聶吉語，姜子濤，李 榮，王 穎，常金濤，李逸凡

(天津商業(yè)大學生物技術與食品科學學院，天津市食品生物技術重點實驗室，天津300134)

迷迭香(Rosmarinus officinalis L.)屬唇形科迷迭香屬植物［1］，別名海洋之露、艾菊。迷迭香原產于環(huán)地中海沿岸地區(qū)，近年在我國云南、貴州、海南等地已被大面積引種栽培［2］。迷迭香多年來一直被用作香料，用于佐餐及腌制、熏制食品的調味［3］。對于迷迭香化學成分的研究，國內外已有許多文獻報道［4－6］，其成分主要包括黃酮類、萜類和精油等［7－9］。其中，二萜類物質迷迭香酸具有抗輻射、抗誘變、保護腦組織和治療過敏性疾病等藥理學活性［10－11］。另外，陳寶等［12］和江濤等［13］分別報道了迷迭香黃酮的提取工藝，包括乙醇熱浸提法及有機溶劑法等;Hyun等［14］測定了迷迭香甲醇提取物的乙酸乙酯提取部分的抗氧化能力，并從中鑒定出了咖啡酸、迷迭香酸、迷迭香酸甲酯、木樨草素、芹黃素和高車前素6種成分。類似地，陳文等［15］利用LC－MS/MS分離鑒定了迷迭香中的5種化學成分。已報道的迷迭香黃酮提取方法包括有機溶劑法、索氏提取法、回流提取以及超聲輔助提取等［16－18］，這些方法均存在提取時間長、提取效率低等缺陷。

本研究采用微波輔助快速提取的方式［19］提取迷迭香黃酮，通過單因素實驗和響應面法確定迷迭香黃酮的最佳提取條件，并利用大孔吸附樹脂對所獲得的迷迭香黃酮進行提純;采用β－環(huán)糊精鉀金屬有機骨架材料(K－CD－MOF)對迷迭香黃酮進行包結，優(yōu)化其在加熱、強酸或強堿等特殊加工環(huán)境下的穩(wěn)定性，以期為迷迭香黃酮的加工利用提供參考。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

迷迭香 粉碎后過20目篩備用，購自云南;D101大孔樹脂 天津南開大學化工廠;蘆丁標準品 北京化學試劑公司;甲醇(色譜純) 天津市科密歐化學試劑有限公司;無水乙醇、石油醚(30～60℃) 天津市南開區(qū)依文司樂玻璃器皿銷售中心;亞硝酸鈉、硝酸鋁 天津金匯太亞化學試劑有限公司;氫氧化鉀、氫氧化鈉、冰乙酸 天津市凱通試劑有限公司;β－環(huán)狀糊精(β－CD) 上?；瘜W試劑采購供應站聯(lián)營企業(yè)中心化工廠;所用試劑除特殊注明外，均為分析純;超純水 實驗室自制。

1260 Series型高效液相色譜儀(色譜柱為Agilent Zorbax Eclipse Plus－C18，250 mm × 4.6 mm，5μm) 美國 Agilent公司;Multisynth型微波反應器 意大利Milestone公司;FW100型高速萬能粉碎機 天津市泰斯特儀器有限公司;Lambda 25型紫外－可見分光光度計 珀金埃爾默儀器有限公司;Alpha－1500型紫外可見分光光度計 上海譜元儀器有限公司;RE52－86A型旋轉蒸發(fā)儀 上海亞榮生化儀器廠;FD5－3型冷凍干燥機 美國GOLD SIM公司;B203型生物光學顯微鏡 重慶市奧特儀器有限公司;NICOLET iS10型傅里葉變換紅外光譜儀 美國Thermo Nicolet公司;AUW120D型十萬分之一天平 日本島津公司;SMART－N型純水機 上海Heal Force公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 標準曲線的制作及黃酮含量的測定 參考文獻［20］的方法繪制黃酮的標準工作曲線，精確稱量20.0 mg的蘆丁標準品，用體積分數(shù)為30%的乙醇溶液溶解后，轉移到100 mL容量瓶中并定容，即得質量濃度為0.2 mg/mL的蘆丁標準溶液。取上述蘆丁標準溶液0.0、0.5、1.0、1.5、2.0、2.5 mL 分別置于10 mL 比色管中，依次加入0.4 mL 5%NaNO2溶液，搖勻，靜置6 min后加入0.4 mL 10%Al(NO3)3溶液，搖勻，靜置6 min后加入4.0 mL 4%NaOH溶液，搖勻，最后用體積分數(shù)為30%的乙醇溶液定容至刻度。以試劑空白為對照，15 min后于508 nm波長處測其吸光度。得到標準曲線回歸方程為:A=10.27143C+0.01783(R2=0.9995)，式中，C為蘆丁的質量濃度(mg/mL)，A為吸光度值。

