李睿姝 韓榕

摘要 DNA的完整穩(wěn)定是真核生物正常生命活動的基礎，為了保證自身基因結構的穩(wěn)定，生物體進化出了完整的DNA損傷反應（DDR）系統(tǒng)及應對各種損傷的修復系統(tǒng)。染色質作為生物遺傳信息的承載，它的動態(tài)調節(jié)對包含DAN復制、轉錄、重組和修復等生物學過程在內的生命活動至關重要。組蛋白分子伴侶以不依賴ATP的方式在染色質組織中發(fā)揮著關鍵作用，影響著染色質的動力學變化。有研究表明，H3-H4組蛋白分子伴侶CAF-1在染色質相關的DNA損傷修復中發(fā)揮著一定作用。就近年來對CAF-1、DNA損傷修復及兩者相關性的研究進行探討，并對DNA損傷修復的深入研究進行展望。

關鍵詞 染色質;組蛋白分子伴侶;CAF-1;DNA損傷修復

中圖分類號 Q 945? 文獻標識碼 A

文章編號 0517-6611（2021）18-0012-06

doi：10.3969/j.issn.0517-6611.2021.18.004

開放科學（資源服務）標識碼（OSID）：

Research Progress of Histone Chaperone CAF-1 and DNA Damage Repair

LI Rui-shu1，HAN Rong2 （1.College of Life Science，Shanxi Normal University，Linfen，Shanxi 041004;2.Higher Education Key Laboratory of Shanxi Province in Response to Plant Molecular and Environmental Stress，Linfen，Shanxi 041004）

Abstract The integrity and stability of DNA is the basis of normal life activities of eukaryotes.In order to ensure the stability of their own gene structure，organisms have evolved a complete DNA damage response （DDR） system and repair system to deal with various kinds of damage.Chromatin serves as the carrier of biological genetic information，and its dynamic regulation is essential for life activities including biological processes such as DAN replication，transcription，recombination and repair.Histone chaperones play a key role in chromatin tissue in an ATP-independent manner，affecting chromatin dynamics.The studies have shown that the H3-H4 histone chaperone CAF-1 plays a role in chromatin related DNA damage repair.In this paper，the research on CAF-1，DNA damage repair and the correlation between the two in recent years was discussed，and the further research on DNA damage repair was prospected.

Key words Chromatin;Histone chaperones;CAF-1;DNA damage repair

基金項目 國家自然科學基金項目（30671061）;山西師范大學科技創(chuàng)新項目（2019XSY018）。

作者簡介 李睿姝（1992—），女，山西襄汾人，碩士研究生，研究方向：細胞生物學。*通信作者，教授，博士，博士生導師，從事植物響應環(huán)境脅迫研究。

收稿日期 2021-02-23

在真核生物的細胞中，由堿性組蛋白及酸性DNA經(jīng)過復雜過程形成染色質（chromatin）是其遺傳物質[1]。染色質作為遺傳物質在直徑僅為5～20 μm的植物細胞核內的存在形式，既要保證遺傳物質穩(wěn)定地存在于細胞核中，又要保證在進行如DNA復制、轉錄翻譯、DNA重組和相應修復等生物學過程時，DNA能夠快速準確反應，保證與相應的蛋白質或者作用因子發(fā)生作用，在這些過程中需要相應的物質和調節(jié)機制，染色質動態(tài)是細胞周期進程所必需的，對基因組復制、轉錄沉默、DNA修復和重組至關重要[2]。核小體由（H3-H4）2四聚體和2個H2A-H2B二聚體組成，組蛋白八聚體表面覆蓋147 bp DNA[3]，是組成染色質的基本結構，在進行核小體組裝（nucleosome assembly）這一復雜過程時，為了防止帶負電荷DNA與帶正電荷的組蛋白發(fā)生相互作用形成大分子沉淀需要組蛋白分子伴侶（histone chaperone）和起驅動作用的依賴三磷酸腺苷（ATP）的染色質重塑因子（chromatin remodeling）的參與，保證核小體結構正確組裝，核小體結構的重復疊加和有效組裝，通過不斷壓縮、折疊和排列形成更為高級復雜的染色質結構[4]。因此，研究表明的染色質基本結構和主要功能的調節(jié)機制包括依賴ATP的染色質重塑因子、組蛋白的共價修飾、組蛋白變異替換和組蛋白分子伴侶[5]。組蛋白分子伴侶以不依賴ATP的方式在染色質組織中發(fā)揮著關鍵作用，影響著生物細胞中染色質的動力學變化[6]。深層探究組蛋白分子伴侶作用，其作為高酸性蛋白，保護組蛋白以防止錯誤作用和聚集，引導組蛋白在DNA上有序沉積形成核小體[7]。種類多樣且具有不同功能特點的組蛋白分子伴侶通過發(fā)揮自身作用在復制獨立和復制依賴過程中驅動核小體的組裝和拆卸[8]，影響著染色質生物學包括組蛋白供給需求調節(jié)、組蛋白變異沉淀及組蛋白功能域等方面[9]。組蛋白分子伴侶進化保守，根據(jù)與不同組蛋白的相關性，主要分為H2A-H2B組蛋白分子伴侶及H3-H4組蛋白分子伴侶[10]，其中H2A-H2B組蛋白分子伴侶主要包括NAP1（nucleosome assembly protein 1）和FACT （facilitates chromatin transcription ），而H3-H4組蛋白分子伴侶主要包括CAF-l（chromatin assembly factor-1）、HIRA（histone regulatory homolog A）和ASF-l（antisilencing function l）等，既往試驗在酵母及果蠅、小鼠等動物中對組蛋白分子伴侶的研究初步表明，這些組蛋白分子伴侶在參與細胞染色質組裝與去組裝和包括DNA復制、DNA修復和基因轉錄等在內的重大過程時發(fā)揮著無以倫比的作用，因此對生物的生命活動具有極其重要的意義[11]。

