何忠梅，李婷婷，趙玉娟，段翠翠，高 磊，牛春華，欒 暢，黃 城，李盛鈺,*

腸道是人體最大的消化器官，完整的腸黏膜屏障能夠阻止微生物及內(nèi)毒素進入體循環(huán)，維持腸道正常功能，保證機體健康[1]。腸黏膜屏障功能一旦受損，腸道通透性升高，腸腔內(nèi)內(nèi)毒素突破腸道屏障進入機體循環(huán)，促使大量炎性細胞因子釋放，引起機體炎癥，進而誘發(fā)異常的黏膜免疫反應(yīng)[2]。近年來研究發(fā)現(xiàn)腸黏膜屏障損傷與腸道炎癥、機體免疫、肥胖、胰島素抵抗及糖尿病等多種疾病相關(guān)[3-4]。因此，維持腸黏膜屏障功能的完整性將為臨床疾病干預(yù)提供新思路。

益生菌是一類對宿主機體有益的微生物[5]。研究表明，益生菌能夠減輕或阻止腹瀉、腸易激綜合征、炎癥性腸病等疾病的發(fā)生[6-7]。它對腸道屏障的作用機制包括維持正常菌群結(jié)構(gòu)；調(diào)節(jié)腸道微生態(tài)平衡；降低腸黏膜通透性；增加緊密連接蛋白的表達，修復(fù)機械屏障；抑制促炎因子分泌，保護腸道屏障。研究發(fā)現(xiàn)，益生菌可通過提高細胞間緊密連接蛋白分泌，修復(fù)侵襲性大腸桿菌引起的腸黏膜損傷[8]。Mennigen等[9]對小鼠誘導(dǎo)結(jié)腸炎的同時補充益生菌VSL＃3，結(jié)果表明小鼠炎癥反應(yīng)減輕，腸道通透性及緊密連接蛋白表達水平均得到改善。益生菌還可抑制細胞因子介導(dǎo)的信號轉(zhuǎn)導(dǎo)通路，減少TNF-α、IL-6等炎癥因子的產(chǎn)生，增加上皮緊密連接蛋白分泌并促進損傷上皮細胞修復(fù)，加強腸黏膜屏障的保護作用[10]。

植物乳桿菌Sc52菌株是從東北發(fā)酵酸菜中分離鑒定的一株乳酸菌菌株。課題組前期研究發(fā)現(xiàn)，植物乳桿菌Sc52具有輔助降血糖功效。該菌株通過調(diào)節(jié)脂類代謝、降低炎癥水平、促進腸道有益菌生長等途徑降低高脂飼料和STZ誘導(dǎo)糖尿病模型小鼠的血糖，同時上調(diào)IRS-2、GCK、GLUT2等相關(guān)蛋白的表達，恢復(fù)胰島素的敏感性，有效調(diào)節(jié)血糖代謝[11]。為了進一步探討植物乳桿菌Sc52降血糖的作用機制，本研究分析了植物乳桿菌Sc52對脂多糖（lipopolysaccharide，LPS）誘導(dǎo)小鼠腸道屏障損傷的保護作用，為菌株的應(yīng)用開發(fā)提供參考。

1 材料與方法

1.1 動物、材料與試劑

清潔級ICR雄性小鼠（體質(zhì)量18～22 g），購自長春市億斯實驗動物技術(shù)有限責任公司，基礎(chǔ)飼料適應(yīng)性喂養(yǎng)1 周。

菌株Sc52分離自中國東北傳統(tǒng)發(fā)酵酸菜，菌株經(jīng)表型、APICHL生化分析及16S rDNA序列分析鑒定為乳酸菌屬植物乳桿菌（Lactobacillus plantarum）。2015年6月29日保藏于中國微生物菌種保藏管理委員會普通微生物中心，其保藏編號為CGMCC No：11027。菌株在添加20%（體積分數(shù)）甘油的MRS（deMan Rogosa and Sharpe）培養(yǎng)基中凍存（-80 ℃）。使用前菌株按體積分數(shù)3%接種量接種于MRS液體培養(yǎng)基，連續(xù)活化3 代?；罨蟮木杲臃N于MRS液體培養(yǎng)基，37 ℃靜置培養(yǎng)16 h，4 ℃、6 000 r/min離心10 min，去上清液。菌體用無菌生理鹽水洗滌離心后，配成菌懸液，根據(jù)OD600nm檢測和平皿計數(shù)結(jié)果，調(diào)整菌液濃度為1×1010CFU/mL，備用。

