汪芬芬，姚軒，王靜，周中凱

（天津科技大學食品科學與工程學院，天津 300457）

淀粉是一種植物多糖，來源廣泛，通常存在于谷物（如小麥淀粉、玉米淀粉）、塊莖（如木薯淀粉、馬鈴薯淀粉）以及根、果實（如葛根淀粉、豆類淀粉、香蕉淀粉）中，是地球上豐富的可再生生物資源之一[1]。淀粉作為人們日常飲食的主要碳水化合物，也是人體能量供給的主要來源[2]，根據營養(yǎng)片段，可以劃分為快速消化淀粉（readily digestible starch，RDS）、慢速消化淀粉（slowly digestible starch，SDS）以及抗消化淀粉（resistant，RS）[3]。由于淀粉具有成本低、資源豐富、可生物降解等特點，因此常被用于食品和非食品工業(yè)中，生產出來的淀粉中約57%用于食品消費，43%用于非食品工業(yè)[4]。在食品工業(yè)中，淀粉可用于增稠、成膜、封裝、保濕和延長貨架期等；在非食品工業(yè)中，淀粉可用于造紙、黏合劑、鉆井液黏度改性劑、生物可降解塑料、紗線上漿劑、藥物載體等[5]。然而天然淀粉的一些物理特性，如親水性強、機械性能差[6]、保質期短、穩(wěn)定性差[4]、成膜性能差[5]等限制了其在某些領域的應用。淀粉改性是克服這些特性的有效途徑，主要包括：化學改性、物理改性、酶修飾以及基因改造[7]，化學改性應用最為普遍。化學改性是將新的官能團引入淀粉分子，取代無水葡萄糖單元上的羥基，從而改變其物理化學性質[7]，主要包括酯化反應、醚化反應、氧化反應、交聯(lián)反應[8]，其中酯化反應是一類重要的化學改性手段[9]。與天然淀粉相比，酯化淀粉具有良好的耐熱性、疏水性、成膜性，可用于乳液、藥物輔料、疏水性材料等，如辛烯基琥珀酸酐酯化淀粉可用于藥物和營養(yǎng)物質的包封、生物活性食品成分的載體和食品乳液穩(wěn)定劑[10]。低取代度（degree of substitution，DS）的乙?；矸郾忍烊坏矸鄹m合作為增稠劑和穩(wěn)定劑，而高取代度的乙酰化淀粉更耐消化，可以作為口服結腸劑靶向藥物載體材料[11]。?；矸壑?，丙酰化淀粉因其良好的抗消化性而備受關注，但對其研究較少。抗性淀粉在小腸中不被消化，在大腸中被微生物分解產生短鏈脂肪酸，丙酸是短鏈脂肪酸的關鍵成分之一。

研究表明，長期補充丙酸可以降低血糖，丙?；矸劭赡転楸徇M入腸道提供一種新的載體[12]。因此本文制備3種取代度丙?；矸?，采用傅里葉紅外光譜（Fourier transform infrared spectroscopy，FTIR）、核磁共振氫譜（nuclear magnetic resonance hydrogen spectrum，1HNMR）、X 射線衍射（X-ray diffraction，XRD）等技術對丙酰化淀粉進行結構表征，利用掃描電鏡（scanning electron microscope，SEM）觀察淀粉外觀形態(tài)的變化，并對其熱穩(wěn)定性、疏水性和消化特性進行探討，為丙?；矸圻M一步研究與開發(fā)提供參考。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

木薯淀粉（食品級）：天津文星淀粉有限公司；丙酸酐、對甲基苯磺酸（均為分析純）：天津利安隆博華醫(yī)藥化學有限公司；胃蛋白酶P110928（≥15 000 NFU/mg）、α-淀粉酶 A109181（≥500 KNU-B/g）、葡萄糖淀粉酶 A107823（1×105U/mL）、中溫淀粉酶A109181（1×104U/mL）：阿拉丁試劑有限公司；葡萄糖試劑盒：長春匯利生物科技有限公司。