植物的生長需要固定在一定環(huán)境中汲取生長所需的物質，由于這種屬性，植物無法逃避周圍環(huán)境物質改變對其造成的影響，生長和生產(chǎn)力不得不受到各種生物和非生物脅迫的不良影響，其中對植物造成不良影響的生物脅迫主要包括真菌、細菌、病毒及昆蟲等，非生物脅迫主要包括溫度差異（寒冷及炎熱）、水量多少（洪澇及干旱）、鹽性高低（低鹽及高鹽）、重金屬離子、紫外線輻射、電離輻射、化學物品等[12]。這些生物非生物脅迫作用于植物，嚴重時將影響植物DNA，對植物造成基因毒性和細胞毒性，因此引發(fā)蛋白質合成減少、細胞膜破壞、各種作用蛋白受損等生物效應，影響整個生物體[13]。植物為了自身的生存發(fā)展，必須抵消和糾正DNA損傷造成的有害影響，因此植物通過不斷進化，發(fā)展出一種復雜的、進化上保守的損傷檢測及防御機制，稱為DNA損傷反應（DNA damage repair，DDR）[14]。近期許多研究發(fā)現(xiàn)真核細胞DNA損傷反應過程是在染色質情況下啟動，DNA損傷和修復依賴于染色質動力學的穩(wěn)定性，因此染色質在DDR中起著關鍵的調控作用[14]。作為染色質組織調節(jié)的重要因子，研究發(fā)現(xiàn)組蛋白分子伴侶是DNA損傷反應中受損染色質區(qū)域轉錄活性的關鍵調節(jié)因子，發(fā)揮著積極推動瞬態(tài)染色質瓦解和組蛋白重塑響應DNA損傷的作用[15]。因此研究組蛋白分子伴侶與DNA損傷反應之間的相關性，有助于深入了解DNA損傷的內部調節(jié)機制，搞清損傷修復中的關鍵環(huán)節(jié)，為DNA損傷修復的深層次精細研究奠定基礎。

1 組蛋白分子伴侶CAF-1研究進展

作為H3-H4組蛋白分子伴侶中重要的成員，存在于幾乎所有真核生物中的CAF-1 （chromatin assembly factor-1 ）是進化保守的，最早從人類HELa細胞的細胞核中提取出來[16]。CAF-1借助相關的加工因子，這種加工因子由增殖細胞核抗原（proliferating cell nuclear antigen，PCNA）的DNA聚合酶產(chǎn)生[17]，定位于正在進行的DNA合成位點，發(fā)揮促進新合成組蛋白H3-H4與新合成的DNA結合的作用，將核小體組裝到正在復制的DNA上。同時，有研究顯示，CAF-1通過調控異染色質形成、信號轉導和轉錄，在包括果蠅在內的多細胞生物的發(fā)育過程中發(fā)揮著關鍵作用[18]。

研究酵母體內的CAF-1相關亞基發(fā)現(xiàn)，由亞基CAC1（chromatin assembly complex 1）、CAC2和CAC3組成酵母體內的CAF-1[19]。在酵母中，CAF-1亞基的缺失不會導致個體致死，但會導致轉錄沉默發(fā)生異常，增加對DNA損傷的敏感性[20]。研究通過用甲磺酸甲酯（methyl methanesulfonate，MMS）處理野生型酵母及CAF-1酵母突變體發(fā)現(xiàn)，突變體酵母對MMS處理敏感性高，CAF-1功能缺失的酵母會因此導致基因組染色質組裝不足，caf-1突變體在應對DNA損傷和修復后分別完全能夠激活和滅活其DNA損傷檢查點，參與同源重組（homologous recombination，HR）途徑，同時也參與不涉及重要的DNA合成的非同源末端連接（nonhomologousend joining，NHEJ）[21]。對于UV-B造成的DNA損傷，CAF-1也發(fā)揮著積極的作用[22-23]。著絲粒裝配需要含有組蛋白H3變體CenH3的核小體，CenH3在芽殖酵母中被稱為Cse4[24]。CAF-1可以在芽殖酵母中充當組蛋白H3變體Cse4伴侶，重組CAF-1可以在體外組裝Cse4核小體，當Cse4過表達時，yCAF-1的缺失顯著減少了Cse4在染色質全基因組內的沉積量，yCAF-1促進了Cse4在活性基因啟動子和子端粒區(qū)域（XY型）的錯合，將Cse4合并到非著絲粒核小體中，從而導致錯誤合并[25]。在果蠅中，CAF-1由CAF1-p180、CAF1-p105和CAF1-p55這3個亞基組成[26]。果蠅CAF1-p55和人CAF1-p48不僅存在于CAF-1復合物中，還存在于許多染色質調節(jié)復合物中，表明CAF-1具有多種功能，不僅限于充當組蛋白伴侶[27]。CAF-1參與果蠅成蟲盤發(fā)育過程中的Notch信號激活，果蠅中CAF1- p105或CAF1-p180亞基的缺失會造成Notch信號的提前激活和Notch靶蛋白的早期表達，導致果蠅卵泡細胞有絲分裂的下調，CAF-1在維持細胞增殖方面發(fā)揮著雙重作用，通過積極或消極的方式，以組織環(huán)境依賴的方式調節(jié)果蠅Notch信號[26]。在斑馬魚中CAF-1的中等亞基CAF-1b的活性減低，使斑馬魚出現(xiàn)細胞周期進程、細胞分化異常，同時某些器官的發(fā)育出現(xiàn)異常，如視網(wǎng)膜、頂蓋、頭骨等[28]。

