石麗君，曾凡星，朱一力，李 娜，劉佰林，薛志敏，劉曉東

有氧運(yùn)動(dòng)誘導(dǎo)大鼠胸主動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞大電導(dǎo)鈣激活鉀通道活性增加

石麗君1，曾凡星1，朱一力2，李 娜1，劉佰林1，薛志敏1，劉曉東1

目的：研究不同頻次的規(guī)律性有氧運(yùn)動(dòng)對(duì)大鼠胸主動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞大電導(dǎo)鈣激活鉀通道（BKCa）活性的影響。方法：2月齡雄性Wistar大鼠24只，隨機(jī)分為安靜對(duì)照組（SED）、低頻有氧運(yùn)動(dòng)組（3次／周，EX1）和高頻有氧運(yùn)動(dòng)組（5次／周，EX2）。12周后取胸主動(dòng)脈，急性分離動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞。應(yīng)用膜片鉗內(nèi)面向外模式觀察運(yùn)動(dòng)對(duì)其BKCa門控特性的影響。結(jié)果：在浴液游離鈣離子濃度為1μM時(shí)，與SED相比，EX對(duì)BKCa單通道電導(dǎo)無顯著影響，但可使其開放概率（Po）顯著增加，同時(shí)通道平均開放時(shí)間（To）延長，平均關(guān)閉時(shí)間（Tc）縮短，且EX2的效應(yīng)均比EX1顯著。結(jié)論：長期規(guī)律有氧運(yùn)動(dòng)可以誘導(dǎo)大鼠胸主動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞BKCa通道活性增加，且在運(yùn)動(dòng)強(qiáng)度和持續(xù)時(shí)間一致的情況下，表現(xiàn)出頻次依賴特性。

有氧運(yùn)動(dòng)；大電導(dǎo)鈣激活鉀通道；膜片鉗；鼠；動(dòng)物實(shí)驗(yàn)

研究發(fā)現(xiàn)，有氧運(yùn)動(dòng)可以使血管自身發(fā)生適應(yīng)性變化，其功能表現(xiàn)為血管的舒張效應(yīng)增強(qiáng)，而對(duì)縮血管活性物質(zhì)的反應(yīng)性減弱［18］。除血管內(nèi)皮的功能增強(qiáng)外，血管平滑肌細(xì)胞（vascular smooth muscle cell，VSMC）的鉀通道亦起著重要作用［17］。

大電導(dǎo)鈣激活鉀通道（BKCa）是VSMC上分布最為廣泛的鉀通道，其開放可以促使鉀離子外流，細(xì)胞膜超極化，從而抑制電壓門控Ca2＋通道，降低細(xì)胞內(nèi)鈣濃度，最終誘導(dǎo)VSMC舒張［5］。有文獻(xiàn)報(bào)道，運(yùn)動(dòng)訓(xùn)練可以增強(qiáng)VSMC膜上的宏觀BKCa電流［1，22］。但是，BKCa單通道的門控特性有何變化，特別是當(dāng)運(yùn)動(dòng)的強(qiáng)度和持續(xù)時(shí)間一致的情況下，每周運(yùn)動(dòng)的頻次是否會(huì)對(duì)BKCa單通道產(chǎn)生影響，目前尚未見文獻(xiàn)報(bào)道。

本研究選用大鼠胸主動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞為研究對(duì)象，采用膜片鉗內(nèi)面向外模式記錄BKCa單通道電流，探討不同頻次的有氧運(yùn)動(dòng)對(duì)BKCa活性的影響，旨在為闡明運(yùn)動(dòng)改善血管功能的細(xì)胞學(xué)機(jī)制提供實(shí)驗(yàn)依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 實(shí)驗(yàn)動(dòng)物