1.2 儀器與設備

掃描電鏡（JSM-IT500HR）：日本株式會社；傅里葉紅外光譜（Is50）：賽默飛世爾科技公司；粒度分布儀（Better2600）：丹東百特儀器有限公司；接觸角（PGX）：德國FIBRO公司；熱重分析儀（Q50）：美國熱分析儀器公司；X射線衍射儀（X-ray-6100）：日本島津公司；烘箱（GZX-9146MBE）：上海博訊實業(yè)有限公司。

1.3 方法

1.3.1 丙酰化淀粉的制備

參考Filippo等[5]的方法并稍加修改制備丙?；矸?。將完全干燥的10 g木薯淀粉與30 mL丙酸酐混合，置于智能磁力攪拌器加熱，然后將用丙酸酐完全溶解的對甲基苯磺酸加入溶液，分別在90、100、120℃下反應4 h。反應完成后，待反應溶液冷卻至室溫25℃，用4℃蒸餾水反復洗滌，除去多余的酸酐和催化劑，并通過布氏漏斗真空過濾分離得到固體產物。固體產物于45℃烘箱中干燥24 h、粉碎、過100目篩，即可得丙?；臼淼矸?，并命名為NTS（天然淀粉）、PTS-1（取代度為0.81的丙酰化淀粉）、PTS-2（取代度為1.53的丙?；矸郏TS-3（取代度為2.67的丙?；矸郏?。

1.3.2 丙?；亢腿〈鹊臏y定

丙酰基含量和取代度根據Tupa等[13]的方法測定。稱取1 g淀粉置于250 mL錐形瓶中，加入30 mL 75%乙醇，然后置于50℃、150 r/min搖床上預熱30 min。依次加入3滴酚酞和0.02 moL/L NaOH，使溶液呈微堿性，然后加入30 mL 0.05 moL/L NaOH，于25℃、150 r/min條件下反應4 h。反應結束后，以酚酞作為指示終點，用0.05 moL/L HCl滴定剩余的堿，并記使用的HCl體積為VS。天然淀粉作為空白對照，所用HCl體積為VB。丙酰基含量和取代度的計算公式如下。

式中：Pc和DS分別為丙?；亢腿〈?；m為樣品質量，g；36.5、57和162分別為鹽酸、丙酰基和葡萄糖的相對分子質量。

1.3.3 淀粉的形態(tài)觀察

淀粉顆粒的表面形貌通過掃描電鏡觀察。干燥的天然淀粉和丙?；矸塾脤щ娔z帶固定在圓形鋁板上，并涂上一層薄薄的金箔，以避免成像過程中靜電積聚。將鍍金后的樣品放在顯微觀察室中，對其觀察并拍照。

1.3.4 紅外光譜分析

將干燥的天然淀粉和丙?；矸鄯謩e與KBr按1∶150（質量比）混合并壓片1 min。在波長范圍為4 000 cm-1～400 cm-1、分辨率為 4 cm-1條件下進行 32 次掃描，采集所得光譜即樣品的光譜圖。

1.3.5 X射線衍射分析

天然淀粉和丙?；矸鄣腦射線衍射譜圖可通過X射線衍射儀分析獲得。掃描范圍為5°～45°、掃描速度為 2°/min。

1.3.6 核磁共振氫譜分析

稱取天然淀粉和丙?；矸鄹?0 mg于1.5 mL離心管中并加入0.5 mL二甲基亞砜，在85℃下水浴10 min使其充分溶解。然后將溶液全部轉移到核磁管中，在25℃下進行32次掃描。

1.3.7 消化特性測定

稱取天然淀粉和丙?；矸鄹?00 mg與300 μL唾液淀粉酶（60 μL α-淀粉酶溶解于 5 mL CH3COOHCH3COONa緩沖溶液，pH5.0）混合，在 37℃、100 r/min條件下攪拌反應5 min，模擬口腔消化；然后加入15 mL胃蛋白酶（胃蛋白酶溶解于0.02 moL/L HCl，濃度為1 mg/mL）持續(xù)反應30 min，模擬胃液消化；之后再加入15 mL 0.02 moL/L NaOH、25 mL CH3COOH-CH3COONa緩沖溶液和10mL復合酶（由2 400 μL中溫α-淀粉酶、400 μL 葡萄糖淀粉酶組成，CH3COOH-CH3COONa緩沖溶液定容至200 mL）繼續(xù)反應。在0、20、120min分別取1 mL水解液，煮沸10 min使酶滅活。在10 000 r/min、4℃條件下離心10 min，用葡萄糖試劑盒測定上清液中的葡萄糖含量，計算RDS、SDS和RS含量公式如下。