MRS基礎(chǔ)培養(yǎng)基、LBS（Lactobacillus selection）瓊脂培養(yǎng)基、雙歧桿菌瓊脂（MRS、萘啶酸、硫酸新霉素、氯化鋰和硫酸巴龍霉素）培養(yǎng)基、胰胨-亞硫酸鹽-環(huán)絲氨酸瓊脂（tryptose sulfite cycloserine agar base，TSC）培養(yǎng)基、腸道菌計數(shù)瓊脂（violet red bile dextrose agar，VRBDA）培養(yǎng)基、膽鹽-七葉苷-疊氮鈉瓊脂（bile esculin azide agar，BEA）培養(yǎng)基 青島高科技工業(yè)園海博生物技術(shù)有限公司。

大腸桿菌脂多糖055:B5 美國Sigma公司；乙酸、丙酸、丁酸標準品（均為色譜純） 上海晶純生化科技股份有限公司；小鼠血清腫瘤壞死因子-α（tumor necrosis factor-α，TNF-α）、白細胞介素-6（interleukin-6，IL-6）、IL-12、D-乳酸（D-lactic acid，D-Lac）、二胺氧化酶（diamine oxidase，DAO）、酶聯(lián)免疫吸附測定（enzyme-linked immunosorbent assay，ELISA）試劑盒上海朗頓生物技術(shù)公司；RIPA蛋白提取試劑盒、BCA蛋白定量試劑盒 北京鼎國昌盛生物技術(shù)有限公司；GAPDH抗體、兔抗ZO-1單克隆抗體、兔抗Occludin單克隆抗體、兔抗Claudin-1單克隆抗體 英國Abcam公司；山羊抗兔二抗 北京中杉金橋生物技術(shù)有限公司。

1.2 儀器與設(shè)備

Sorvall Evolotion RC高速冷凍離心機 美國Thermo公司；HZQ-Q電熱恒溫培養(yǎng)箱 上海一恒實驗設(shè)備有限公司；Cary300紫外-可見分光光度計 美國Varian公司；ELx800全自動酶標儀 美國BioTek公司；BX50光學(xué)顯微鏡 日本Olympus公司；電泳和轉(zhuǎn)印系統(tǒng)美國Bio-Rad公司；ChemiScope 5600化學(xué)發(fā)光成像系統(tǒng)上海勤翔科學(xué)儀器有限公司；GC 7890A型氣相色譜儀美國Agilent技術(shù)有限公司。

1.3 方法

1.3.1 實驗動物及分組處理

小鼠隨機分為3 組，每組21 只。Sc52組灌胃植物乳桿菌Sc52 1010CFU/d，空白組和模型組小鼠灌胃等量生理鹽水，連續(xù)14 d。末次灌胃12 h后，模型組與Sc52組一次性腹腔注射15 mg/kg LPS，空白組注射等量生理鹽水。各組小鼠經(jīng)眼球取血，4 ℃、2 800 r/min離心10 min，收集上清液，-80 ℃凍存，待用。小鼠取血后經(jīng)脫頸處死，取肝臟、脾臟、腎臟稱質(zhì)量。收集回腸組織，預(yù)冷生理鹽水沖洗，部分用于蘇木精-伊紅（hematoxylin-eosin）染色，部分迅速放入-80 ℃冰箱凍存，用于Western blot分析。

1.3.2 一般體征觀察與小鼠臟器指數(shù)的測定

實驗期間每日稱量小鼠體質(zhì)量，觀察小鼠的精神、運動和呼吸等狀況。小鼠腹腔注射LPS后，觀察小鼠精神狀態(tài)、腹瀉及死亡狀況。各組小鼠肝臟、脾臟、腎臟稱質(zhì)量，各臟器質(zhì)量與小鼠終體質(zhì)量的比值即為臟器指數(shù)。

