián)系,這說明根外菌絲吸收了一部分菌絲室內(nèi)的鋅,菌絲吸收的鋅不僅僅固定在菌絲自身內(nèi)部,也將一部分吸收的鋅轉(zhuǎn)移到了植株根系內(nèi),并有一部分運輸?shù)降厣喜?,這與前人的研究結(jié)果[6-7]部分相一致。Declerck等研究發(fā)現(xiàn),G.lamellosum的根外菌絲可吸收、積累并轉(zhuǎn)運放射性金屬元素137Cs到植物根中[6]。Joner等研究發(fā)現(xiàn),G.mosseae的根外菌絲可以將109Cd從沙質(zhì)壤土運輸?shù)饺~草并把吸收的大部分109Cd固定在根部[9]。還有一些研究證實了菌根菌絲對重金屬的吸收轉(zhuǎn)運作用,Hutchinson等發(fā)現(xiàn),有的菌根植物中10%的109Cd是通過菌絲吸收的[7]。Rufyikiri等發(fā)現(xiàn),G.intraradices的菌絲可以將菌絲室中的233U轉(zhuǎn)運到植物根中[4]。上述研究中的重金屬(Cd、Cs等)都不是植物生長所必需的元素,與必需元素鋅相比,AM真菌根外菌絲對它們的吸收和運輸機制可能不一樣,而本研究采用的又是納米金屬氧化物(ZnO),迄今還沒有關(guān)于納米材料和AM真菌根外菌絲之間的相關(guān)細致研究,因此須要進一步深入研究。
與不接菌的對照(NM 0)相比,接菌處理的根系對鋅的吸收量在納米ZnO施用量為1 600 mg/kg時明顯增加,其他水平下略高但差異不明顯,接菌處理的地上部對鋅的吸收量均顯著增加,這一方面表明根外菌絲從菌絲室吸收了一部分鋅并轉(zhuǎn)運到植物根系,另一方面表明根室內(nèi)的菌根促進了植株對土壤中鋅的吸收及向地上部的轉(zhuǎn)運。接菌條件下,玉米對鋅的吸收效率和轉(zhuǎn)運效率隨著納米ZnO施用量的增加而提高,這進一步表明菌絲吸收的鋅轉(zhuǎn)移到植物根系內(nèi),并可轉(zhuǎn)運到植物地上部分,還表明根外菌絲吸收的鋅可促進宿主體內(nèi)鋅的吸收和轉(zhuǎn)運。而對于根外菌絲對鋅的吸收量和轉(zhuǎn)運量本試驗沒有進行細致研究,有待于進一步深入研究。
筆者及筆者所在課題組前期研究表明,隨納米ZnO施用量的增加,玉米根系和地上部對鋅的吸收量呈現(xiàn)一直顯著增加的趨勢[10,14]。而本試驗中,接菌條件下,隨著納米ZnO施用量的增加,玉米根系對鋅的吸收量呈現(xiàn)先增加后降低的趨勢,在納米ZnO施用量為1 600 mg/kg時達到最大。這表明,根外菌絲可能根據(jù)植物和AM真菌對鋅的需求量來主動調(diào)節(jié)吸收鋅的量,這樣可以避免被動吸收過多的鋅對植物和菌根本身造成傷害。
以上研究結(jié)果表明,在本試驗中,接種AM真菌可以有效促進玉米的生長發(fā)育;AM真菌根外菌絲可以吸收菌絲室中的鋅,并從自身轉(zhuǎn)運到宿主植物根系內(nèi),并進一步向地上部轉(zhuǎn)運;根外菌絲吸收的鋅可以促進宿主對鋅的吸收和轉(zhuǎn)運;AM真菌根外菌絲對鋅的吸收可能是主動調(diào)節(jié)吸收。
[1]Chen B,Christie P,Li X. A modified glass bead compartment cultivation system for studies on nutrient and trace metal uptake by arbuscular mycorrhiza[J]. Chemosphere,2001,42(2):185-192.
[2]Joner E J,Briones R,Leyval C. Metal-binding capacity of arbuscular mycorrhizal mycelium[J]. Plant and Soil,2000,226(2):227-234.
[3]Gonzalez-Chavez C,D’haen J,Vangronsveld J,et al. Copper sorption and accumulation by the extraradical mycelium of differentGlomusspp. (arbuscular mycorrhizal fungi) isolated from the same polluted soil[J]. Plant and Soil,2002,240(2):287-297.
[4]Rufyikiri G,Thiry Y L,Wang L,et al. Uranium uptake and translocation by the arbuscular mycorrhizal fungus,Glomusintraradices,under root-organ culture conditions[J]. New Phytologist,2002,156(2):275-281.
[5]Rufyikiri G,Thiry Y S. Contribution of hyphae and roots to uranium uptake and translocation by arbuscular mycorrhizal carrot roots under root-organ culture conditions[J]. New Phytologist,2003,158(2):391-399.
[6]Declerck S,Dupré de Boulois H,Bivort C,et al. Extraradical mycelium of the arbuscular mycorrhizal fungusGlomuslamellosumcan take up,accumulate and translocate radiocaesium under root-organ culture conditions[J]. Environmental Microbiology,2003,5(6):510-516.
[7]Hutchinson J J,Young S D,Black C R,et al. Determining uptake of radio-labile soil cadmium by arbuscular mycorrhizal hyphae using isotopic dilution in a compartmented-pot system[J]. New Phytologist,2004,164(3):477-484.
[8]Bürkert B,Robson A.65Zn uptake in subterranean clover(TrifoliumsubterraneumL.) by three vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi in a root-free sandy soil[J]. Soil Biology & Biochemistry,1994,26(9):1117-1124.
[9]Joner E J,Leyval C. Uptake of109Cd by roots and hyphae of aGlomusmosseae/Trifoliumsubterraneummycorrhiza from soil amended with high and low concentrations of cadmium[J]. New Phytologist,1997,135(2):353-360.
[10]Wang F Y,Liu X Q,Shi Z Y,et al. Arbuscular mycorrhizae alleviate negative effects of zinc oxide nanoparticle and zinc accumulation in maize plants:a soil microcosm experiment[J]. Chemosphere,2016,147:88-97.
[11]李 帥,劉雪琴,王發(fā)園,等. 納米氧化鋅、硫酸鋅和AM真菌對玉米生長的影響[J]. 環(huán)境科學,2015,36(12):4615-4622.
[12]鮑士旦. 土壤農(nóng)化分析[M]. 3版. 北京:中國農(nóng)業(yè)出版社,2013.
[13]Harper F A,Smith S E,Macnair M R. Can an increased copper requirement in copper-tolerantMimulusguttatusexplain the cost of tolerance?Ⅱ. Vegetative growth[J]. New Phytologist,1997,136(3):455-467.
[14]Liu X Q,Wang F Y,Shi Z Y,et al. Bioavailability of Zn in ZnO nanoparticle-spiked soil and the implications to maize plants[J]. Journal of Nanoparticle Research,2015,17(4):175-185.