式中：FG為游離葡萄糖含量，mg；G20和G120分別為水解20 min和120 min后的葡萄糖含量，mg；TS為樣品的總淀粉含量，mg；0.9為淀粉與葡萄糖的轉化率。

1.3.8 熱穩(wěn)定性分析

天然淀粉和丙?；矸鄣臒岱€(wěn)定性通過熱重分析儀測定。稱取5 mg樣品放置在已去皮的鋁盤上，在25℃～600℃、加熱速度20℃/min、氮氣加熱速度30 mL/min程序下進行測定。

1.3.9 疏水性分析

天然淀粉和丙?；矸墼?0 MPa壓力作用下形成直徑約1.5 cm的圓形壓片，通過動態(tài)接觸角測試儀測量接觸角。在壓片表面注入3 μL蒸餾水，形成的液滴不再擴散即可通過計算機軟件確定接觸角。

1.4 數據分析

所有試驗均進行3次，結果表示為平均值±標準差。使用Origin 9.0和SPSS 18.0進行數據分析。

2 結果與分析

2.1 丙?；矸鄣谋：亢腿〈?/h3>

丙?；矸鄣谋；亢腿〈纫姳?。

表1 丙?；矸鄣谋；亢腿〈萒able 1 The propionyl contents and degree of substitution of propionylated starch

如表1所示，丙?；亢腿〈入S著溫度的升高而增大，丙?；繌?2.36%增加到48.88%，取代度從0.81增加到2.67。這是由于高溫加速了淀粉分子與丙酸酐的擴散速度，促使葡萄糖單元羥基不斷與丙酸酐結合，導致取代度增大[13]。在丙?；^程中，淀粉葡萄糖單元上的3個游離羥基被取代，因此理論上取代度最大值為3[5]。由于3種游離羥基的反應活性不同，與C2和C3上羥基相比，C6上的羥基更活潑，更容易丙酰化[14]；丙酰化反應是不均一的，導致某些葡萄糖單元不能完全接觸到丙酸酐[15]，因此取代度小于3。

2.2 淀粉顆粒形態(tài)觀察分析

天然淀粉及丙?；矸鄣碾婄R圖見圖1。

圖1 天然淀粉及丙?；矸鄣碾婄RFig.1 Scanning electron microscope of native and propionylated starches

由圖1可知，天然淀粉的表面光滑飽滿，顆粒尺寸大小不一，大顆粒主要呈現為圓球形，一些小顆粒相互簇擁主要表現為不規(guī)則的多邊體。經過丙?；幚?，淀粉顆粒形態(tài)被破壞，并且隨著取代度的增加，其被破壞程度加劇。PTS-1表面開始變得粗糙，這是由于丙?；吭黾覽11]，進一步反應使得淀粉顆粒出現凹坑、聚集、破碎現象，PTS-3的淀粉顆粒完全被破壞。研究表明，分子間氫鍵相互作用的減少和加熱作用破壞了樣品的結晶度，導致淀粉顆粒形態(tài)發(fā)生改變[8]。

2.3 淀粉顆粒結構分析

2.3.1 紅外光譜分析

天然淀粉及丙酰化淀粉的紅外光譜圖見圖2。

圖2 天然淀粉及丙酰化淀粉的紅外光譜Fig.2 Fourier Infrared spectroscopy of native and propionylated starch