按公式(1)計算黃酮得率:

式中:C為提取液由蘆丁標準曲線計算出的黃酮質量濃度(mg/mL)，V為提取液體積(mL)，N為稀釋倍數(shù)，m為稱取的迷迭香粉末的質量(mg)。

1.2.2 迷迭香黃酮微波提取工藝 稱取1.0 g脫脂后迷迭香粉末，放入微波反應器的平底燒瓶中，以一定體積分數(shù)的乙醇溶液為溶劑，設置一定的微波功率、微波溫度以及提取時間，于微波反應器中提取。冷卻后減壓過濾，所得濾液用石油醚萃取3次，棄除石油醚層，得迷迭香黃酮提取液。經減壓旋蒸至無乙醇后冷凍干燥得迷迭香黃酮粉末。

1.2.3 迷迭香黃酮微波提取單因素實驗 選擇液料比40∶1(mL∶g)、微波溫度70℃、微波功率500 W以及提取時間7 min，分別考察乙醇體積分數(shù)在20%、30%、40%、50%、60%、70%、80%時的黃酮得率;在乙醇的體積分數(shù)為50%的溶液為提取溶劑，微波溫度70℃、微波功率500 W以及提取時間7 min，分別考察液料比在20∶1、30∶1、40∶1、50∶1、60∶1(mL∶g)時的黃酮得率;選擇體積分數(shù)為50%的乙醇溶液為提取溶劑，液料比40∶1(mL∶g)，微波功率500 W和提取時間7 min，分別考察微波溫度在40、50、60、70、80℃時的黃酮得率;選擇體積分數(shù)為50%的乙醇溶液為提取溶劑，液料比 40∶1(mL∶g)，微波溫度70℃，分別考察微波功率在400、500、600 W下，提取時間在5、6、7、8、9 min時的黃酮得率。所獲得的提取液在最大吸收波長273 nm下測定其吸光度A，以吸光度值的大小表征提取液中黃酮的得率的高低。試驗重復3次，取平均值。

1.2.4 迷迭香黃酮提取工藝的響應面優(yōu)化設計 根據(jù)單因素實驗結果及SPSS軟件分析，選取乙醇體積分數(shù)(A)、液料比(B)、提取溫度(C)作為響應面設計的考察因素并選取較優(yōu)水平范圍，以迷迭香黃酮在273 nm處的吸光度值為響應值，按照 Box－Behnken原理，用Design Expert 8.0設計優(yōu)化試驗。其中，每個因素3個水平，中心試驗重復3次，因素水平設計如表1。

表1 響應面試驗因素水平設計Table 1 Factors and levels design of response surface methodology

1.2.5 迷迭香黃酮樣品液的制備 稱取迷迭香黃酮粉末0.5 g，加入少量無水乙醇溶解，轉移至500 mL容量瓶中，蒸餾水定容，即得1.0 mg/mL的迷迭香粗黃酮儲備液。

1.2.6 D101大孔樹脂純化迷迭香黃酮

1.2.6.1 大孔樹脂的預處理 參考文獻［21］中的方法并稍作修改。將D101大孔樹脂足量浸泡于體積分數(shù)為95%的乙醇溶液中24 h，裝柱，用蒸餾水洗至流出液無乙醇味，然后用5%的HCl溶液浸泡3 h，裝柱，用蒸餾水洗至流出液pH呈中性，再用5%的NaOH溶液浸泡3 h，裝柱，用蒸餾水洗至流出液pH呈中性。將處理好的大孔樹脂浸泡在蒸餾水中，備用。