1.3.3 血清生化指標測定

按照ELISA試劑盒說明書，檢測小鼠血清中TNF-α、IL-6、IL-12、NO、DAO與D-Lac水平。1.3.4 小鼠回腸組織病理學(xué)檢測

小鼠回腸組織（距小腸回盲部1 cm處）1 cm，經(jīng)體積分數(shù)4%甲醛溶液固定，不同體積分數(shù)梯度乙醇處理后固定于石蠟中，切片后進行HE染色，光學(xué)顯微鏡下觀察小鼠回腸組織病理學(xué)變化。

1.3.5 小鼠腸道短鏈脂肪酸質(zhì)量濃度的測定

取小鼠結(jié)腸內(nèi)容物0.1 g，加蒸餾水5 mL溶解并振蕩2 h，12 000 r/min離心10 min。取上清液2 mL采用0.45 μm濾膜過濾，依次加入質(zhì)量分數(shù)為50%的H2SO40.4 mL，乙醚2.0 mL，振蕩30 次后12 000 r/min離心5 min，置于4 ℃冰箱中30 min，取上層乙醚溶液進行氣相分析[12]。測定采用外標法，用乙酸、丙酸和丁酸作標準曲線。氣相色譜測定條件：DB-FFAP色譜柱（30 m×0.25 mm，0.25 μm）。升溫程序：初溫120 ℃，維持5 min，以15 ℃/min升溫到250 ℃，保持1 min。FID溫度：280 ℃；載氣：氮氣；分流比：10∶1；流速：2.0 mL/min；待測樣品進樣體積：2 μL[13]。

1.3.6 小鼠腸道菌群計數(shù)

分別于第0、7、14天（注射LPS 6 h后），每組取3 只小鼠，無菌條件下取小鼠成形腸內(nèi)容物于試管內(nèi)，無菌生理鹽水梯度稀釋，分別涂布于LBS、雙歧桿菌瓊脂培養(yǎng)基、VRBDA、BEA和TSC瓊脂平板，每個稀釋度做3 個平行，37 ℃厭氧或需氧培養(yǎng)24～48 h，檢測乳桿菌、雙歧桿菌、腸桿菌、腸球菌和產(chǎn)氣莢膜梭菌數(shù)量。以顯微鏡鏡檢、革蘭氏染色鑒定目標菌落，并進行菌落計數(shù)。

1.3.7 Western blot檢測回腸組織緊密連接蛋白表達

取-80 ℃冰箱中凍存的小鼠回腸組織，參照蛋白抽提試劑盒說明書提取蛋白，Western blot法檢測小鼠回腸組織中ZO-1、Occludin和Claudin-1蛋白的表達。

1.4 數(shù)據(jù)統(tǒng)計分析

實驗數(shù)據(jù)處理采用SPSS 21.0統(tǒng)計分析，結(jié)果以 ±s表示，各實驗組間數(shù)據(jù)采用方差比較分析。以P值表示統(tǒng)計學(xué)差異，P＜0.05為差異顯著，P＜0.01為差異極顯著。

2 結(jié)果與分析

2.1 小鼠一般體征觀察與臟器指數(shù)

表1 植物乳桿菌Sc52對小鼠臟器指數(shù)的影響Table 1 Effect of L. plantarum Sc52 on organ indexes of mice

由表1可知，灌胃植物乳桿菌Sc52期間小鼠生長和精神狀況良好，攝食、飲水、呼吸和排泄等方面正常。LPS誘導(dǎo)后，模型組小鼠30 min后開始出現(xiàn)立毛、發(fā)抖、呼吸急促的現(xiàn)象。2 h后小鼠精神萎靡，活動能力減弱，伴有腹瀉等癥狀；而Sc52組小鼠精神狀態(tài)、活動能力與對照組相比差異明顯，但腹瀉癥狀較模型組減輕。至實驗結(jié)束（第14天），無小鼠死亡。如表1所示，模型組小鼠經(jīng)LPS誘導(dǎo)后，肝臟、脾臟、腎臟的臟器指數(shù)均有不同程度的增加，與空白組相比差異顯著，而灌胃植物乳桿菌Sc52的小鼠肝臟、脾臟、腎臟的臟器指數(shù)均低于模型組。

2.2 植物乳桿菌Sc52對小鼠血清中炎癥因子水平的影響

表2 植物乳桿菌Sc52對小鼠血清中炎癥因子的影響Table 2 Effect of L. plantarum Sc52 on serum inflammatory cytokines in mice