在人類細胞中，通過試驗中的凝膠遷移率確定了CAF-1中3個大亞基的命名，稱為p150、p60和p48[16]，CAF-1是正常的s期進展和異染色質形成所必需的，并參與DNA修復后的染色質修復[29]，CAF-1蛋白水平與細胞增殖和癌癥預后相關[30]。在皮膚黑色素瘤（cutaneous melanoma，CM）這種較高發(fā)的皮膚癌中，研究發(fā)現(xiàn)所有CM均表達CAF-1 p60，說明CAF-1中p60亞基的過表達與皮膚及淋巴結和/或遠處轉移的可能性有顯著的統(tǒng)計學意義（P<0.05）[31]。通過用組織芯片技術（tissue microarray technique，TMA）檢測臨床提取的如口腔鱗狀細胞癌、唾液腺腫瘤、皮膚黑色素瘤和前列腺癌等惡性腫瘤標本，發(fā)現(xiàn)CAF-1 p60在組織切片和TMA標本中均過表達，在侵襲性和轉移性更強的腫瘤中表達水平最高，確認染色質組裝因子1 （CAF-1 p60）可以作為一種新的腫瘤增殖和預后標志物[32]。有相關研究表明，人體CAF-1亞基CAF-1 p150的異常表達與某些類型的惡性腫瘤的發(fā)生有關[33]。XU等[34]研究發(fā)現(xiàn)，CAF-1 p150在肝細胞的6種細胞系和116對肝細胞癌（hepatocellular carcinoma，HCC）中表達以及與之匹配的正常腫瘤相鄰組織中表達，在裸鼠中進行皮下腫瘤模型研究以評估體內腫瘤的生長，發(fā)現(xiàn)在裸鼠肝癌組織中CAF-1 p150的表達明顯高于在鄰近的非腫瘤組織中的表達（P<0.01）;臨床分析表明，CAF-1 p150的表達與肝癌組織中的淋巴結轉移、腫瘤數(shù)目和分化密切相關（P<0.05）;CAF-1 p150可能作為HCC患者5年總體生存和無病生存的不良預后指標（P<0.05）。在小鼠中，敲除CAF-1 p150后胚胎發(fā)育在細胞間期停止，進一步研究發(fā)現(xiàn)是小鼠細胞中被破壞的組成型異染色質的結構導致的，說明CAF-1對于細胞核中染色體建立正確的空間結構很重要[35]。

在擬南芥中，由FAS1（FASCIATA 1，p150的同源物）、FAS2（FASCIATA 2，p60的同源物）和 MSI1（Mu- lticopy Suppressor of Ira 1，p48的同源物）共同組成CAF-1復合物[36-37]。擬南芥FAS1和FAS2亞基的突變體不會致死，是可以存活的，擬南芥的CAF-1的亞基可以與若干調控蛋白相互作用，發(fā)揮協(xié)同或相反的作用，造成莖片狀、葉和花形態(tài)發(fā)育異常、頂端分生組織紊亂[36-37]以及SCN（stem cell niche）缺失[36]、側根發(fā)育受損等表現(xiàn)[38]。通過sdg2-3和fas2-4單突變體之間的遺傳雜交建立sdg2/fas2-4雙突變體，雙突變體表現(xiàn)出明顯的生長停滯表型，SDG2 -3和FAS2-4的協(xié)同作用表明，SDG2和CAF-1在基因上是平行的，它們是維持根SCN組織和干細胞活性所獨立需要的[39]。FAS1和FAS2亞基突變體顯示45S rDNA拷貝和端粒的逐步丟失[40]。進一步研究與HR相關的RAD51及其同源蛋白與CAF-1的相關性，通過建立fas1/rad 51b雙突變體，發(fā)現(xiàn)RAD51B的缺失降低了rDNA的丟失率，證實了在CAF1突變體中rDNA丟失與RAD51B依賴重組有關。在fas突變體中，45S rDNA中雙鏈斷裂的積累進一步支持了DNA損傷修復的參與[41]。擬南芥CAF-1亞基FAS1及FAS2與擬南芥的同源重組（HR）相關[42]，其中任何一個亞基的缺失均會導致HR及T-DNA整合頻率增高。Hisanaga等[43]通過微陣列分析，發(fā)現(xiàn)許多參與DNA損傷反應的基因在CAF-1的亞基fas1突變體中上調，在DNA損傷處理后，fas1-4突變體的葉片更窄，鋸齒更多，同時fas1-4比野生型細胞葉表皮下層柵欄細胞減少約40%，但平均單個細胞的大小與野生型相比大150%，說明fas1-4中DNA損傷反應的激活和伴隨的細胞數(shù)量減少與ATM（ataxia telangiectasia mutated）有關，而與ATR（A TM and RAD3 related）無關，CAF-1與ATM依賴性的DNA損傷反應在fas1-4中起上游觸發(fā)器作用，延遲細胞周期并促進進入內循環(huán)，導致突變體細胞補償擴張。CAF-1的功能缺失或突變會造成擬南芥毛狀體形狀的改變[44]，通過與微管組裝及毛狀體模式、數(shù)量有關的STICHEL（STI）調控表現(xiàn)為fas1或fas2的突變造成擬南芥葉片毛狀分支增多[45]。擬南芥FAS1和FAS2基因維持SAM（shoot apical meristem）和RAM（root apical meristem）的細胞和組織功能，突變體fas1和fas2在維持SAM中的WUSCHEL（WUS）和RAM中的SCARECROW（SCR）的表達狀態(tài)方面存在缺陷，說明CAF-1在胚胎后發(fā)育過程中通過促進基因表達狀態(tài)的穩(wěn)定維持，在SAM和RAM的組織中起關鍵作用[36]。

