顧 鵬，孫 星

上海交通大學(xué)附屬第一人民醫(yī)院普外科，上海 201620

基因表達(dá)程序異常會導(dǎo)致癌細(xì)胞持續(xù)增殖、復(fù)制永生化、逃避凋亡及轉(zhuǎn)移等［1］，由遺傳學(xué)和表觀遺傳學(xué)改變驅(qū)動的轉(zhuǎn)錄失調(diào)是癌癥的重要發(fā)生機制［2-3］。決定癌細(xì)胞狀態(tài)的轉(zhuǎn)錄激活程序受細(xì)胞類型特異的近端調(diào)控元件啟動子和遠(yuǎn)端調(diào)控元件增強子的控制。

1981年，Benoist等［4］在猿猴空泡病毒早期基因的5'端上游發(fā)現(xiàn)了首個增強子，由72 bp的重復(fù)序列構(gòu)成，插入該序列的載體能使HeLa細(xì)胞中兔β球蛋白基因的表達(dá)量增加200多倍［5］。與啟動子不同，增強子調(diào)控基因轉(zhuǎn)錄的模式不具有方向性，且不受距離限制［6］。增強子區(qū)域通過與啟動子區(qū)域的直接相互作用形成三維環(huán)狀結(jié)構(gòu)［7］，激活遠(yuǎn)處的基因轉(zhuǎn)錄。有研究［8］發(fā)現(xiàn)，單個增強子甚至能調(diào)控多個基因的表達(dá)。

除普通增強子（typical enhancers，TEs）外，基因組上還存在大段緊密相連的增強子，即超級增強子（superenhancers，SEs）。2013年，研究［9］發(fā)現(xiàn)小鼠胚胎干細(xì)胞的關(guān)鍵轉(zhuǎn)錄因子，如OCT4、SOX2和NANOG結(jié)合在一些特殊的增強子上，后者對于維持胚胎干細(xì)胞的干性十分重要，由此將其定義為SEs。同年，Whyte等［9］用關(guān)鍵轉(zhuǎn)錄因子PU.1、MyoD等進(jìn)行染色質(zhì)免疫共沉淀測序（chromatin immunoprecipitation sequence，ChIP-Seq）分析，在多種小鼠細(xì)胞中鑒定出了SEs。本文闡述SEs的基本結(jié)構(gòu)與功能特征、相分離凝集體的形成，重點分析SEs驅(qū)動致癌轉(zhuǎn)錄的機制及拓?fù)湎嚓P(guān)結(jié)構(gòu)域的形成及意義。

1 SEs的基本結(jié)構(gòu)與功能

SEs是具有轉(zhuǎn)錄活性的增強子的一個大簇。在長度上，SEs橫 跨DNA的 長 度 比TEs高 一 個 數(shù) 量 級［9］。ENCODE（encyclopedia of DNA elements）數(shù)據(jù)庫［10］中，SEs長度的中位數(shù)一般介于10～60 kb，而TEs為1～4 kb。在數(shù)量上，SEs卻比TEs少1～2數(shù)量級。

1.1 SEs結(jié)合轉(zhuǎn)錄因子

增強子和SEs的核心特征是兩者所含有的結(jié)合位點簇能結(jié)合多個轉(zhuǎn)錄因子，包括關(guān)鍵轉(zhuǎn)錄因子、信號通路轉(zhuǎn)錄因子。此特征令SEs作為一個“平臺”，匯集與發(fā)育相關(guān)的內(nèi)外環(huán)境信號通路來控制基因的時空表達(dá)［11］。與TEs相比，SEs以組織特異性轉(zhuǎn)錄因子的差異結(jié)合為特征［12］。

增強子及SEs激活的第一步均是結(jié)合先鋒轉(zhuǎn)錄因子，隨后招募共激活因子（coactivator）如組蛋白修飾蛋白、ATP依賴的染色質(zhì)重塑因子和中介體復(fù)合物（mediator complex）［11］。上述組分在SEs中的結(jié)合密度平均比TEs高10倍［9］。研究［13］發(fā)現(xiàn)，在每個細(xì)胞周期中，DNA完成復(fù)制后，核小體立即重新定位到啟動子和增強子上，然后在數(shù)小時內(nèi)迅速建立由轉(zhuǎn)錄因子和染色質(zhì)重塑劑介導(dǎo)的DNA可接近性（DNA accessibility）。這種可接近性由DNA對DNA核酶如DNase Ⅰ的高敏感性界定［14］，包含上述轉(zhuǎn)錄因子結(jié)合位點的核小體具有特殊的染色質(zhì)標(biāo)志——H3K4me1、H3K27ac［10］。Hnisz等［15］進(jìn)一步分析發(fā)現(xiàn)H3K27ac最適于鑒定SEs，以此特征在人乳腺癌細(xì)胞MCF-7中鑒定出了位于ESR1基因座（編碼雌激素受體α）的SEs，且雌激素受體α可結(jié)合此SEs區(qū)域的多個位點從而傳遞雌激素信號［16］。研究［17］發(fā)現(xiàn)，轉(zhuǎn)錄因子RUNX 3能夠增加乳腺癌細(xì)胞抑癌基因RCAN1.4相關(guān)SEs的H3K27ac修飾水平，RUNX3低表達(dá)與較差的總生存期（overall survival，OS）、無 復(fù) 發(fā) 生 存 期（relapse-free survival，RFS）、遠(yuǎn)處無轉(zhuǎn)移生存期（distant metastasisfree survival，DMFS）相關(guān)，這也提示了關(guān)鍵癌基因相關(guān)SEs的染色質(zhì)修飾水平可用來評估癌癥的預(yù)后。根據(jù)基礎(chǔ)的生物化學(xué)和遺傳特征，成神經(jīng)管細(xì)胞瘤分為4個主要亞型。有研究發(fā)現(xiàn)腫瘤中受SEs調(diào)控的轉(zhuǎn)錄因子促進(jìn)了細(xì)胞類型特異的核心調(diào)控環(huán)路的重建，鑒定出LMX1A為4型成神經(jīng)管細(xì)胞瘤的關(guān)鍵轉(zhuǎn)錄因子［18］。