選用2月齡雄性Wistar大鼠24只（購自北京維通利華公司），體重180～200g，隨機(jī)分為安靜對(duì)照組（SED）、低頻有氧運(yùn)動(dòng)組（3次／周，EX1）和高頻有氧運(yùn)動(dòng)組（5次／周，EX2），各組n＝8。大鼠分籠飼養(yǎng)，每籠4只，飼養(yǎng)籠選用塑料制品并配不銹鋼罩、塑料吸水瓶和不銹鋼吸水管，按國家標(biāo)準(zhǔn)固定混合飼料喂養(yǎng)，各組大鼠每天自由進(jìn)食飲水。室溫22℃～24℃，濕度為40%～60%，自然光照。

1.2 訓(xùn)練方案

運(yùn)動(dòng)組大鼠先進(jìn)行1周適應(yīng)性跑臺(tái)訓(xùn)練，之后進(jìn)行12周跑臺(tái)運(yùn)動(dòng)，坡度0°，20m／min，50%～55%˙VO2max，60 min／d［8］。依照組別分別給予不同頻次的運(yùn)動(dòng)，即EX1每周3次（周一、三、五）和EX2每周5次（連續(xù)從周一至周五）。安靜對(duì)照組不運(yùn)動(dòng)。為避免急性運(yùn)動(dòng)對(duì)測試指標(biāo)的影響，運(yùn)動(dòng)組（EX1和EX2）及安靜對(duì)照組（SED）均于13周結(jié)束后的24～48h內(nèi)取材。

1.3 胸主動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞的分離

大鼠腹腔注射烏拉坦（1.25g／kg），麻醉后迅速取出胸主動(dòng)脈，置入無鈣冰生理鹽水（PSSⅠ）中，剝離其外周包被的脂肪組織，并將主動(dòng)脈剪成約0.5～1mm的動(dòng)脈環(huán)。將組織轉(zhuǎn)移入消化液Ⅰ，內(nèi)含木瓜蛋白酶（papain，0.3mg／ml）、DDT（dithiothreitol，1mg／ml）和牛血清白蛋白（BSA，1 mg／ml），37℃溫育25min；之后去除消化液Ⅰ，加入消化液Ⅱ，含膠原酶Type F（1.5mg／ml）、Type I－S（1mg／ml）和BSA（1mg／ml），消化10min。消化完畢后，組織用PSSⅡ洗3～4遍，鈍頭吸管輕輕吹打，制備細(xì)胞懸液，4℃保存?zhèn)溆?。PSSⅠ成分（mM）：137NaCl，5.6KCl，1MgCl2，10 Hepes，10glucose，0.03硝普鈉（NaOH調(diào)節(jié)pH至7.4）。PSSⅡ成分（mM）：137NaCl，5.6KCl，1MgCl2，10Hepes，10glucose，0.42Na2HPO4，0.44NaH2PO4（通99.9%O2 40min，NaOH調(diào)節(jié)pH至7.3～7.4）。