擬南芥MSI1是真核生物中WD40蛋白家族中MSI1-like蛋白中的一員，它們形成作用于染色質的幾個蛋白復合物的亞基，在擬南芥研究發(fā)現(xiàn)5個MSI1-like蛋白編碼基因MSI1-MSI5[46]。擬南芥MSI1與HDA19（Histone deacetylase 19）通過結合，形成組蛋白去乙酰化酶復合體，MSI1-HDA19復合物通過與脫落酸（ABA）受體基因的染色質結合以及維持組蛋白H3的低水平乙?；瘉碚{節(jié)ABA信號，從而影響ABA受體基因的表達水平，MSI1或HDA19的減少導致ABA受體基因的上調和ABA反應基因的敏感[47]。在植物中，轉錄抑制作用的PcG蛋白通過形成如PRC1（polycomb repressive complex 1） 和PRC2在內的多亞基蛋白復合物，其中PRC2發(fā)揮在靶基因調節(jié)下催化組蛋白H3賴氨酸27的三甲基化（H3K27me3）的作用，作為PCR1的重要組分LIKE HETEROCHROMATIN PROTEIN 1（LHP1）通過MSI1的作用識別H3K27me3位點，發(fā)揮抑制FLC（flowering locus c）、FT（flowering time）、AG（agamous）等PcG蛋白靶點的作用[48]。擬南芥MSI1是MEA/FIE PcG蛋白復合體的組成部分，直接與FIE相互作用。當突變等位基因為母系遺傳時，msi1雜合的突變植物的種子敗育率增高，說明MSI1是種子發(fā)育所必需的，在種子發(fā)育的正確啟動和進程中具有重要的作用[49]。另一方面，擬南芥的花整合子基因SOC1（suppressor of co1）的正確表達需要MSI1。在長日（LD）光周期中，MSI1通過光周期途徑降低CO（constans）的正常表達。導致FT和SOC1的激活失敗，造成擬南芥開花延遲，說明擬南芥對光周期的正常敏感性需要MSI1[50]。

2 DNA損傷修復研究進展

生物體細胞會因為細胞復制、重組錯誤、代謝產(chǎn)生活性氧（ROS）[51]的過量等內源性原因產(chǎn)生DNA損傷，植物也不例外。在受到諸如紫外線、電力輻射、化學誘變等外界環(huán)境壓力脅迫時，植物除了生理結構、各種產(chǎn)物成分會受到嚴重影響外，基因組核DNA也會受到影響[52]。數(shù)據(jù)采集表明到達地面的太陽輻射中UV-B輻射僅占太陽能輻射不到1%的極小一部分，但它卻是太陽輻射的非?；钴S的成分，一定劑量的UV-B輻射對DNA產(chǎn)生影響[53-54]。細胞DNA對UV-B的吸收尤其強烈，因此DNA是UV-B輻射損傷的關鍵靶點[55]。細胞中的DNA損傷主要表現(xiàn)為核苷酸被修飾如堿基丟失、堿基化學修飾，鏈內或鏈間交聯(lián)以及磷酸二酯鍵的斷裂[56]。嚴重的細胞DNA損傷是影響細胞遺傳物質，造成細胞中的單鏈DNA斷裂（DNA single strand breaks，SSBs），甚至造成雙鏈DNA斷裂（DNA double strand breaks，DSBs）。紫外線UV-B輻射在植物細胞DNA中產(chǎn)生2種主要類型的病變：環(huán)丁烷嘧啶二聚體（cyclobutane pyrimidine dimers ，CPDs） 及6-4光產(chǎn)物（6-4 photo product，6-4 PPs）[55]。CPD作為UV-B輻射產(chǎn)生的主要危害約占75%，6-4 PPs約占25%[53]。CPD會影響DNA的結構，造成DNA雙螺旋結構的輕微彎曲，而6-4 PPs則會造成DNA雙螺旋結構更多的彎曲和解旋，6-4 PPs二聚體還可以被UV-A光異構化，形成Dewar異構體，三者的模擬三維結構如圖1所示[50，52]。UV-B輻射對DNA堿基的損傷主要依賴DNA鏈的柔韌性及堿基的位置和種類，單鏈DNA （ssDNA）中2個嘧啶堿基與poly （dA）-（dT）縮合帶柔性末端的環(huán)加成反應可以形成CPD，顯然易變形和解選的部位更容易被損傷[57]。在植物細胞中存在轉錄因子TATA-box結合蛋白（TATA-box binding protein，TBP），這種結合蛋白影響CPD的選擇性形成。6-4 PPs的TATA-box可以中和DNA彎曲的地方，而CPD優(yōu)先形成在TATA box的邊緣和DNA沒有彎曲的外部[58]。