1.2.6.2 D101大孔樹脂純化迷迭香黃酮 稱取適量經預處理的D101大孔樹脂，采用濕法裝柱。參考文獻［22］，調節(jié)1.0 mg/mL迷迭香粗黃酮儲備液p H為4，流出液速度控制在2 BV/h，每隔8 min測定一次在273 nm波長下流出液的吸光度值，當流出液的吸光度值為上樣液吸光度值的1/10(泄漏點)時，停止上樣，此時達到大孔樹脂的最大吸附量。用2 BV蒸餾水洗凈柱內殘留樣品液以及水溶性雜質，然后用50%乙醇溶液解吸，解吸液體積為3 BV、流速為2 BV/h，收集迷迭香黃酮解析液。用旋轉蒸發(fā)儀減壓濃縮后冷凍干燥，得純化后迷迭香黃酮粉末，按公式(2)計算純化后黃酮純度。

式中:C0為純化后迷迭香黃酮的質量濃度(mg/mL);V0為迷迭香黃酮溶液的體積(mL);N為稀釋倍數(shù);m0為迷迭香黃酮粉末的質量(mg)。

1.2.6.3 HPLC法檢測D101大孔樹脂對迷迭香黃酮純化效果 將純化前后迷迭香黃酮粉末分別用色譜級甲醇溶解，配制成質量濃度為1.0 mg/mL的溶液，進行HPLC分析。色譜條件:流動相為甲醇(A)、超純水(B)、1%乙酸水溶液(C)三者的混合溶液，采用梯度洗脫的方式:在0～45 min之間，A的濃度由30%勻速增加到80%，B由60%勻速降低到10%，期間C的濃度始終保持10%;流動相流速為0.8 mL/min;進樣量10μL;檢測波長273 nm;柱溫30℃。

1.2.7 K－CD－MOF的合成及對迷迭香黃酮的包合作用

1.2.7.1 K－CD－MOF的合成 參照文獻［23－24］的方法并稍作改進，準確稱取1.3000 gβ－CD和0.4500 g氫氧化鉀于燒杯中，加入20 mL水磁力攪拌溶解，全部溶解后將燒杯放入裝有100 mL無水甲醇的層析缸中，密封。在室溫條件下靜置一周，期間甲醇蒸汽緩慢擴散進入溶液，在燒杯中生長出無色長立方塊晶體K－CD－MOF。用玻璃棒取少量合成得到的K－CD－MOF材料，平鋪在顯微鏡的載玻片上，觀察其形貌。

1.2.7.2 迷迭香黃酮K－CD－MOF包結物(RF－K－CD－MOF)制備 參考文獻［25］的方法，按 1∶3、1∶5、1∶8、1∶10 和1∶12 的芯壁比(以質量比計)進行試驗。即稱取一定量的K－CD－MOF，用蒸餾水將其溶解，在48℃下向K－CD－MOF溶液中逐滴滴加純化后迷迭香黃酮溶液，邊滴加邊攪拌1 h，待包結物冷卻后，冷凍干燥即得不同芯壁比下的包結物干燥粉末。

1.2.7.3 包結率測定 參考文獻［26］的方法測定包結率。包結物表面黃酮的測定:稱取各芯壁比的RF－K－CD－MOF粉末0.0500 g于100 mL容量瓶中，加入無水乙醇，充分振蕩、洗滌后，無水乙醇定容至刻線，搖勻后靜置，移取1.0 mL上清液，按照亞硝酸法顯色［20］，測定 RF－K－CD－MOF表面黃酮的吸光度，并按方法1.2.1的蘆丁標準曲線計算黃酮含量，實驗平行做3次。

RF－K－CD－MOF中總黃酮的測定:稱取各芯壁比的RF－K－CD－MOF粉末0.0500 g于100 mL容量瓶中，加水定容至刻線，60 W超聲溶解包結物，靜置，移取1.0 mL上清液，按照亞硝酸法顯色，測定RF－K－CD－MOF中總黃酮的吸光度，并按方法1.2.1的蘆丁標準曲線計算黃酮含量，實驗平行做3次。

則RF－K－CD－MOF中黃酮包結率按公式(3)計算:

1.2.7.4 包結物的紅外光譜表征 分別將純化后迷迭香黃酮(RF)、K－CD－MOF、RF－K－CD－MOF 及純化后迷迭香黃酮與K－CD－MOF混合物和干燥后的KBr混合研磨均勻，在波數(shù)4000～500 cm－1進行紅外光譜掃描。