由圖2可知，天然淀粉表現出典型的多糖結構，即在3 416、2 932 cm-1和1 647 cm-1處存在吸收峰，分別代表淀粉分子的O-H拉伸振動、C-H不對稱拉伸振動和水分子中O-H彎曲振動吸附[5]。與天然淀粉相比，丙酰化淀粉在2 984、1 740 cm-1出現新的吸收峰，分別歸因于丙?；膩喖谆–-H）拉伸和酯羰基（C=O）的延伸，證明發(fā)生了丙?；磻?。此外，從圖2可以觀察到隨著取代度的增大，丙?；卣鞣宓膹姸纫苍谠龃?，而在3 416 cm-1處的羥基峰值強度下降，這表明淀粉分子中的羥基逐漸被取代，使得分子間或內氫鍵減弱[16]。

2.3.2 晶體結構分析

天然淀粉及丙?；矸鄣腦射線衍射圖見圖3。

圖3 天然淀粉及丙酰化淀粉的X射線衍射Fig.3 X-ray diffraction patterns of native and propionylated starches

淀粉顆粒具有獨特的半結晶體系，由非結晶區(qū)和結晶區(qū)交替組成[17]。根據X射線衍射圖中不同衍射峰的強度和位置，淀粉的結晶類型可分為A型、B型、C型和V型[1]。天然淀粉表現為典型的A型晶體結構，衍射峰在 15.23°、17.08°、17.96°和 23.17°左右，其中 17.08°和17.96°為未接受的雙峰[8]；與天然淀粉相比，丙?；苌浞宓南鄬姸入S著取代度的增加而逐漸減小，相對結晶度也逐漸減小。當取代度增加到2.67時，其X射線圖在20°附近顯示典型的寬峰，說明丙?；茐牧颂烊坏矸鄣挠行蚪Y晶結構[15]，這是因為丙酰基的引入會限制淀粉分子的活性，破壞天然淀粉分子鏈的規(guī)律性，從而削弱了分子間的氫鍵作用，導致晶體結構被破壞[11]，而在低 2θ 范圍（6°～8°）內出現新的衍射峰則表明取代度為2.67的丙?；矸塾行碌木w結構產生，這與Xu等[18]的研究結果一致。Filippo等[5]的研究也提到?；磻劝l(fā)生在非結晶區(qū)域，然后繼續(xù)發(fā)生在結晶度較高的區(qū)域。

2.3.3 核磁共振氫譜分析

天然淀粉及丙?；矸鄣暮舜殴舱駳渥V圖見圖4。

圖4 天然淀粉及丙?；矸鄣暮舜殴舱駳渥VFig.4 Nuclear magnetic resonance hydrogen spectrum of native and propionylated starches

2.5 ppm和3.3 ppm處對應的化學信號分別是溶劑DMSO-d6和水分子的質子吸收峰[9]。由圖4可知，位于5.50、5.40、4.58 ppm的化學信號分別代表淀粉中無水葡萄糖單位上C3、C2和C6的羥基質子峰，5.10 ppm、3.3 ppm～3.8 ppm 處的化學信號是 C1、C2～C6的質子峰。而在丙?；矸酃庾V中，取代度為0.81時，在3.29 ppm～3.65 ppm范圍內的信號顯示，由于只有部分羥基參與了修飾，仍能觀察到葡萄糖無水單元的峰特征，在5.44 ppm、4.58 ppm時，羥基的質子比與天然淀粉相似；DS為1.53和2.67時，無水葡萄糖單元中羥基的信號消失，質子的化學環(huán)境與天然淀粉完全不同且丙?；矸墼?.2 ppm和1.0 ppm處出現了新的質子吸收峰，分別是新引入的亞甲基和甲基，證明丙?；浅晒Φ腫18]，并且隨著取代度的增加，甲基峰和亞甲基峰的強度增加。

2.4 消化特性分析

天然淀粉及丙?；矸鄣南匦砸姳?。

表2 天然淀粉及丙?；矸鄣南匦訲able 2 Digestion characteristics of native and propionylated starches