許多研究表明，不同的細胞周期節(jié)點、不同原因導致的不同類型的DNA損傷下，有著各自針對性的損傷修復機制。在植物中UV-B輻射導致的低頻率DNA損傷主要依賴光修復（photoreactivation）這種修復途徑，光解酶（photolyase）是單體黃素依賴性修復酶，通過含有的2個生色團吸收藍光/UV-A （320～400 nm）光介導主要過程，利用吸收的藍光能量切斷二聚體，將二聚體單體化[52，59]。CPD光解酶和6-4光溶酶介導光溶酶特異性地結合在DNA損傷上，通過吸收300～600 nm的光，有效快速地去除UV-B輻射造成的CPDs和6-4 PPs[60-61]。除擬南芥外，水稻[62]、苜蓿[63]、紫菜[62]、煙草[64]中都開展了可靠的研究。除光修復外還存在與之相應的不需要借助光的暗修復，暗修復可以分為切除修復（包含NER、堿基切除修復（base excision repair，BER）在內），參與嚴重DNA損傷DSBs修復的同源重組（HR）和非同源端連接（NHEJ），及保障DNA正確配對的錯配修復（mismatch repair，MMR）等DNA修復途徑[65]。NER是修復暴露于紫外線或環(huán)境誘變引起的大量DNA損傷的分子途徑，包括修復整個基因組DNA損傷的全基因組核苷酸切除修復（global genomic NER，GG-NER）和選擇性修復轉錄DNA鏈的轉錄偶聯(lián)核苷酸切除修復（transcription-coup-led NER，TCR）[66]。BER是防止各種形式氧化、烷基化和自發(fā)性DAN損傷的主要保護修復途徑，DNA糖基化酶識別損傷產(chǎn)生脫嘌呤/嘧啶（apurinic/apyrimidinic，AP）位點，通過切割磷酸糖鏈、切除堿性殘基或含有寡核苷酸的堿性殘基以及DNA合成和連接來啟動修復過程[13]。對于復制中發(fā)生錯誤等導致的堿基錯誤配對依靠MMR將錯誤堿基用正確的堿基置換，完成修復[67]。

3 組蛋白分子伴侶CAF-1與DNA損傷修復

作為一個復雜的DNA損傷感知和修復響應通路，DDR信號的調節(jié)需要借助一系列表觀遺傳修飾影響染色質動力學，如改變核小體位置和結構的染色質重塑，包含乙?；?、甲基化、磷酸化、泛素化等在內的組蛋白修飾，DNA（去）甲基化，與非編碼RNA產(chǎn)生相應的反應。真核細胞中，主要的DNA修復機制如HR、NHEJ、BER、NER和MMR都受到多種染色質重塑的影響，包括INO80、SWR1、RAD54等在內的染色質重塑復合體已被證明在植物DDR中發(fā)揮重要作用[14]，當收到DNA損傷信號，產(chǎn)生修復途徑時，會引起染色質重排[67]，DNA損傷會引起組蛋白修飾的改變，引起染色質組織不穩(wěn)定，隨著DNA修復，染色質也會被相應修復[68]，而在此過程依賴組蛋白分子伴侶的協(xié)助。

CAF-1復合物在植物中是進化保守的，其損傷會導致多種表型，包括DDR缺陷[69]。已發(fā)現(xiàn)CAF-1與包括PCNA、DNA解旋酶BLM和WRN 在內的多種蛋白質在不同的DNA修復過程中協(xié)同作用[70]。研究發(fā)現(xiàn)DNA修復和染色質組裝之間有相應的聯(lián)系，在具有修復能力的無細胞提取物中對紫外線照射損傷的DNA進行孵育，發(fā)現(xiàn)核小體的重新組裝與NER同時發(fā)生[71]。核小體裝配途徑涉及CAF-1，該因子的最大亞基（p150）與增殖細胞核抗原（PCNA）直接相互作用，并在2個蛋白上繪制了這種相互作用的關鍵區(qū)域。在DNA損傷處理和檢查點控制的背景下，CAF-1與PCNA之間的相互作用極其重要，PCNA和CAF-1與受損DNA的結合取決于DNA損傷的數(shù)量，依賴于ATP提供能量[72]。DNA損傷后，CAF-1定位于受損病灶，在NER和DSBs修復后重組核小體[73]。在擬南芥中，CAF-1任意1個亞基的缺失均導致體細胞HR的頻率增加40倍左右，同時T-DNA整合的頻率也發(fā)生增加，說明CAF-1的功能缺失會延遲染色質組裝，從而導致未染色質化的DNA被介導HR或NHEJ的酶所影響，產(chǎn)生修復[42]。對人體靜息細胞通過博來霉素（Bleocin）處理，發(fā)現(xiàn)CAF-1和其相互作用蛋白PCNA顯著表達，CAF-1和PCNA被招募到受損的染色質中通過NER和NHEJ修復途徑進行SSBs和DSBs的DNA損傷修復，再通過RNA干擾導致CAF-1的缺失，靜息細胞活力顯著下降、DSBs增加，說明CAF-1在人類靜息細胞中發(fā)揮著修復DNA鏈斷裂后重組染色質的作用[74]。

4 總結與展望

真核細胞內DNA損傷被識別時，會激活DDR，關于DNA損傷及修復的產(chǎn)物、途徑及相關機制已有較長的歷史及較深入的研究。目前已經(jīng)有許多證據(jù)證明DNA損傷反應（DDR）與核小體重裝、染色質重塑以及染色質的相關活動有相應的聯(lián)系，但是染色質背景下DNA損傷修復的作用機制還尚待解決。目前關于組蛋白分子伴侶CAF-1結合染色質在DNA損傷修復中的作用機制及在NER的相關作用研究還停留在淺表。DDR和DNA修復機制是如何被一系列指導染色質重塑和表觀遺傳修飾的表觀遺傳修飾協(xié)同調控的是未來研究DNA損傷修復的研究方向。未來希望通過研究組蛋白伴侶在參與染色質相關的DNA損傷識別修復機制，深入了解表觀遺傳在DNA損傷修復中起到的作用，加深認識DNA損傷修復的深層作用機制。

參考文獻

[1] KARETSOU Z，EMMANOUILIDOU A，SANIDAS I，et al.Identification of distinct SET/TAF-Ibeta domains required for core histone binding and quantitative characterisation of the interaction[J].BMC Biochem，2009，10：10-22.