1.2 SEs募集轉(zhuǎn)錄中介體

轉(zhuǎn)錄中介體（Mediator）是一種多蛋白共激活因子，其頭部和中部模塊形成核心中介體（core Mediator，cMed），結(jié)合核心轉(zhuǎn)錄前起始復(fù)合物（core transcription pre-initiation complex，cPIC），而尾部和激酶模塊起主要的調(diào)控作用。增強子/SEs與轉(zhuǎn)錄因子的結(jié)合募集高密度的Mediator，后者結(jié)合轉(zhuǎn)錄前起始復(fù)合物，促進(jìn)了增強子/SEs-啟動子形成三維環(huán)狀結(jié)構(gòu)［19］，以基因特異的方式與基礎(chǔ)轉(zhuǎn)錄元件和啟動子上的RNA聚合酶Ⅱ發(fā)生作用［20］。研究［21］表明，在形成上述結(jié)構(gòu)的增強子和啟動子上均有黏連蛋白（cohesin）的富集，免疫沉淀分析顯示此三維環(huán)由黏連蛋白與Mediator構(gòu)成，Mediator還與相分離凝集體（phase separated condensates）的形成相關(guān)，這些特性對于Mediator調(diào)控轉(zhuǎn)錄的功能至關(guān)重要。

關(guān)鍵轉(zhuǎn)錄因子通過結(jié)合位于增強子的結(jié)合位點，進(jìn)一步招募Mediator、黏連蛋白及RNA聚合酶Ⅱ等蛋白轉(zhuǎn)錄復(fù)合體組分調(diào)控靶基因的表達(dá)，這些組分在SEs的結(jié)合密度平均比TEs高10倍。

2 相分離凝集體

除了在SEs的組裝和激活過程中有序地招募轉(zhuǎn)錄因子和共激活因子這一經(jīng)典模式外，Hnisz等［22］還提出了一種相分離的模型，將SEs特異的基因調(diào)控設(shè)立在無膜細(xì)胞器的范圍內(nèi)。流體的相分離是一種物理化學(xué)過程，可將分子分離為密相和稀相。相分離的生物分子凝集體包含核仁、核小點、應(yīng)激顆粒等，能劃分和集中細(xì)胞內(nèi)的生物化學(xué)反應(yīng)［23］。由液-液相分離產(chǎn)生的生物分子凝集體可以讓其組成部分快速移入或移出密相，并且具有液滴的融合或裂變等特性［24］。

2.1 相分離凝集體的形成

共激活因子BRD4、MED1的固有無序區(qū)（intrinsically disordered region，IDR）介導(dǎo)相分離凝集體的形成［25］，在某些條件下MED1-IDR能形成液滴而BRD4-IDR不能，且MED1-IDR形成的液滴能通過分子的相互吸引作用招募BRD4-IDR以及RNA聚合酶Ⅱ。類似地，關(guān)鍵轉(zhuǎn)錄因子OCT4、GCN4的轉(zhuǎn)錄激活域［26］、RNA聚合酶Ⅱ的C端結(jié)構(gòu)域的IDR［27］都能介導(dǎo)相分離凝集體的形成。

2.2 相分離凝集體對SEs活性的影響

在Hnisz等［22］提出的轉(zhuǎn)錄調(diào)控動力學(xué)模型中，“N”表示相互作用的大分子數(shù)，如增強子及其相關(guān)因子，設(shè)定SEs N為50而TEs N為10；用“f”來表示“價態(tài)”，即每個分子中能被修飾并與其他鏈發(fā)生交聯(lián)的殘基數(shù)；轉(zhuǎn)錄活性由最大交聯(lián)鏈簇的大小來表示。SEs在達(dá)到一定轉(zhuǎn)錄活性時，所需“價態(tài)”水平比TEs更低，提示在相同條件下SEs更容易形成相分離凝集體，這即是SEs調(diào)控轉(zhuǎn)錄的作用大于組成性TEs作用之和的一種解釋。另一種解釋是Mediator及關(guān)鍵轉(zhuǎn)錄因子與SEs的結(jié)合過程增加了相應(yīng)的啟動子緊靠活性聚合酶簇的時間［28］。