由表2可知，天然淀粉的RDS、SDS、RS含量分別為70.37%、16.38%、13.25%。隨著取代度的增加，丙?；矸鄣腞DS含量逐漸降低，RS含量逐漸增加，與天然淀粉相比，其RS含量分別提高了4.07%（PTS-1）、19.18%（PTS-2）、69.06%（PTS-3），表明高取代度的丙?；矸蹖γ傅目剐愿鼜?，這可能是因為丙?；囊雽е驴臻g位阻增加，延遲了酶與淀粉分子的接觸[19]。

2.5 熱穩(wěn)定性分析

天然淀粉及丙酰化淀粉的熱重分析圖見圖5。

圖5 天然淀粉及丙?；矸鄣臒嶂胤治鯢ig.5 Thermogravimetric analysis of native and propionylated starches

熱重分析常用來評價淀粉的熱穩(wěn)定性[20]。由圖5可知，第一個階段（30℃～125℃），天然淀粉（8.58%）和丙?；矸郏≒TS-1：8.97%，PTS-2：3.71%，PTS-3：3.73%）的失重主要是由于水分蒸發(fā)[20]。對于天然淀粉，330℃～360℃觀察到第二次失重，并將其歸因于淀粉熱分解[21]。而丙?；矸墼诘诙A段出現了兩個峰，分別是由羥基未被取代的天然淀粉分子（210℃～380℃）和丙酰化淀粉分子（390℃～430℃）的熱分解形成，并且隨著取代度的增加，第一個峰的強度減小，第二個峰強度增加。丙酰化淀粉比天然淀粉熱穩(wěn)定性更強，這主要是因為丙?；笫Ｓ嗟牧u基數量更少[22]。

2.6 疏水性分析

天然淀粉及丙?；矸鄣慕佑|角測量圖見圖6。

圖6 天然淀粉及丙?；矸鄣慕佑|角Fig.6 Contact angle of native and propionylated starches

接觸角是測量液體在材料表面潤濕性的重要參數[23]。由圖6可知，當水滴加到天然淀粉壓片表面時，立馬吸水膨脹裂解，測得接觸角為5.33°，說明天然淀粉親水性很強。當取代度為0.83、1.54和2.73時，丙酰化淀粉的接觸角分別為 75.97°、81.67°和 65.53°，結合紅外光譜結果分析，表明在丙?；磻校杷怎ヴ驶ㄟ^取代部分親水性羥基而連接在淀粉分子上，從而導致接觸角增加。此外，隨著取代度的增加，接觸角呈先升高后降低的趨勢。這是因為當取代度為0.81和1.53時，丙?；土u基會形成分子內氫鍵，此時甲基和亞甲基在疏水界面的生成中起重要作用。而當取代度為2.67時，羰基化合物會和水分子形成分子間氫鍵，導致疏水性減小，因此這個樣品的接觸角小于取代度較低的樣品[18]。

3 結論

本文以木薯淀粉為原料，丙酸酐為酯化劑，對甲基苯磺酸為催化劑，反應溫度為變量制備了取代度分別為0.81、1.53、2.67的丙?；臼淼矸?，同時對這些淀粉進行了結構表征。結果顯示，經過丙?；磻現TIR中1 746 cm-1處出現的酯羰基及1HNMR中1.0 ppm和2.2 ppm處出現的甲基和亞甲基吸收峰，證實了淀粉分子上成功引入丙?；?，且隨著取代度的增大，丙?；奶卣鞣鍙姸仍鰪姟Ａ硗?，位于3 416 cm-1處的葡萄糖單元上的羥基峰減弱，表明了羥基被丙?；〈?，分子間或內氫鍵相互作用減弱，從而導致淀粉熱穩(wěn)定性和疏水性的提高。XRD的結果顯示，木薯淀粉的結晶類型為A型，經過丙?；磻S著取代度的增大，結晶度逐漸減小，A型晶體結構也逐漸被破壞。從SEM中也觀察到隨著DS的增大，淀粉顆粒表面變得粗糙并出現破碎現象。此外，淀粉經丙?；幚砗?，抗消化特性顯著增強。以上結果說明此方案設計合理，可以準確評價丙酰化淀粉的有效性，不僅為將來開發(fā)新型變性淀粉提供了理論依據，也為淀粉的應用提供了充分的參數和新途徑。