1.2.8 RF－K－CD－MOF穩(wěn)定性的研究

1.2.8.1 RF－K－CD－MOF的熱穩(wěn)定性 分別取RFK－CD－MOF及適量迷迭香黃酮粉末，均置于70℃恒溫箱中保存，每隔24 h取樣并配制成溶液，測定黃酮含量變化，并按公式(4)計算保存率。

1.2.8.2 p H對RF－K－CD－MOF穩(wěn)定性的影響 分別配制p H為3.0、7.0、10.0的磷酸緩沖液，備用。稱取RF－K－CD－MOF及適量迷迭香黃酮粉末，用50%乙醇配成溶液，分別加入等體積pH=3、p H=7和p H=10的緩沖溶液，于室溫下保存，每隔24 h取樣測定黃酮含量變化并按1.2.8.1的方法計算保存率。

1.3 數(shù)據(jù)處理

用SPSS對單因素實驗數(shù)據(jù)進行分析，用Design－Expert對響應面實驗數(shù)據(jù)進行分析。

2 結果與分析

2.1 單因素對黃酮提取的影響

根據(jù)1.2.3實驗方法，固定乙醇體積分數(shù)、液料比、微波溫度、微波功率與提取時間等五個單因素中的四個因素，分別考察了乙醇體積分數(shù)、液料比、微波溫度、微波功率與提取時間各單一因素對總黃酮得率的影響，結果見圖1。通過SPSS軟件對單因素實驗數(shù)據(jù)分析處理，結果見表2。

表2 單因素實驗方差分析Table 2 Variance analysis of single－factor experiment

由圖1a的結果可知:隨著乙醇體積分數(shù)的增加，吸光度也不斷增加，表明總黃酮得率不斷增加。當乙醇體積分數(shù)增大到50%時，吸光度達到最大，此時再增大乙醇體積分數(shù)，吸光度反而逐漸減小，說明提取溶劑的極性既不能太低也不能太高。當乙醇體積分數(shù)過小時，提取溶劑極性較大，會溶出許多非目標物質，如水溶性的糖類等，并且為后續(xù)分離純化黃酮帶來不利影響［27］。當乙醇體積分數(shù)過大時，脂溶性的物質如葉綠素被溶出［28］，且高體積分數(shù)的乙醇溶液會使細胞內的蛋白質凝固［29］，多方面的因素都會影響黃酮的溶出，故提取迷迭香黃酮的最佳乙醇體積分數(shù)在40%～60%之間。

圖1 各因素對迷迭香黃酮得率的影響Fig.1 Effects of various factors on the extraction rates of total flavonoids of rosemary

由圖1b的結果可知:隨著液料比的增加，吸光度也不斷增加，表明總黃酮得率不斷增加，液料比的增大會在很大程度上提高傳質推動力［30］。當液料比增大到40∶1(mL∶g)時，吸光度達到最大，說明此時提取溶劑的量已經能充分溶解迷迭香中的黃酮。再增大液料比，吸光度反而逐漸減小，這是由于液料比過大會使混合溶液濃度變小，造成溶劑的浪費，故提取迷迭香黃酮的最佳液料比為40∶1(mL∶g)。

由圖1c的結果可知:在一定微波功率下，隨著微波溫度的升高，吸光度也不斷增加，表明總黃酮得率不斷增加。當微波溫度在40～80℃之間時，吸光度值有較明顯的變化，表明總黃酮得率逐步增加。溫度的升高會使提取溶劑的表面張力和黏性降低，使得分子震動更劇烈，從而使溶劑的滲透力以及對黃酮的溶解能力增加，有利于提高黃酮的提取效率;溫度越高，達到最大得率的時間就越短。然而，溫度持續(xù)升高，也會在不同程度上破壞黃酮類化合物的結構。綜合考慮，提取迷迭香黃酮的最佳溫度確定為60℃。

由圖1d的結果可知:在一定溫度下，同一時間微波功率為500 W的吸光度大于400 W和600 W的吸光度。由微波反應器的原理［31］可知，微波功率主要影響升溫速率，當設定的微波溫度一定時，微波功率越大，達到設定溫度所需的時間就越短，達到設定溫度后，微波反應器會根據(jù)所設定的溫度自動調整微波功率，即在剩下的提取時間中用較低的微波功率維持所需的溫度。因此不同微波功率會對應不同的最佳提取時間，并在此時間下達到總黃酮的最大提取得率。實驗表明，當微波功率在500 W，提取時間在7 min時吸光度達到最大，即總黃酮提取得率達到最大，故提取迷迭香黃酮的最佳微波功率在500 W左右，最佳提取時間在7 min左右。