2.3 SEs對微擾（perturbation）高度敏感

橫跨數(shù)萬堿基對的SEs會因某個輔因子受干擾而導(dǎo)致整體的破壞，組成性增強子基因片段的缺失也可能導(dǎo)致其余部分的功能喪失［16］。Whyte等［9］發(fā)現(xiàn)，敲除小鼠胚胎干細(xì)胞特異的轉(zhuǎn)錄因子OCT4和Mediator亞單位Med12會導(dǎo)致與SEs關(guān)聯(lián)的基因表達(dá)量急劇下降。此外，JQ1（BRD4的競爭抑制劑）選擇性地結(jié)合BRD4的乙酰賴氨酸識別區(qū)域，即干擾了BRD4與SEs H3K27ac位點的結(jié)合，抑制啟動子和增強子的相互作用［29］。類似地，針對細(xì)胞周期素依賴性激酶7（cyclin-dependent kinase 7，CDK7）的高度特異的共價抑制劑THZ1也能干擾SEs，有效抑制相應(yīng)癌基因的轉(zhuǎn)錄［30］。利用ChIP-seq技術(shù)還發(fā)現(xiàn)1，6-己二醇能同時減少與增強子結(jié)合的BRD4、MED1及RNA聚合酶Ⅱ的量。值得注意的是，SEs比TEs對此類抑制劑更敏感［26］。上述抑制劑JQ1、THZ1的作用已分別在彌漫大B細(xì)胞淋巴瘤、急性髓系白血病、成神經(jīng)細(xì)胞瘤、三陰性乳腺癌等多種腫瘤類型中得以驗證［31-34］。除此之 外，ABBV-774［35］、ABBV-705［36］、cortistatin A（CA）［37］等抑制劑抗腫瘤效應(yīng)的發(fā)現(xiàn)也展現(xiàn)出針對SEs治療策略的強大潛力?？傊?，SEs對微擾高度敏感的特性為深入探討SEs的組成、功能及腫瘤靶向治療等提供了新的切入點，未來的研究應(yīng)進(jìn)一步深入分析SEs的各個組成部分如何分別調(diào)控SEs的功能。

3 SEs驅(qū)動致癌轉(zhuǎn)錄的機制

多數(shù)腫瘤細(xì)胞依賴SEs驅(qū)動的異常轉(zhuǎn)錄調(diào)控。目前研究發(fā)現(xiàn)，SEs與腫瘤的上皮間質(zhì)轉(zhuǎn)化（epithelialmesenchymal transition，EMT）［38］、代謝重編程［39］、免疫逃逸［40］、凋亡抵抗［41］等過程密切相關(guān)，此外，SEs還可通過促進(jìn)m iRNA加工從而產(chǎn)生細(xì)胞類型特異的m iRNA來控制細(xì)胞“身份”［42］。SEs在很多腫瘤中標(biāo)志著譜系特異的轉(zhuǎn)錄因子和癌基因［12］。有研究發(fā)現(xiàn)，在未發(fā)生癌變的細(xì)胞中明顯缺乏與關(guān)鍵癌基因關(guān)聯(lián)的SEs，提示SEs是在腫瘤發(fā)生過程中形成的，并發(fā)揮著維持腫瘤特性的作用［15］，且與較高的腫瘤臨床分期和病理分級相關(guān)［43］。目前，SEs驅(qū)動致癌轉(zhuǎn)錄的機制主要涉及2個方面［44］：影響SEs核心成分的基因突變；基因組3D結(jié)構(gòu)的改變“劫持”SEs。

3.1 影響SEs核心成分的基因突變

3.1.1 插入突變 位點在SEs內(nèi)的生殖細(xì)胞或體細(xì)胞突變?yōu)殛P(guān)鍵轉(zhuǎn)錄因子創(chuàng)造了新的結(jié)合位點，結(jié)合后通過招募共激活因子激活SEs，從而導(dǎo)致相鄰原癌基因的轉(zhuǎn)錄上調(diào)。Mansour等［45］發(fā)現(xiàn)，急性T淋巴細(xì)胞白血病Jurkat細(xì)胞中高表達(dá)轉(zhuǎn)錄因子TAL1，并在TAL1啟動子附近觀察到了一個活化的SEs區(qū)域。對這個區(qū)域進(jìn)行基因測序，顯示這個致癌變化僅僅是由一段12 bp長的插入突變導(dǎo)致的，從而形成了新的MYB結(jié)合位點。進(jìn)一步研究發(fā)現(xiàn)MYB的結(jié)合募集了CBP/p300乙酰轉(zhuǎn)移酶、TAL1以及其他轉(zhuǎn)錄因子如RUNX1、GATA-3，驅(qū)動與白血病相關(guān)的關(guān)鍵基因的異常表達(dá)。