[2] VERGARA Z，GUTIERREZ C.Emerging roles of chromatin in the maintenance of genome organization and function in plants[J].Genome Biol，2017，18（1）：96-108.

[3] OJOLO S P，CAO S，PRIYADARSHANI S V G N，et al.Regulation of plant growth and development：A review from a chromatin remodeling perspective[J].Front Plant Sci，2018，9（13）：1232-1245.

[4] MELLO J A，ALMOUZNI G.The ins and outs of nucleosome assembly[J].Curr Opin Genet Dev，2001，11（2）：136-141.

[5] MELLOR J.The dynamics of chromatin remodeling at promoters[J].Mol Cell，2005，19（2）：147-157.

[6] MEAS R，WYRICK J J，SMERDON M J.Nucleosomes regulate base excision repair in Chromatin[J].Mutat Res/Rev Mutat Res，2019，780：29-36.

[7] DAS C，TYLER J K，CHURCHILL M E.The histone shuffle：Histone chaperones in an energetic dance[J].Trends Biochem Sci，2010，35（9）：476-489.

[8] SAUER P V，GU Y，LIU W H，et al.Mechanistic insights into histone deposition and nucleosome assembly by the chromatin assembly factor-1[J].Nucleic Acids Res，2018，46（19）：9907-9917.

[9] PARDAL A J，F(xiàn)ERNANDES-DUARTE F，BOWMAN A J.The histone chaperoning pathway：From ribosome to nucleosome[J].Essays Biochem，2019，63（1）：29-43.

[10] PARK Y J，LUGER K.Histone chaperones in nucleosome eviction and histone exchange[J].Curr Opin Struct Biol，2008，18（3）：282-289.

[11] GURARD-LEVIN Z A，QUIVY J P，ALMOUZNI G.Histone chaperones：Assisting histone traffic and nucleosome dynamics[J].Annu Rev Biochem，2014，83：487-517.

[12] MAHAJAN S，TUTEJA N.Cold，salinity and drought stresses：An overview[J].Arch Biochem Biophys，2005，444（2）：139-158.

[13] BRITT A B.Molecular genetics of DNA repair in higher plants[J].Trends Plant Sci，1999，4（1）：20-25.

[14] KIM J H.Chromatin remodeling and epigenetic regulation in plant DNA damage repair[J].Int J Mol Sci，2019，20（17）：4093-4115.

[15] GONZ LEZ-ARZOLA K，DAZ-MORENO I，CANO-GONZ LEZ A，et al.Structural basis for inhibition of the histone chaperone activity of SET/TAF-Iβ by cytochrome c[J].PNAS，2015，112（32）：9908-9913.

[16] SMITH S，STILLMAN B.Purification and characterization of CAF-I，a human cell factor required for chromatin assembly during DNA replication in vitro[J].Cell，1989，58（1）：15-25.

[17] SHIBAHARA K，STILLMAN B.Replication-dependent marking of DNA by PCNA facilitates CAF-1-coupled inheritance of chromatin[J].Cell，1999，96（4）：575-585.

[18] YU Z S，LIU J Y，DENG W M，et al.Histone chaperone CAF-1：Essential roles in multi-cellular organism development[J].Cell Mol Life Sci，2015，72（2）：327-337.

[19] LIU W H，ROEMER S C，ZHOU Y，et al.The Cac1 subunit of histone chaperone CAF-1 organizes CAF-1-H3/H4 architecture and tetramerizes histones[J].Elife，2016，5：e18023-e18049.

[20] KAUFMAN P D，COHEN J L，OSLEY M A.Hir proteins are required for position-dependent gene silencing in Saccharomyces cerevisiae in the absence of chromatin assembly factor I[J].Mol Cell Biol，1998，18（8）：4793-4806.

[21] ADKINS M W，HOWAR S R，TYLER S R.Chromatin disassembly mediated by the histone chaperone Asf1 is essential for transcriptional activation of the yeast PHO5 and PHO8 genes[J].Mol Cell，2004，14（5）：657-666.

[22] PRAKASH S，PRAKASH L.Nucleotide excision repair in yeast[J].Mutat Res，2000，451（1/2）：13-24.

[23] KAUFMAN P D，KOBAYASHI R，STILLMAN B.Ultraviolet radiation sensitivity and reduction of telomeric silencing in Saccharomyces cerevisiae cells lacking chromatin assembly factor-I[J].Genes Dev，1997，11（3）：345-357.

[24] CHOY J S，MISHRA P K，AU W C，et al.Insights into assembly and regulation of centromeric chromatin in Saccharomyces cerevisiae[J].Biochim Biophys Acta，2012，1819（7）：776-783.