由表2可知:各因素對總黃酮得率的影響依次為:乙醇體積分數(shù)＞微波溫度＞液料比＞微波功率＞提取時間。因此選取對總黃酮得率影響更顯著的乙醇體積分數(shù)、微波溫度和液料比作為響應面優(yōu)化試驗的因素。

2.2 響應面試驗設計及結果

根據(jù)2.1的實驗結果，在下一步的響應面試驗中，考察乙醇體積分數(shù)(A)、液料比(B)、微波溫度(C)這3個主要影響因素，將微波功率設定為500 W，提取時間設定為7 min。實驗方案及結果見表3。

表3 響應面試驗設計及結果Table 3 Response surface design and results

2.3 回歸方程的建立及方差分析

用Design Expert對表3中的數(shù)據(jù)進行多元回歸擬合，得到以吸光度Y為響應值，以乙醇體積分數(shù)A、液料比B、微波溫度C為自變量的回歸方程為:Y=0.81－0.078A－3.125×10－3B+0.077C+0.012AB+0.015AC+7.500×10－4BC－0.15A2－0.23B2－0.043C2，回歸模型方差分析結果以及回歸方程系數(shù)顯著性檢驗結果如表4所示。

表4 回歸模型的方差分析Table 4 ANOVA for the regression model

對表4中數(shù)據(jù)進行分析可以得到，整個回歸模型是極顯著的(p＜0.01)，失擬性檢驗不顯著(p=0.0616＞0.05)，表明該模型擬合性較好，模型的調整確定系數(shù)R2=0.9783，說明該模型能解釋97.83%響應值的變化，因此可用該模型對迷迭香總黃酮的提取進行分析和預測。影響因素中A、C、A2、B2極顯著(p＜0.01)，B 顯著(p＜0.05)，C2及交互項 AB、AC、BC對響應值吸光度Y的影響不顯著，各因素對吸光度值影響的順序為:乙醇體積分數(shù)＞微波溫度＞液料比。

2.4 響應面分析

響應曲面圖是響應值(吸光度值Y)對各個試驗因素A、B、C所構成的三維空間曲面圖形，從響應面圖中可以直觀地看出各個試驗因素及兩兩因素之間的交互作用對響應值的影響。根據(jù)所得回歸方程，以273 nm處的吸光度值Y作為響應值，分別將乙醇體積分數(shù)、液料比、提取溫度定為0水平，繪制出三維響應曲面圖及相應等高線，如圖2。

由圖2a可見，在乙醇體積分數(shù)和液料比的協(xié)同作用下，當乙醇體積分數(shù)在43%左右，液料比在40∶1(mL∶g)左右時吸光度達到最大，與2.1節(jié)單因素實驗結果相符。

圖2 各因素交互作用對吸光度的影響Fig.2 Effects of interactions of various factors on absorbance

由圖2b可見，在乙醇體積分數(shù)和微波溫度的協(xié)同作用下，當乙醇體積分數(shù)在43%左右，微波溫度在77℃左右時吸光度達到最大。二者協(xié)同作用時，乙醇體積分數(shù)越大，沸點越接近乙醇的沸點(78.4℃)，因此當溫度達到80℃附近時，能觀察到回流管中有大量的液體，即溶劑已達到沸點開始劇烈的沸騰，影響黃酮的溶出，使吸光度減小。

由圖2c可見，在微波溫度和液料比的協(xié)同作用下，當微波溫度在77℃左右，液料比在40∶1(mL∶g)左右時吸光度達到最大。吸光度隨著微波溫度的升高以及液料比的增大而增大，二者的協(xié)同作用體現(xiàn)在微波溫度較高時，會使溶劑的黏性降低，并使溶劑分子的振動頻率增大，更多的溶劑能滲透進植物，此時較大的液料比就能更充分的溶解黃酮，使吸光度增大。