3.1.2 單核苷酸多態(tài)性 除了插入突變外，一些特定腫瘤相關(guān)的單核苷酸多態(tài)性（single nucleotide polymorphism，SNP）與致癌SEs活性的調(diào)控也有直接關(guān)系。在成神經(jīng)細(xì)胞瘤中，G＞T的SNP突變發(fā)生于LMO1癌基因第一個內(nèi)含子的SEs區(qū)域，致癌等位基因位點“G”落在保守的GATA3（GATA binding protein 3）結(jié)合位點上，與SEs的活化狀態(tài)有關(guān)；而保護性的等位基因位點“T”阻礙GATA3的結(jié)合，減少H3K27ac的募集，SEs活性以及LMO1表達(dá)量明顯下降［46］。另一方面，SNP還可以通過破壞抑癌基因相關(guān)的SEs而促進(jìn)腫瘤發(fā)生［47］。在慢性淋巴細(xì)胞白血病中，一種SNP抑制了轉(zhuǎn)錄因子RELA與促凋亡蛋白即BH3-only蛋白——BM F（Bcl2 modifying factor）相關(guān)的SEs的結(jié)合（此蛋白通過與抗凋亡蛋白Bcl-2/Bcl-xL結(jié)合，釋放beclin-1，促進(jìn)自噬/凋亡［1］）。上述過程導(dǎo)致了BMF表達(dá)量的下降，Bcl-2/BclxL抗凋亡功能增強，從而促進(jìn)腫瘤發(fā)生。

3.1.3 局部擴增 拷貝數(shù)量突變?nèi)鏢Es的擴增是致癌激活的一種常見機制。在12種不同腫瘤中，Zhang等［48］利用體細(xì)胞拷貝數(shù)分析聯(lián)合組織特異性表觀遺傳分析鑒定出了SEs在癌基因KLF5、USP12、PARD6B和MYC附近的擴增。在某些情況下，這些擴增的致癌SEs表現(xiàn)出細(xì)胞類型特異的定位。例如，在MYC基因座的3′端，SEs的局部擴增在急性T淋巴細(xì)胞白血病、急性髓系白血病、肺腺癌和宮頸癌中表現(xiàn)出獨特的定位，從而可能通過種系特異的染色體環(huán)來調(diào)控MYC基因表達(dá)［48-49］。類似地，在成神經(jīng)細(xì)胞瘤中，一段長350～2 000 kb的基因組區(qū)域包含MYCN癌基因和其同源擴增的SEs，因而導(dǎo)致MYCN高表達(dá)并驅(qū)動致癌過程［33］。

3.1.4 染色體重排 染色體重排能夠?qū)┗蚺c原來不相關(guān)的SEs并列起來，促使癌基因高表達(dá)，這種現(xiàn)象也被稱為“增強子劫持（enhancer hijacking）”。在腺樣囊性癌中，染色體易位產(chǎn)生了一段融合基因，即在MYB癌基因附近形成了新的嵌合的SEs，進(jìn)一步通過染色質(zhì)構(gòu)象捕獲分析證實了此SEs與MYB基因啟動子之間能夠相互作用，而且這個異常易位的SEs包含MYB結(jié)合位點，構(gòu)成一種正反饋來維持自身表達(dá)［50］。又如有研究［51］在3型和4型髓母細(xì)胞瘤中發(fā)現(xiàn)了一系列導(dǎo)致癌基因異常激活的高度變化的基因組重排。一段原先相距400 kb的DNA序列被放置到癌基因GFI1/GFI1B附近，在斷點處檢測出了SEs活性，證明GFI1/GFI1B基因的過表達(dá)與此重排密切相關(guān)。目前研究顯示，導(dǎo)致GFI1/GFI1B激活的染色體結(jié)構(gòu)變異大多不包括此基因本身，因此凸顯了重新分析現(xiàn)有測序數(shù)據(jù)中基因組非編碼區(qū)的重要性，且據(jù)此可推測此種“增強子劫持”現(xiàn)象在其他實體腫瘤中也同樣普遍存在。