由表2可知，LPS誘導(dǎo)小鼠腸屏障損傷后，模型組小鼠血清中TNF-α、IL-6、IL-12、NO水平明顯升高，與

空白組相比差異極顯著（P＜0.01），由于內(nèi)毒素進入血液循環(huán)后激發(fā)機體的炎癥反應(yīng)，使機體炎癥水平迅速升高，而灌胃植物乳桿菌Sc52菌液后的小鼠炎癥反應(yīng)減輕，小鼠血清中TNF-α、IL-6、IL-12水平和NO水平均呈不同程度降低。提示植物乳桿菌Sc52能明顯緩解LPS誘導(dǎo)的小鼠炎癥反應(yīng)，降低小鼠血清中炎癥因子水平。

2.3 植物乳桿菌Sc52對小鼠血清中D-Lac和DAO水平的影響

圖1 植物乳桿菌Sc52對小鼠血清中D-Lac的影響Fig. 1 Effect of L. plantarum Sc52 on serum D-Lac in mice

圖2 植物乳桿菌Sc52對小鼠血清中DAO的影響Fig. 2 Effect of L. plantarum Sc52 on serum DAO in mice

由圖1、2可知，注射LPS 6 h后，小鼠血清中D-Lac和DAO水平迅速升高。模型組D-Lac與DAO水平分別升高到3.65 μmol/mL、74.36 ng/mL，而灌胃植物乳桿菌Sc52的小鼠血清中D-Lac與DAO水平分別為3.23 μmol/mL、62.82 ng/mL，與模型組相比差異性極顯著（P＜0.01）。表明LPS誘導(dǎo)后小鼠腸屏障受損，腸道通透性增加，導(dǎo)致通透性相關(guān)的指標水平迅速升高。提示植物乳桿菌Sc52通過改善腸道通透性水平，緩解LPS對腸道屏障造成的損傷。

2.4 植物乳桿菌Sc52對小鼠回腸病理學(xué)的影響

圖3 植物乳桿菌Sc52對小鼠回腸組織病理學(xué)變化的影響（1 000×）Fig. 3 Effect of L. plantarum Sc52 on histopathological changes in the ileum of mice (1 000 ×)

由圖3可知，空白組小鼠的回腸絨毛結(jié)構(gòu)完整，上皮細胞排列整齊，無明顯的炎性細胞浸潤及腸黏膜上皮細胞脫落現(xiàn)象（圖3A）；模型組小鼠的回腸上皮細胞排列紊亂，腸黏膜絨毛出現(xiàn)破損，炎細胞浸潤出現(xiàn)血灶，這是由于LPS的破壞作用所引起（圖3B）；灌胃植物乳桿菌Sc52的小鼠回腸上皮細胞排列未見明顯異常，腸組織中偶見炎性細胞浸潤伴有充血，但與模型組相比，癥狀明顯減輕（圖3C）。提示植物乳桿菌Sc52能夠減輕LPS對回腸黏膜組織所造成的損傷。

2.5 植物乳桿菌Sc52對小鼠腸道短鏈脂肪酸的影響

表3 植物乳桿菌Sc52對小鼠腸道短鏈脂肪酸質(zhì)量濃度的影響Fig. 3 Effect of L. plantarumSc52 on intestinal short-chain fatty acids in mice mg/mL

如表3所示，模型組小鼠腸道中短鏈脂肪酸總量明顯下降，表明模型組小鼠腸道平衡被破壞，預(yù)先灌服植物乳桿菌Sc52菌液的小鼠腸道中短鏈脂肪酸總量升高，為2.39 mg/mL，其中乙酸質(zhì)量濃度1.86 mg/mL，丁酸質(zhì)量濃度0.32 mg/mL，與模型組相比具有顯著差異（P＜0.05）。以上結(jié)果表明，植物乳桿菌Sc52能夠升高小鼠腸道中短鏈脂肪酸水平。

2.6 植物乳桿菌Sc52對小鼠腸道菌群的影響

表4 植物乳桿菌Sc52對小鼠腸道菌群的影響Fig. 4 Effect of L. plantarum Sc52 on the intestinal microflora in mice lg（CFU/g）