[25] HEWAWASAM G S，DHATCHINAMOORTHY K，MATTINGLY M，et al.Chromatin assembly factor-1 （CAF-1） chaperone regulates Cse4 deposition into chromatin in budding yeast[J].Nucleic Acids Res，2018，46（9）：4440-4455.

[26] LO P K，HU Y C，CORCORAN D，et al.Inhibition of Notch signaling by the p105 and p180 subunits of Drosophila chromatin assembly factor 1 is required for follicle cell proliferation[J].J Cell Sci，2019，132（2）：1-10.

[27] KAUFMAN P D，KOBAYASHI R，KESSLER N，et al.The p150 and p60 subunits of chromatin assembly factor I：A molecular link between newly synthesized histones and DNA replication[J].Cell，1995，81（7）：1105-1114.

[28] 趙占克，王玉鳳.組蛋白伴侶在發(fā)育過程中的功能[J].遺傳，2010，32（1）：41-48.

[29] KLAPHOLZ B，DIETRICH B H，SCHAFFNER C，et al.CAF-1 is required for efficient replication of euchromatic DNA in Drosophila larval endocycling cells[J].Chromosoma，2009，118（2）：235-248.

[30] STAIBANO S，MASCOLO M，MANCINI F P，et al.Overexpression of chromatin assembly factor-1 （CAF-1） p60 is predictive of adverse behaviour of prostatic cancer[J].Histopathology，2009，54（5）：580-590.

[31] MASCOLO M，VECCHIONE M L，ILARDI G，et al.Overexpression of Chromatin Assembly Factor-1/p60 helps to predict the prognosis of melanoma patients[J].BMC Cancer，2010，10（1）：1-14.

[32] MASCOLO M，ILARID G，MEROLLA F，et al.Tissue microarray-based evaluation of Chromatin Assembly Factor-1 （CAF-1）/p60 as tumour prognostic marker[J].In J Mol Sci，2012，13（9）：11044-11062.

[33] WU? Z H，CUI F F，YU F D，et al.Up-regulation of CHAF1A，a poor prognostic factor，facilitates cell proliferation of colon cancer[J].Biochem Biophys Res Commun，2014，449（2）：208-215.

[34] XU M，JIA Y L，LIU Z K，et al.Chromatin assembly factor 1，subunit A （P150） facilitates cell proliferation in human hepatocellular carcinoma[J].Onco Targets Ther，2016，9：4023-4035.

[35] HOULARD M，BERLIVET S，PROBST A V，et al.CAF-1 is essential for heterochromatin organization in pluripotent embryonic cells[J].PLoS Genetics，2006，2（11）：1686-1696.

[36] KAYA H，SHIBAHARA K I，TAOKA K I，et al.FASCIATA genes for chromatin assembly factor-1 in Arabidopsis maintain the cellular organization of apical meristems[J].Cell，2001，104（1）：131-142.

[37]? KIRIK A，PECINKA A，WENDELER E，et al.The chromatin assembly factor subunit FASCIATA1 is involved in homologous recombination in plants[J].Plant Cell，2006，18（10）：2431-2442.

[38] MANZANO C，RAMIREZ-PARRA E，CASIMIRO I，et al.Auxin and epigenetic regulation of SKP2B，an F-box that represses lateral root formation[J].Plant Physiol，2012 ，160（2）：749-762.

[39] YAO X Z，F(xiàn)ENG H Y，YU Y，et al.SDG2-mediated H3K4 methylation is required for proper Arabidopsis root growth and development[J].PLoS One，2013，8（2）：1-11.

[40] SERRA H，DA INES O，DEGROOTE F，et al.Roles of XRCC2，RAD51B and RAD51D in RAD51-independent SSA recombination[J].PLoS Genet，2013，9（11）：1-9.

[41] MUCHOVA V，AMIARD S，MOZGOVA I，et al.Homology-dependent repair is involved in 45S rDNA loss in plant CAF-1 mutants[J].Plant J，2015，81（2）：198-209.

[42] ENDO M，ISHIKAWA Y，OSAKABE K，et al.Increased frequency of homologous recombination and T-DNA integration in Arabidopsis CAF-1 mutants[J].EMBO J，2006，25（23）：5579-5590.

[43] HISANAGA T，F(xiàn)ERJANI A，HORIGUCHI G，et al.The ATM-dependent DNA damage response acts as an upstream trigger for compensation in the fas1 mutation during Arabidopsis leaf development[J].Plant Physiol，2013，162（2）：831-841.

[44] ONO T，KAYA H，TAKEDA S，et al.Chromatin assembly factor 1 ensures the stable maintenance of silent chromatin states in Arabidopsis[J].Genes Cells，2006，11（2）：153-162.

[45] PLETT J M，MATHUR J，REGAN S.Ethylene receptor ETR2 controls trichome branching by regulating microtubule assembly in Arabidopsis thaliana[J].J Exp Bot，2009，60（13）：3923-3933.

[46] HENNIG L，BOUVERET R，GRUISSEM W.MSI1-like proteins：An escort service for chromatin assembly and remodeling complexes[J].Trends Cell Biol，2005，15（6）：295-302.

[47] MEHDI S，DERKACHEVA M，RAMSTRM M，et al.The WD40 domain protein MSI1 functions in a histone deacetylase complex to fine-tune abscisic acid signaling[J].Plant Cell，2016，28（1）：42-54.

[48] DERKACHEVA M，STEINBACH Y，WILDHABER T，et al.Arabidopsis MSI1 connects LHP1 to PRC2 complexes[J].EMBO J，2013，32（14）：2073-2085.