3.2 基因組3D結(jié)構(gòu)的改變“劫持”SEs

染色質(zhì)在分裂間期的細(xì)胞核中組成一系列有層次的三維結(jié)構(gòu)域，包括能發(fā)生自身相互作用的區(qū)域，稱為拓?fù)湎嚓P(guān)結(jié)構(gòu)域（topologically associating domains，TADs）［52］。TADs的結(jié)構(gòu)在不同的細(xì)胞類型中大致保持穩(wěn)定且在相關(guān)物種中進(jìn)化高度保守［53］，是更高級別染色體結(jié)構(gòu)的基礎(chǔ)。該結(jié)構(gòu)能使增強子與原來與之相距數(shù)百堿基的靶基因在位置上更接近，這可能也是TADs內(nèi)DNA之間相互作用頻率更高的原因［54］。TADs的邊界由與結(jié)構(gòu)蛋白如轉(zhuǎn)錄阻抑物CTCF（CCCTC binding factor）、黏連蛋白結(jié)合的區(qū)域劃定，通常包含成對的CTCF結(jié)合位點，其基序方向相反，呈匯聚趨勢［53］。Dowen等［55］在鼠胚胎干細(xì)胞內(nèi)發(fā)現(xiàn)細(xì)胞身份基因不僅出現(xiàn)在“基因沙漠”（gene desert），而且還被限制在由黏連蛋白介導(dǎo)的CTCFCTCF環(huán)所包圍的“絕緣區(qū)域”內(nèi)，并定義為SEs域（SE domains，SDs）。此“絕緣區(qū)域”中位長度約為200 kb，包含一段平均長度約為30 kb的基因，并被認(rèn)為是組成約1Mb大小的TADs基本單位，限定了增強子、SEs、轉(zhuǎn)錄阻抑物的有效作用范圍。上述結(jié)構(gòu)印證了2種猜想：細(xì)胞身份基因需要精準(zhǔn)地表達(dá)，因此不能受到除相關(guān)SEs以外的信號干擾；SEs調(diào)控轉(zhuǎn)錄的功能強大，需要防止其激活不相關(guān)的鄰近基因。近年來，一些研究表明TADs邊界的破壞能夠?qū)е录?xì)胞內(nèi)癌基因的過表達(dá)從而誘發(fā)腫瘤［56］。

3.2.1 體細(xì)胞結(jié)構(gòu)變異Hnisz等［57］發(fā)現(xiàn)，與急性T淋巴細(xì)胞白血病發(fā)病機制相關(guān)的復(fù)發(fā)性微缺失（recurrent microdeletions）能夠消除包含關(guān)鍵癌基因的絕緣區(qū)域的邊界。該團隊利用CRISPR/Cas9技術(shù)在人胚腎成纖維細(xì)胞中敲除部分上述TADs邊界，發(fā)現(xiàn)此變化足以激活原癌基因TAL1和LMO2。Weischenfeldt等［58］利用順式表達(dá)結(jié)構(gòu)變化映射（cis expression structural alteration mapping，CESAM）的計算框架進(jìn)行了泛癌分析，在肉瘤和鱗癌中識別出了與IRS4基因過表達(dá)相關(guān)的TADs邊界缺失；在結(jié)直腸癌細(xì)胞11號染色體上進(jìn)一步研究發(fā)現(xiàn)，IGF2基因的串聯(lián)復(fù)制讓拷貝后的IGF2基因和SEs片段頭尾相接，延伸到下一個TAD的邊界，在原先存在的TADs結(jié)構(gòu)之間形成了新的3D染色體區(qū)域，將SEs包含其中，造成癌基因的轉(zhuǎn)錄調(diào)節(jié)異常。Dixon等［59］用一個整合了光學(xué)圖譜、高通量染色質(zhì)構(gòu)象捕獲技術(shù)（high-throughput chromosome conformation capture，Hi-C）和全基因組測序的框架，系統(tǒng)地檢測了多種正常或癌癥樣本及細(xì)胞系中基因的結(jié)構(gòu)變異，發(fā)現(xiàn)PANC1細(xì)胞9號和18號染色體的融合導(dǎo)致了新TADs的形成，又在成神經(jīng)細(xì)胞瘤中證實了新TADs包含關(guān)鍵癌基因MYC，促使其高表達(dá)。此外，還有研究發(fā)現(xiàn)很多種由結(jié)構(gòu)變異誘導(dǎo)的新TADs都包含已知的癌癥驅(qū)動基因，如TERT、ETV1、ETV4和ERBB2。在前列腺癌細(xì)胞中，基因結(jié)構(gòu)變異使一個包含TP53抑癌基因的TAD裂解成2個小的TAD，導(dǎo)致多個基因的表達(dá)失調(diào)［60］。綜上所述，相鄰TADs的融合可以讓鄰近TADs內(nèi)的增強子激活癌基因，即出現(xiàn)“增強子劫持”現(xiàn)象；反之，一個TAD裂解成多個子域也可隔離啟動子和增強子，阻礙兩者的相互作用。

3.2.2 表觀遺傳學(xué)改變 組蛋白賴氨酸的甲基化修飾能夠調(diào)節(jié)染色質(zhì)結(jié)構(gòu)，表觀遺傳學(xué)改變驅(qū)動的轉(zhuǎn)錄失調(diào)是癌癥發(fā)生的一個重要機制。膠質(zhì)瘤可由IDH基因功能獲得型突變引起，突變的細(xì)胞積聚2-羥基戊二酸，抑制TET蛋白，導(dǎo)致突變細(xì)胞的CpG甲基化程度升高［61］，從而可能引起抑癌基因的轉(zhuǎn)錄失活。突變細(xì)胞中CTCF與黏連蛋白的結(jié)合位點的超甲基化會減少甲基化敏感的絕緣蛋白的結(jié)合，從而破壞TADs邊界，使得常規(guī)情況下定位在包含PDGFRA基因的TADs外的增強子驅(qū)動PDGFRA的異常轉(zhuǎn)錄。該研究還指出TADs邊界的失活是DNA甲基化依賴的。關(guān)于在更多腫瘤類型中表觀遺傳學(xué)的改變?nèi)绾斡绊慣ADs結(jié)構(gòu)從而導(dǎo)致轉(zhuǎn)錄調(diào)控異常，仍有待進(jìn)一步研究闡明。