由表4可知，灌服植物乳桿菌Sc52菌液至第7天時，小鼠腸道中乳桿菌、雙歧桿菌的數(shù)量增加，腸桿菌數(shù)量降低，與模型組相比，具有顯著性差異（P＜0.05）。隨著灌胃時間的延長，第14天，LPS的破壞作用致使腸道菌群失調(diào)，模型組小鼠腸道中乳桿菌與雙歧桿菌數(shù)量有所減少，腸桿菌、腸球菌及產(chǎn)氣莢膜梭菌數(shù)量均有不同程度增多，而灌服植物乳桿菌Sc52菌液的小鼠腸道中乳桿菌與雙歧桿菌數(shù)量高于模型組，腸桿菌數(shù)量低于模型組，差異性極顯著（P＜0.01），腸球菌和產(chǎn)氣莢膜梭菌數(shù)量均低于模型組，差異顯著（P＜0.05）。表明植物乳桿菌Sc52能夠促進腸道中有益菌的生長，抑制有害菌的繁殖，調(diào)節(jié)機體腸道微生態(tài)平衡，改善LPS引起的小鼠腸道菌群失調(diào)，保護腸黏膜生物屏障。

2.7 植物乳桿菌Sc52對小鼠回腸緊密連接蛋白表達的影響

小鼠回腸上皮細胞間緊密連接蛋白表達如圖4所示，LPS能夠直接作用于腸上皮細胞，破壞緊密連接蛋白結(jié)構(gòu)，降低緊密連接蛋白ZO-1、Occludin與Claudin-1的表達。與模型組相比，植物乳桿菌Sc52預(yù)防組小鼠回腸Occludin與Claudin-1蛋白的表達量分別增加了83.78%、143.24%，差異呈極顯著性（P＜0.01），Sc52組小鼠回腸ZO-1蛋白表達量增加了33.33%，表明植物乳桿菌Sc52能夠通過上調(diào)腸上皮細胞間緊密連接蛋白表達量，對LPS引起的腸道屏障損傷發(fā)揮保護作用。

3 討 論

炎癥反應(yīng)是決定腸道屏障功能損傷及其相關(guān)疾病發(fā)展的關(guān)鍵因素，脂多糖是革蘭氏陰性細菌細胞壁的主要成分，進入機體循環(huán)后作用于細胞膜受體，激活細胞內(nèi)信號轉(zhuǎn)導(dǎo)系統(tǒng)，啟動宿主防御反應(yīng)，釋放多種炎性因子誘發(fā)全身性炎癥反應(yīng)，損傷腸黏膜屏障[14]。有文獻報道，外源性攝入益生菌能夠減輕機體炎癥反應(yīng)，主要通過調(diào)節(jié)多條信號轉(zhuǎn)導(dǎo)通路，抑制多種促炎細胞因子產(chǎn)生從而降低促炎細胞因子對腸黏膜屏障完整性的破壞[15-16]。本研究中，與空白組相比，小鼠注射LPS 30 min后，開始出現(xiàn)倦怠少動，呼吸加快，并伴有腹瀉癥狀。模型組小鼠臟器指數(shù)及血清中TNF-α、IL-6、IL-12、NO等炎癥因子表達顯著升高，而預(yù)先灌胃植物乳桿菌Sc52的小鼠臟器指數(shù)及血清中炎癥因子含量與模型組相比顯著降低，提示植物乳桿菌Sc52能夠抑制多種炎癥因子產(chǎn)生。這與Chen等[17]的報道相一致，益生菌可通過抑制TNF-α、IL-6等炎性細胞因子分泌，調(diào)節(jié)腸黏膜免疫功能，保護腸道屏障。