2.5 最佳提取條件的確定

通過響應面試驗優(yōu)化得到迷迭香總黃酮提取的最佳工藝條件為:乙醇體積分數(shù)為43.45%，液料比為39.78∶1(mL∶g)，溫度為77.18 ℃，微波功率500 W，提取時間7 min，該模型在此條件下，吸光度的預測值為0.851，總黃酮得率為8.26%。但考慮到試驗實際可操作性，將迷迭香總黃酮提取的最佳工藝條件修正為:乙醇體積分數(shù)45%、液料比40∶1(mL∶g)、溫度77℃。對修正的最佳工藝條件做驗證試驗，經過3次平行實驗，吸光度平均值為0.821，總黃酮得率為7.88%，與預測值較接近，相對誤差為4.6%。由此可見，該優(yōu)化條件提取迷迭香總黃酮是可靠的。超聲輔助提取迷迭香總黃酮可大大縮短提取時間，由文獻［16］中報道的回流提取迷迭香總黃酮所需的4 h縮短至7 min，很大程度的提高了提取效率。

2.6 D101大孔樹脂對迷迭香純化效果分析

參照文獻［21］的方法對迷迭香總黃酮進行純化，由公式(2)得其純化后純度由30%提高到70%。并利用HPLC法對其純化效果進行檢測，圖3為經D101大孔樹脂純化前后迷迭香總黃酮樣品液在273 nm下的高效液相色譜圖。從圖3中可以看出，迷迭香總黃酮經D101大孔樹脂純化后的響應值比同濃度下純化前的有明顯增大，純化后樣品的響應值均明顯增大2.3倍左右，這將為后續(xù)的成分分析、抗氧化等試驗奠定一定基礎。由此可知，D101大孔樹脂對迷迭香黃酮類化合物能起到很好的純化作用。

圖3 D101大孔樹脂純化前后迷迭香總黃酮在273 nm下的HPLC圖Fig.3 HPLC profile of the total flavonoids of the rosemary monitored at 273 nm by D101 resin

2.7 K－CD－MOF晶體形態(tài)的顯微鏡觀察

圖4顯示了按照方法1.2.7.1合成得到的K－CD－MOF材料的顯微鏡照片，可見制備出的K－CDMOF材料屬于立方晶體，晶型完整且表面光滑。該絡合物的傅里葉變換紅外光譜(FTIR)見圖6。

圖4 K－CD－MOF材料的顯微鏡照片(40×)Fig.4 Microscope image of K－CD－MOF(40×)

2.8 迷迭香黃酮K－CD－MOF包結物的包結率

按照方法1.2.7.2和1.2.7.3進行實驗，計算得到不同芯壁比包結物的包結率，結果如圖5所示。由圖5可知，隨著壁材(K－CD－MOF)的增加，迷迭香黃酮包結物的包結率增大;當芯壁比達到1∶10時，包結率達到87.9%，而當芯壁比達到1∶12時，包結率并無明顯增大。因此，采用迷迭香黃酮與K－CD－MOF材料制備RF－K－CD－MOF的最佳配比確定為1∶10。

圖5 不同芯壁比時RF－K－CD－MOF中黃酮的包結率Fig.5 Flavonoids inclusion rate of RF－K－CD－MOF in different ratio of core to wall

2.9 RF－K－CD－MOF的紅外光譜測定

RF、K－CD－MOF、RF－K－CD－MOF 及其混合物的紅外光譜圖見圖6。從圖6中可以看出，RF與KCD－MOF形成包合物后其紅外光圖譜類似于兩者的混合物圖譜。根據(jù)文獻［32－35］可知，3200～3500 cm－1為－OH的特征吸收峰，2930 cm－1處為－CH的特征吸收峰，1690 cm－1處為－C=O 的特征吸收峰，1450～1620 cm－1為芳環(huán)的特征吸收峰，1020～1190 cm－1為C－O及 C－O－C 伸縮振動吸收峰，900 cm－1處為 β－糖苷鍵的特征吸收峰。在3280 cm－1及1020 cm－1處，包合物的峰強度明顯大于RF和K－CD－MOF，然而二者的混合物在此處的峰強度并未發(fā)生明顯變化;包合物保留了RF中－C=O和芳環(huán)的特征吸收峰以及K－CD－MOF的空腔結合，但由于包合作用的發(fā)生，在1370和1020 cm－1等處峰有明顯偏移，且RF中部分峰已被鈍化，由此可推斷出RF－K－CD－MOF包合物形成。從K－CD－MOF的FTIR圖中可以看到，在3280、2922、1690、1370、1190、1020 和 885 cm－1等處出現(xiàn)了特征吸收峰，由此可以證明K－CD－MOF絡合物的形成，并且保留了CD的空腔結構。