4 結(jié)語

近年來，隨著Hi-C等技術(shù)的飛速發(fā)展，人們對SEs的功能、內(nèi)在特性、生物物理學(xué)結(jié)構(gòu)及其在3D基因組結(jié)構(gòu)下對靶基因的調(diào)控機制有了新的認(rèn)識。多個不同種類的突變包括重復(fù)、缺失、倒位和易位等可共同導(dǎo)致單個靶基因的激活，且通常不伴有該基因的拷貝數(shù)變化［51］。因此，利用CRISPR基因編輯技術(shù)、單細(xì)胞測序技術(shù)結(jié)合ChIP-seq、轉(zhuǎn)座酶探究可接近性染色質(zhì)高通量測序技術(shù)（assay for transposase-accessible chromatin with highthroughput sequencing，ATAC-Seq）［62］和靶向剪切及轉(zhuǎn)座酶 技 術(shù) （cleavage under targets and tagmentation，CUT＆Tag）［63］等綜合新技術(shù)，深入研究轉(zhuǎn)錄調(diào)控元件增強子尤其是SEs意義十分重大，并將為研究SEs調(diào)控轉(zhuǎn)錄和腫瘤發(fā)生的作用以及針對SEs的藥物研發(fā)提供新的見解。

SEs為具有轉(zhuǎn)錄活性增強子的一個大簇，促進(jìn)致癌轉(zhuǎn)錄的同時使癌細(xì)胞高度依賴此過程，在多種癌癥類型中起到維持癌細(xì)胞“身份”的作用，可用以鑒定細(xì)胞類型特異的關(guān)鍵轉(zhuǎn)錄因子，尋找關(guān)鍵致癌基因，以此區(qū)分癌癥的不同亞型。近年來，對SEs的研究不僅涉及線性結(jié)構(gòu)的基因組，而且逐漸聚焦于基因組3D結(jié)構(gòu)的形成及意義。液-液相分離凝集體的形成是SEs基因座最顯著的特征之一，能夠?qū)Es結(jié)構(gòu)與其他染色質(zhì)區(qū)域分隔開，解釋了SEs調(diào)控轉(zhuǎn)錄的作用大于組成性普通增強子作用之和。此外，真核基因組內(nèi)還存在TADs結(jié)構(gòu)，其邊界的破壞與SEs的激活、腫瘤的發(fā)生密切相關(guān)；但關(guān)于致癌信號通路如何通過終端轉(zhuǎn)錄因子影響染色質(zhì)從而影響SEs的裝配和功能，還有待進(jìn)一步探究。總之，對SEs功能進(jìn)行深入研究對于發(fā)現(xiàn)新的生物標(biāo)志物，以及提出針對這種強大的基因組調(diào)控結(jié)構(gòu)的治療新策略至關(guān)重要。

參·考·文·獻(xiàn)

[1]Hanahan D,Weinberg RA.Hallmarks of cancer:the next generation[J].Cell,2011,144(5):646-674.

[2]Bradner JE,Hnisz D,Young RA.Transcriptional addiction in cancer[J].Cell,2017,168(4):629-643.

[3]Lee TI,Young RA.Transcriptional regulation and its misregulation in disease[J].Cell,2013,152(6):1237-1251.

[4]Benoist C,Chambon P.In vivosequence requirements of the SV 40 early promotor region[J].Nature,1981,290(5804):304-310.

[5]孫長斌,張曦.超級增強子研究進(jìn)展[J].遺傳,2016,38(12):1056-1068.

[6]Bulger M,Groudine M.Functional and mechanistic diversity of distal transcription enhancers[J].Cell,2011,144(3):327-339.

[7]Sur I,Taipale J.The role of enhancers in cancer[J].Nat Rev Cancer,2016,16(8):483-493.

[8]Fukaya T,Lim B,Levine M.Enhancer control of transcriptional bursting[J].Cell,2016,166(2):358-368.

[9]Whyte WA,Orlando David A,Hnisz D,et al.Master transcription factors and mediator establish super-enhancers at key cell identity genes[J].Cell,2013,153(2):307-319.

[10]ENCODE Project Consortium.An integrated encyclopedia of DNA elements in the human genome[J].Nature,2012,489(7414):57-74.

[11]Calo E,Wysocka J.Modification of enhancer chromatin:what,how,and why?[J].Mol Cell,2013,49(5):825-837.

[12]Sengupta S,George RE. Super-enhancer-driven transcriptional dependencies in cancer[J].Trends Cancer,2017,3(4):269-281.

[13]Ramachandran S,Henikoff S.Transcriptional regulators compete with nucleosomes post-replication[J].Cell,2016,165(3):580-592.