越來越多的證據(jù)表明，腸黏膜屏障的完整性對腸道正常功能的維持具有非常重要的作用[18]。腸黏膜屏障一旦受損，腸道通透性發(fā)生改變，檢測血清中D-Lac水平變化能夠及時反映腸黏膜通透性的變化和損害程度[19]。DAO大部分存在于小腸黏膜絨毛，因其在外周血中活性穩(wěn)定，故檢測血中DAO水平高低，能夠反應(yīng)腸黏膜損傷與修復(fù)程度[20]。觀察小鼠回腸病理切片可知，由于LPS的破壞作用，模型組小鼠回腸黏膜嚴重受損，而預(yù)先灌服植物乳桿菌Sc52菌液的小鼠與模型組相比損傷程度較輕。注射LPS 6 h后，模型組小鼠血清中D-Lac與DAO水平明顯升高，而預(yù)先灌胃植物乳桿菌Sc52能夠降低小鼠血清中D-Lac與DAO水平，提示植物乳桿菌Sc52可抑制由LPS引起的小鼠腸道通透性升高。研究發(fā)現(xiàn)，血清D-Lac水平升高，腸道通透性增加，回腸黏膜組織緊密連接蛋白水平顯著降低，表明腸道通透性的改變與腸上皮細胞間緊密連接蛋白的表達密切相關(guān)[21]。腸上皮細胞間緊密連接蛋白對維持腸黏膜上皮細胞屏障功能、調(diào)節(jié)腸道通透性及維持細胞骨架完整性具有重要作用，其中Claudin-1、Occludin、ZO-1是反映緊密連接蛋白完整性的敏感性指標[22]。本研究發(fā)現(xiàn)，注射LPS后，模型組小鼠回腸組織Occludin、Claudin-1和ZO-1的表達量減少，該結(jié)果與Anderson等[23]的研究結(jié)果一致，據(jù)報道，LPS可直接作用于腸黏膜，破壞緊密連接蛋白磷酸化與去磷酸化過程，損害腸黏膜屏障功能，增加腸黏膜通透性，削弱屏障作用[24-25]。既往多項研究表明多種益生菌可通過調(diào)節(jié)緊密連接蛋白表達改善腸道的通透性，體外研究表明，益生菌VSL＃3通過調(diào)節(jié)緊密連接蛋白表達水平，能夠修復(fù)TNF-α引起的HT-29單層細胞損傷[26]。體內(nèi)研究發(fā)現(xiàn)，經(jīng)EcN飼喂后的小鼠回腸組織ZO-1的mRNA和蛋白的表達量都有不同程度的增加，腸上皮屏障功能并得以改善和修復(fù)[27]。本研究結(jié)果也同樣表明，灌胃植物乳桿菌Sc52的小鼠回腸組織Occludin、Claudin-1和ZO-1蛋白的表達水平均有不同程度的增加，推測其作用機制可能是通過上調(diào)腸上皮細胞緊密連接蛋白的表達，降低血清中炎癥因子和D-Lac及DAO水平，減輕腸上皮的損傷，降低腸道通透性，保護腸黏膜上皮間的緊密連接結(jié)構(gòu)，改善腸黏膜屏障功能，從而達到抗炎作用并維持屏障功能完整性。

腸道菌群組成的微生態(tài)系統(tǒng)作為生物屏障抵御病原體的入侵，保證機體健康。攝入外源性的益生菌可通過消耗腸道內(nèi)氧氣調(diào)節(jié)腸道有益菌與有害菌的數(shù)量，維持機體腸道菌群平衡，并對失調(diào)的腸道菌群具有修復(fù)作用[28]。研究發(fā)現(xiàn)，對正常小白鼠給予雙歧桿菌菌液灌胃，與對照組相比，實驗組雙歧桿菌數(shù)量顯著增加，腸桿菌數(shù)量顯著下降[29]。用雙歧桿菌BBMN01菌液給予小鼠連續(xù)灌胃14 d后，小鼠腸道中乳桿菌與雙歧桿菌數(shù)量顯著增多，腸桿菌數(shù)量顯著降低。表明雙歧桿菌的攝入對機體腸道菌群具有一定的調(diào)節(jié)作用[30]。本研究中，植物乳桿菌Sc52能夠顯著提高小鼠腸道中乳桿菌、雙歧桿菌兩種主要益生菌數(shù)量，顯著降低腸桿菌與產(chǎn)氣莢膜梭菌數(shù)量。其機理為植物乳桿菌Sc52在腸道繁殖，消耗大量氧氣，腸道內(nèi)氧濃度降低，改善了雙歧桿菌等厭氧菌的生長環(huán)境，同時也使腸道中腸桿菌和腸球菌等需氧菌的生長因缺氧而受到抑制。提示植物乳桿菌Sc52具有增加腸道有益菌數(shù)量、降低有害菌數(shù)量，調(diào)節(jié)腸道微生態(tài)平衡，改善腸黏膜生物屏障損傷的作用。

綜上所述，植物乳桿菌Sc52可通過降低機體血清中炎癥因子水平、改善腸黏膜通透性、調(diào)節(jié)腸道微生物平衡、上調(diào)腸上皮細胞間緊密連接蛋白的表達，維持腸道屏障結(jié)構(gòu)和功能的完整性。

參考文獻：

[1] 黃蓉, 歐希龍. 腸道黏膜屏障功能損傷機制及其防治的研究進展[J]. 現(xiàn)代醫(yī)學(xué), 2015, 43(5): 659-662. DOI:10.3969/j.issn.1671-7562.2015.05.037.