圖6 迷迭香黃酮、K－CD－MOF、RF－K－CD－MOF及其混合物的紅外光譜圖Fig.6 IR spectra of RF，K－CD－MOF，RF－K－CD－MOF and the mixture

2.1 0 RF－K－CD－MOF的熱穩(wěn)定性及酸堿穩(wěn)定性評價

2.1 0.1 加熱對迷迭香黃酮及其包結物穩(wěn)定性的影響 根據(jù)方法1.2.8.1進行實驗，測得迷迭香黃酮及其包結物在70℃恒溫條件下貯存一段時間后有效成分含量變化結果，如圖7所示。從圖7可以看出，相同環(huán)境下，經過1 d加熱，迷迭香黃酮提取物的總黃酮保存率降至49.5%，而其包結物中總黃酮的保存率僅降至89.99%;維持70℃貯存9 d后，RF－KCD－MOF中總黃酮的保存率仍有60%以上，而提取物中總黃酮的保存率僅有20%，即總黃酮保存率從20.9%提高到60.6%。因此，采用K－CD－MOF材料對迷迭香黃酮進行包埋，可以有效地提高迷迭香黃酮提取物粉末的熱穩(wěn)定性。

圖7 加熱對迷迭香黃酮及其包結物穩(wěn)定性的影響Fig.7 Effects of heat on stability of rosemary flavonoids and its inclusion complex

2.1 0.2 pH對迷迭香黃酮及其包結物穩(wěn)定性的影響 根據(jù)方法1.2.8.2進行實驗，得到pH對迷迭香黃酮及其包結物穩(wěn)定性的影響，結果如圖8所示。結果表明，酸性條件下，迷迭香黃酮及其包結物中總黃酮成分的穩(wěn)定性較好，而強堿性環(huán)境下極其不穩(wěn)定，據(jù)文獻報道［8］，迷迭香中含有迷迭香酸，侯建春等［36］研究表明迷迭香酸的穩(wěn)定性在pH3～6條件下要強于在pH7～9條件下。在中性條件下迷迭香總黃酮穩(wěn)定性不好，而RF－K－CD－MOF表現(xiàn)出很好的穩(wěn)定性，總黃酮保存率從41.69%提高到82.58%。這是因為迷迭香黃酮含有許多的多羥基酚類化合物，它們在弱酸性環(huán)境(pH4～6)中可以較穩(wěn)定的以分子形式存在，這種狀態(tài)有利于其在環(huán)糊精空腔中穩(wěn)定存在［37－38］。因此，總體上看，RF－K－CD－MOF 具有較好的p H穩(wěn)定性，且較適宜在酸性至中性條件下應用。

圖8 pH對RF－K－CD－MOF穩(wěn)定性的影響Fig.8 Effects of pH on stability of rosemary flavonoids and its inclusion complex注:圖8(A)為RF－K－CD－MOF中黃酮的保存率變化;圖8(B)為迷迭香黃酮提取物中黃酮的保存率變化。

3 結論

通過單因素實驗確定迷迭香總黃酮微波提取各條件的范圍，并通過響應面法優(yōu)化得到提取的最佳工藝條件:乙醇體積分數(shù)45%，液料比40∶1(mL∶g)，溫度77℃，微波功率500 W，提取時間7 min，在此條件下的迷迭香總黃酮得率為7.88%;采用D101大孔樹脂純化迷迭香黃酮，確定上樣液p H=4、流速2 BV/h、解析液為50%乙醇溶液，以及解析流速為2 BV/h，純化后總黃酮純度高達70%，為純化前2.3倍。

制備了以一種新型的材料K－CD－MOF為壁材的迷迭香黃酮微膠囊，最大包結率達到87%以上。迷迭香黃酮提取物及其包結物的熱及酸堿穩(wěn)定性實驗表明:采用K－CD－MOF材料對迷迭香黃酮進行包埋，可以有效地提高其熱穩(wěn)定性及酸堿穩(wěn)定性。這種由可食用的β－CD和對人體無害的鉀金屬合成的新型K－CD－MOF材料，有望成為一種被廣泛應用于食品工業(yè)中的綠色材料。這一研究為迷迭香黃酮在食品工業(yè)中的應用提供理論依據(jù)。