[14]Gross DS,Garrard WT.Nuclease hypersensitive sites in chromatin[J].Annu Rev Biochem,1988,57:159-197.

[15]Hnisz D,Abraham BJ,Lee TI,et al.Super-enhancers in the control of cell identity and disease[J].Cell,2013,155(4):934-947.

[16]Hnisz D,Schuijers J,Lin CY,et al.Convergence of developmental and oncogenic signaling pathways at transcriptional super-enhancers[J].Mol Cell,2015,58(2):362-370.

[17]Deng R,Huang JH,Wang Y,et al.Disruption of super-enhancer-driven tumor suppressor gene RCAN1.4 expression promotes the malignancy of breast carcinoma[J].Mol Cancer,2020,19(1):122.

[18]Lin CY,Erkek S,Tong Y,et al.Active medulloblastoma enhancers reveal subgroup-specific cellular origins[J].Nature,2016,530(7588):57-62.

[19]Levine M,Cattoglio C,Tjian R.Looping back to leap forward:transcription enters a new era[J].Cell,2014,157(1):13-25.

[20]Nozawa K,Schneider TR,Cramer P.Core Mediator structure at 3.4 ? extends model of transcription initiation complex[J].Nature,2017,545(7653):248-251.

[21]Kagey MH,Newman JJ,Bilodeau S,et al.Mediator and cohesin connect gene expression and chromatin architecture[J].Nature,2010,467(7314):430-435.

[22]Hnisz D,Shrinivas K,Young RA,et al.A phase separation model for transcriptional control[J].Cell,2017,169(1):13-23.

[23]Shin Y,Brangwynne CP.Liquid phase condensation in cell physiology and disease[J].Science,2017,357(6357):eaaf4382.

[24]Brangwynne CP,Eckmann CR,Courson DS,et al.Germ line P granules are liquid droplets that localize by controlled dissolution/condensation[J].Science,2009,324(5935):1729-1732.

[25]Sabari BR,Dall'Agnese A,Boija A,et al.Coactivator condensation at superenhancers links phase separation and gene control[J].Science,2018,361(6400):eaar3958.

[26]Boija A,Klein IA,Sabari BR,et al.Transcription factors activate genes through the phase-separation capacity of their activation domains[J].Cell,2018,175(7):1842-1855.e16.

[27]Lu H,Yu D,Hansen AS,et al.Phase-separation mechanism for C-terminal hyperphosphorylation of RNA polymerase II[J].Nature,2018,558(7709):318-323.

[28]Cook PR,Marenduzzo D.Transcription-driven genome organization:a model for chromosome structure and the regulation of gene expression tested through simulations[J].Nucleic Acids Res,2018,46(19):9895-9906.

[29]Filippakopoulos P,Qi J,Picaud S,et al.Selective inhibition of BET bromodomains[J].Nature,2010,468(7327):1067-1073.

[30]Kwiatkowski N,Zhang T,Rahl PB,et al.Targeting transcription regulation in cancer with a covalent CDK7 inhibitor[J].Nature,2014,511(7511):616-620.

[31]Chapuy B,McKeown MR,Lin CY,et al.Discovery and characterization of super-enhancer-associated dependencies in diffuse large B cell lymphoma[J].Cancer Cell,2013,24(6):777-790.

[32]Bhagwat AS,Roe JS,Mok BYL,et al.BET bromodomain inhibition releases the mediator complex from select Cis-regulatory elements[J].Cell Rep,2016,15(3):519-530.

[33]Chipumuro E,Marco E,Christensen CL,et al.CDK 7 inhibition suppresses super-enhancer-linked oncogenic transcription in MYCN-driven cancer[J].Cell,2014,159(5):1126-1139.

[34]Wang Y,Zhang T,Kwiatkowski N,et al.CDK 7-dependent transcriptional addiction in triple-negative breast cancer[J].Cell,2015,163(1):174-186.

[35]Faivre EJ,McDaniel KF,Albert DH,et al.Selective inhibition of the BD2 bromodomain of BET proteins in prostate cancer[J].Nature,2020,578(7794):306-310.

[36]McDaniel KF,Wang L,Soltwedel T,et al.Discovery of N-(4-(2,4-Difluorophenoxy)-3-(6-methyl-7-oxo-6,7-dihydro-1H-pyrrolo[2,3-c]pyridin-4-yl)phenyl)ethanesulfonamide(ABBV-075/Mivebresib),a potent and orally available bromodomain and extraterminal domain(BET)family bromodomain inhibitor[J].J Med Chem,2017,60(20):8369-8384.

[37]Pelish HE,Liau BB,Nitulescu II,et al.Mediator kinase inhibition further activates super-enhancer-associated genes in AML[J].Nature,2015,526(7572):273-276.

[38]Zhang C,Wei S,Sun WP,et al.Super-enhancer-driven AJUBA is activated by TCF4 and involved in epithelial-mesenchymal transition in the progression of hepatocellular carcinoma[J].Theranostics,2020,10(20):9066-9082.