[2] MERGA Y, CAMPBELL B J, RHODES J M. Mucosal barrier,bacteria and inflammatory bowel disease: possibilities for therapy[J].Digestive Diseases, 2014, 32(4): 475-483. DOI:10.1159/000358156.

[3] GIUFFRIDA P, BIANCHERI P, MACDONAID T T. Proteases and small intestinal barrier function in health and disease[J]. Current Opinion in Gastroenterology, 2014, 30(2): 147-153. DOI:10.1097/MOG.0000000000000042.

[4] SCALDAFERRI F, PIZZOFERRATO M, GERARDI V, et al.The gut barrier: new acquisitions and therapeutic approaches[J].Journal of Clinical Gastroenterology, 2012, 46: 12-17. DOI:10.1097/MCG.0b013e31826ae849.

[5] 孫笑非, 溫俊. 益生菌調(diào)節(jié)腸道菌群的作用機制及研究進展[J]. 飼料研究, 2010(4): 56-58.

[6] OREL R, TROP T K. Intestinal microbiota, probiotics and prebiotics in inflammatory bowel disease[J]. World Journal of Gastroenterology,2014, 20(33): 11505-11524. DOI:10.3748/wjg.v20.i33.11505.

[7] JAFARI E, VAHEDI H, MERAT S, et al. Therapeutic effects,tolerability and safety of a multi-strain probiotic in Iranian adults with irritable bowel syndrome and bloating[J]. Archives of Iranian Medicine, 2014, 17(7): 466-470. DOI:014170/AIM.003.

[8] 張中偉, 秦環(huán)龍. 乳酸菌對感染腸上皮細胞通透性及緊密連接蛋白表達的影響[J]. 腸外與腸內(nèi)營養(yǎng), 2007, 14(4): 193-196; 200.DOI:10.3969/j.issn.1007-810x.2007.04.001.

[9] MENNIGEN R, BRUEWER M. Effect of probiotics on intestinal barrier function[J]. Annals of the New York Academy of Science,2009, 1165(1): 183-189. DOI:10.1111/j.1749-6632.2009.04059.x.

[10] HEMERT S V, VERWER J, SCHUTZ B. Clinical studies evaluating effects of probiotics on parameters of intestinal barrier function[J].Advances in Microbiology, 2013, 3(2): 212-221. DOI:10.4236/aim.2013.32032.

[11] 欒暢, 王宏偉, 何忠梅, 等. 植物乳桿菌Sc52聯(lián)合牛蒡低聚果糖對2型糖尿病模型小鼠的治療作用[J]. 食品科學(xué), 2015, 36(21): 214-220.DOI:10.7506/spkx1002-6630-201521040.

[12] SCHNEIDER S M, GIRARD-PIPAU F, ANTY R, et al. Effects of total enteral nutrition supplemented with a multi-fibre mix on faecalshort-chain fatty acids and microbiota[J]. Clinical Nutrition,2006, 25(1): 82-90. DOI:10.1016/j.clnu.2005.09.006.

[13] 連曉蔚, 彭喜春. 腸道菌群利用去淀粉麥麩體外發(fā)酵產(chǎn)短鏈脂肪酸[J]. 暨南大學(xué)學(xué)報(自然科學(xué)與醫(yī)學(xué)版), 2011, 32(3): 290-293.

[14] ASTIZ M E, RACKOW E C. Septic shock[J]. Lancet, 1998, 351:1501-1505. DOI:10.1016/s0140-6736(98)01134-9.

[15] FASANO A. Zonulin and its regulation of intestinal barrier function:the biological door to inflammation, autoimmunity, and cancer[J].Physiological Reviews, 2011, 91(1): 151-175. DOI:10.1152/physrev.00003.2008.