[49] KHLER C，HENNIG L，BOUVERET R，et al.Arabidopsis MSI1 is a component of the MEA/FIE Polycomb group complex and required for seed development[J].EMBO J，2003，22（18）：4804-4814.

[50] STEINBACH Y，HENNIG L.Arabidopsis MSI1 functions in photoperiodic flowering time control[J].Front Plant Sci，2014，5：77-85.

[51] BIEDERMANN S，MOONEY S，HELLMANN H.Recognition and repair pathways of damaged DNA in higher plants[M]//Selected Topics in DNA Repair.[s.l.]：InTech，2011：201-236.

[52] TUTEJA N，AHMAD P，PANDA B B，et al.Genotoxic stress in plants：Shedding light on DNA damage，repair and DNA repair helicases[J].Mutat Res，2009，681（2/3）：134-149.

[53] SINHA R P，HDER D P.UV-induced DNA damage and repair：A review[J].Photochem Photobiol Sci，2002，1（4）：225-236.

[54] RASTOGI R P，RICHA，KUMAR A，et al.Molecular mechanisms of ultraviolet radiation-induced DNA damage and repair[J].J Nucleic Acids，2010，2010：1-32.

[55] GILL S S，ANJUM N A，GILL R，et al.DNA damage and repair in plants under ultraviolet and ionizing radiations[J].Sci World J，2015，2015：1-11.

[56] MANOVA V，GRUSZKA D.DNA damage and repair in plants - from models to crops[J].Front Plant Sci，2015，6：885-911.

[57] LYAMICHEV V.Unusual conformation of （dA）n· （dT）n-tracts as revealed by cyclobutane thymine-thymine dimer formation[J].Nucleic Acids Res，1991，19（16）：4491-4496.

[58] ABOUSSEKHRA A，THOMA F.TATA-binding protein promotes the selective formation of UV-induced （6-4）-photoproducts and modulates DNA repair in the TATA box[J].EMBO J，1999，18（2）：433-443.

[59] GALLEGO F，F(xiàn)LECK O，LI A，et al.AtRAD1，a plant homologue of human and yeast nucleotide excision repair endonucleases，is involved in dark repair of UV damages and recombination[J].Plant J，2000，21（6）：507-518.

[60] PANG Q S，HAYS J B.UV-B-Inducible and temperature-sensitive photoreactivation of cyclobutane pyrimidine dimers in Arabidopsis thaliana[J].Plant Physiol，1991，95（2）：536-543.

[61] TAKEUCHI Y，MURAKAMI M，NAKAJIMA N，et al.The photorepair and photoisomerization of DNA lesions in etiolated cucumber cotyledons after irradiation by UV-B depends on wavelength[J].Plant Cell Physiol，1998，39（7）：745-750.

[62] TERANISHI M，TAGUCHI T，ONO T，et al.Augmentation of CPD photolyase activity in japonica and indica rice increases their UVB resistance but still leaves the difference in their sensitivities[J].Photochem Photobiol，2012，11（5）：812-820.

[63] KUMAGAI T，SATO T.Inhibitory effects of increase in near-UV radiation on the growth of Japanese rice cultivars（Oryza sativa L.） in a phytotron and recovery by exposure to visible radiation[J].Ikushugaku zasshi，1992，42（3）：545-552.

[64] 李韶山，王艷，LARS OLOF BJRN.溫度對UV-B誘導的煙草葉圓片DNA損傷的影響[J].生態(tài)科學，2002，21（2）：115-117.

[65] BRAY C M，WEST C E.DNA repair mechanisms in plants：Crucial sensors and effectors for the maintenance of genome integrity[J].New Phytol，2005，168（3）：511-528.

[66] HANAWALT P C，SPIVAK G.Transcription-coupled DNA repair：Two decades of progress and surprises[J].Nat Rev Mol Cell Biol，2008，9（12）：958-970.

[67] LEONARD J M，BOLLMANN S R，HAYS J B.Reduction of stability of Arabidopsis genomic and transgenic DNA-repeat sequences （microsatellites） by inactivation of AtMSH2 mismatch-repair function[J].Plant Physiol，2003，133（1）：328-338.

[68] DANTUMA N P，VAN ATTIKUM H.Spatiotemporal regulation of posttranslational modifications in the DNA damage response[J].EMBO J，2016，35（1）：6-23.

[69] DON M，MITTELSTEN SCHEID O.DNA damage repair in the context of plant chromatin[J].Plant Physiol，2015，168（4）：1206-1218.

[70] JIAO R，HARRIGAN J A，SHEVELEV I，et al.The Werner syndrome protein is required for recruitment of chromatin assembly factor 1 following DNA damage[J].Oncogene，2007，26（26）：3811-3822.

[71] GAILLARD P H L，MARTINI E M，KAUFMAN P D，et al.Chromatin assembly coupled to DNA repair：A new role for chromatin assembly factor I[J].Cell，1996，86（6）：887-896.

[72] MOGGS J G，GRANDI P，QUIVY J P，et al.A CAF-1-PCNA-mediated chromatin assembly pathway triggered by sensing DNA damage[J].Mol Cell Biol，2000，20（4）：1206-1218.

[73] ZHANG W，TYL M，WARD R，et al.Structural plasticity of histones H3-H4 facilitates their allosteric exchange between RbAp48 and ASF1[J].Mol Biol，2013，20（1）：29-35.

[74] NABATIYAN A，SZ TS D，KRUDE T.Induction of CAF-1 expression in response to DNA strand breaks in quiescent human cells[J].Mol Cell Biol，2006，26（5）：1839-1849.