[39]Nguyen TTT,Zhang Y,Shang E,et al.HDAC inhibitors elicit metabolic reprogramming by targeting super-enhancers in glioblastoma models[J].J Clin Invest,2020,130(7):3699-3716.

[40]Betancur PA,Abraham BJ,Yiu YY,et al.A CD47-associated superenhancer links pro-inflammatory signalling to CD47 upregulation in breast cancer[J].Nat Commun,2017,8:14802.

[41]Shang E,Nguyen TTT,Shu C,et al.Epigenetic targeting of M cl-1 is synthetically lethal with Bcl-xL/Bcl-2 inhibition in model systems of glioblastoma[J].Cancers(Basel),2020,12(8):2137.

[42]Suzuki HI,Young RA,Sharp PA.Super-enhancer-mediated RNA processing revealed by integrative MicroRNA network analysis[J].Cell,2017,168(6):1000-1014.e15.

[43]Han J,Meng J,Chen S,et al.YY1 Complex promotes quaking expressionviasuper-enhancer binding during EMT of hepatocellular carcinoma[J].Cancer Res,2019,79(7):1451-1464.

[44]Thandapani P.Super-enhancers in cancer[J].Pharmacol Ther,2019,199:129-138.

[45]Mansour MR,Abraham BJ,Anders L,et al.Oncogene regulation.An oncogenic super-enhancer formed through somatic mutation of a noncoding intergenic element[J].Science,2014,346(6215):1373-1377.

[46]Oldridge DA,Wood AC,Weichert-Leahey N,et al.Genetic predisposition to neuroblastoma mediated by a LMO1 super-enhancer polymorphism[J].Nature,2015,528(7582):418-421.

[47]Kandaswamy R,Sava GP,Speedy HE,et al.Genetic predisposition to chronic lymphocytic leukemia is mediated by a BMF super-enhancer polymorphism[J].Cell Rep,2016,16(8):2061-2067.

[48]Zhang X,Choi PS,Francis JM,et al.Identification of focally amplified lineage-specific super-enhancers in human epithelial cancers[J].Nat Genet,2016,48(2):176-182.

[49]Herranz D,Ambesi-Impiombato A,Palomero T,et al.A NOTCH1-driven MYC enhancer promotes T cell development,transformation and acute lymphoblastic leukemia[J].Nat Med,2014,20(10):1130-1137.

[50]Drier Y,Cotton MJ,Williamson KE,et al.An oncogenic MYB feedback loop drives alternate cell fates in adenoid cystic carcinoma[J].Nat Genet,2016,48(3):265-272.

[51]Northcott PA,Lee C,Zichner T,et al.Enhancer hijacking activates GFI1 family oncogenes in medulloblastoma[J].Nature,2014,511(7510):428-434.

[52]Kaiser VB,Semple CA.When TADs go bad:chromatin structure and nuclear organisation in human disease[J].F1000Res,2017,6:314.

[53]Dixon JR,Gorkin DU,Ren B.Chromatin domains:the unit of chromosome organization[J].Mol Cell,2016,62(5):668-680.

[54]Dixon JR,Selvaraj S,Yue F,et al.Topological domains in mammalian genomes identified by analysis of chromatin interactions[J].Nature,2012,485(7398):376-380.

[55]Dowen JM,Fan ZP,Hnisz D,et al.Control of cell identity genes occurs in insulated neighborhoods in mammalian chromosomes[J].Cell,2014,159(2):374-387.

[56]Katainen R,Dave K,Pitkanen E,et al.CTCF/cohesin-binding sites are frequently mutated in cancer[J].Nat Genet,2015,47(7):818-821.

[57]Hnisz D,Day DS,Young RA.Insulated neighborhoods:structural and functional units of mammalian gene control[J].Cell,2016,167(5):1188-1200.

[58]Weischenfeldt J,Dubash T,Drainas AP,et al.Pan-cancer analysis of somatic copy-number alterations implicates IRS4 and IGF2 in enhancer hijacking[J].Nat Genet,2017,49(1):65-74.

[59]Dixon JR,Xu J,Dileep V,et al.Integrative detection and analysis of structural variation in cancer genomes[J].Nat Genet,2018,50(10):1388-1398.

[60]Taberlay PC,Achinger-Kawecka J,Lun AT,et al.Three-dimensional disorganization of the cancer genome occurs coincident with long-range genetic and epigenetic alterations[J].Genome Res,2016,26(6):719-731.

[61]Flavahan WA,Drier Y,Liau BB,et al.Insulator dysfunction and oncogene activation in IDH mutant gliomas[J].Nature,2016,529(7584):110-114.

[62]Buenrostro JD,Giresi PG,Zaba LC,et al.Transposition of native chromatin for fast and sensitive epigenomic profiling of open chromatin,DNA-binding proteins and nucleosome position[J].Nat Methods,2013,10(12):1213-1218.

[63]Kaya-Okur HS,Wu SJ,Codomo CA,et al.CUT＆Tag for efficient epigenomic profiling of small samples and single cells[J].Nat Commun,2019,10(1):1930.