[16] DONATO K A, GAREAU M G, WANG Y J, et al. Lactobacillus rhamnosus GG attenuates interferon-γ and tumour necrosis factor-α induced barrier dysfunction and pro-inflammatory signaling[J].Microbiology, 2010, 156(11): 3288-3297. DOI:10.1099/mic.o.040139-0.

[17] CHEN C C, WALKER W A. Probiotics and the mechanism of necrotizing enterocolitis[J]. Seminars in Pediatric Surgery, 2013,22(2): 94-100. DOI:10.1053/j.sempedsurg.2013.01.006.

[18] 馬鋒振, 楊公利. 益生菌對腸黏膜屏障損傷的保護及修復(fù)機制研究進展[J]. 中華臨床醫(yī)師雜志, 2013, 11(7): 5014-5016. DOI:10.3877/cma.j.issn.1674-0785.2013.11.059.

[19] MURRAY M J, BARBOSE J J, COBB C F. Serum D(-)-lactate levels as a predictor of acute intestinal ischemia in a rat model[J].Journal of Surgical Research, 1993, 54(5): 507-509. DOI:10.1006/j.sre.1993.1078.

[20] 馬軍宏, 于向陽, 張楠, 等. 緊密連接蛋白與腸黏膜屏障損傷研究進展[J]. 中國中西醫(yī)結(jié)合外科雜志, 2015, 21(1): 104-105.DOI:10.3969/j.issn.1007-6948.2015.01.037.

[21] YANG F, WANG A, ZENG X, et al. Lactobacillus reuteri 15007 modulates tight junction protein expression in IPEC-J2 cells with LPS stimulation and in newborn piglets under normal conditions[J]. BMC Microbiology, 2015, 15(1): 1-11. DOI:10.1186/s12866-015-0372-1.

[22] 王海燕, 張文遠. 益生菌對腸黏膜屏障緊密連接蛋白保護作用的研究進展[J]. 國際消化病雜志, 2012, 32(5): 284-286. DOI:10.3969/j.issn.1673-534X.2012.05.010.

[23] ANDERSON R C, COOKSON A L, MCNABB W C, et al.Lactobacillus plantarum MB452 enhances the function of the intestinal barrier by increasing the expression levels of genes involved in tight junction formation[J]. BMC Microbiology, 2010, 10(1): 1-11.DOI:10.1186/1471-2180-10-316.

[24] 姜偉煒, 張文遠. 緊密連接蛋白與炎癥性腸病[J]. 國際消化病雜志, 2010, 30(2): 99-100; 114. DOI:10.3969/j.issn.1673-534X.2010.02.012.

[25] GUO S, AL-SADI R, SAID H M, et al. Lipopolysaccharide causes an increase in intestinal tight junction permeability in vitro and in vivo by inducing enterocyte membrane expression and localization of TLR-4 and CD14[J]. The American Journal of Pathology, 2013, 182(2): 375-387. DOI:10.1016/j.ajpath.2012.10.014.

[26] DAI C, ZHAO D H, JIANG M. VSL#3 probiotics regulate the intestinal epithelial barrier in vivo and in vitro via the p38 and ERK signaling pathways[J]. International Journal of Molecular Medicine,2012, 29(2): 202-208. DOI:10.3892/ijmm.2011.839.

[27] UKENA S N, SINGH A, DRINGENBERG U, et al. Probiotic Escherichia coli Nissle 1917 inhibits leaky gut by enhancing mucosal integrity[J]. PLoS ONE, 2007, 2(12): e1308. DOI:10.1371/journal.pone.0001308.

[28] 伊淑帥, 王開, 胡桂學(xué). 益生菌對腸黏膜屏障的保護及作用機制研究進展[J]. 中國獸藥雜志, 2015, 49(10): 56-61.

[29] 孟祥晨, 霍貴成. 雙歧桿菌對正常小白鼠免疫調(diào)節(jié)及腸道菌群的影響[J]. 東北農(nóng)業(yè)大學(xué)學(xué)報, 2004, 35(4): 458-464. DOI:10.3969/j.issn.1005-9369.2004.04.016.

[30] 趙勝娟, 羅紅霞, 楊海鶯, 等. 雙歧桿菌BBMN01對小鼠腸道菌群的影響[J]. 食品科學(xué), 2008, 29(2): 394-397. DOI:10.3321/j.issn:1002-6630.2008.02.088.