1.4 BKCa通道電流的記錄

實(shí)驗(yàn)在室溫（20℃～25℃）下進(jìn)行，將分離出的胸主動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞置于倒置生物顯微鏡（IX71－F22PH，Olympus，Japan）臺(tái)的浴槽中。記錄電極選用薄壁硼硅玻璃電極毛細(xì)管（B15014F，ID：1.05mm，OD：1.50mm；VitalSense Scientific Instruments，Wuhan）于電極拉制儀（PC10，Narishige，Tokyo）上兩步拉制，并用拋光儀（MF－830，Narishige， Tokyo）進(jìn)行拋光，電極電阻10～15MΩ。電極內(nèi)液成分（mM）：100KCl，45K－Asp，1EGTA，10HEPES和5glucose，充灌前用0.2μm濾膜進(jìn)行濾過。浴液成分（mM）：45KCl，100K－Asp，1EGTA，10HEPES，5glucose，均用KOH調(diào)節(jié)pH至7.4。溶液中的游離Ca2＋濃度（［Ca2＋］free）通過加入適量CaCl2和EGTA控制，所有CaCl2和EGTA的量利用WinMAXC軟件（WinMAXC，Chris Patton，Stanford University）計(jì)算得到［2］。實(shí)驗(yàn)采用膜片鉗內(nèi)面向外模式進(jìn)行單通道記錄，細(xì)胞內(nèi)外液采用對(duì)稱性高K＋（145mM）方式。將灌有電極液的微管電極置于電極夾持器上，給予電極內(nèi)一定正壓，用微操縱器控制微管電極浸入浴液。對(duì)電極持續(xù)施加一個(gè)1mV、40ms的階躍脈沖，檢測電極尖端阻抗并觀察封接形成過程。當(dāng)電極尖端貼附在細(xì)胞表面時(shí)，稍加負(fù)壓（10～20cm H2O）即可見應(yīng)答電流下降直至為零，表明高阻封接形成（阻抗高達(dá)10GΩ以上），即已經(jīng)形成細(xì)胞貼附式膜片。封接形成后，提起微管電極，在空氣中暴露數(shù)秒，再放入浴槽中，即形成內(nèi)面向外式膜片。電流信號(hào)經(jīng)膜片鉗放大器［Multiclamp 700B，Axon（MDC）］放大，1kHz低通濾波，經(jīng)模數(shù)／數(shù)模轉(zhuǎn)換器［Digidata－1440A，Axon（MDC）］，由pClamp 10記錄儲(chǔ)存于計(jì)算機(jī)。采樣為Gap free方式，采樣頻率為2～5kHz，8－極Bessel濾波1～3kHz。

1.5 數(shù)據(jù)分析和處理

數(shù)據(jù)采用軟件進(jìn)行分析處理，經(jīng)Clampfit 10.2分析程序自動(dòng)測量通道開放概率（Po）、平均開放時(shí)間（To）和平均關(guān)閉時(shí)間（Tc），并以通道開放概率對(duì)記錄時(shí)間做開放概率直方圖。用統(tǒng)計(jì)處理程序?qū)﹂_放概率直方圖、開放時(shí)間、關(guān)閉時(shí)間直方圖以及各種曲線擬合等做統(tǒng)計(jì)處理。

數(shù)據(jù)以均數(shù)±標(biāo)準(zhǔn)差表示，統(tǒng)計(jì)學(xué)分析采用SPSS 13.0統(tǒng)計(jì)分析軟件進(jìn)行單因素方差分析，差異顯著性為P＜0.05，非常顯著性為P＜0.01。

1.6 藥品和試劑

無特殊說明，藥品均來自Sigma公司。木瓜蛋白酶購自Worthington Biochemical Corporation。

2 結(jié)果

2.1 急性酶分離大鼠胸主動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞形態(tài)

采用兩步酶消化法，在安靜對(duì)照組（SED）、低頻運(yùn)動(dòng)組（EX1）和高頻運(yùn)動(dòng)組（EX2）均可以獲得單個(gè)散在，形態(tài)完整的平滑肌細(xì)胞。細(xì)胞呈梭形，表面光滑，立體感強(qiáng)，邊界清晰而亮，反映細(xì)胞活性狀態(tài)好（圖1）。

2.2 大鼠胸主動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞BKCa單通道基本特性

急性分離的大鼠胸主動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞膜上的單通道電活動(dòng)表現(xiàn)出明顯的電壓依賴性。隨著膜電位去極化程度的增大，通道NPo和通道電流幅度明顯增高，通道平均開放時(shí)間增加，而通道關(guān)閉時(shí)間顯著縮短。以安靜對(duì)照組為例，在對(duì)稱性高鉀（145mM）溶液中，浴液游離鈣濃度（［Ca2＋］free）為1μM時(shí)，內(nèi)面向外膜片下記錄的典型單通道電流如圖2A所示。對(duì)8個(gè)膜片的通道電流進(jìn)行統(tǒng)計(jì)，繪制I－V曲線，獲取電導(dǎo)值（G）為248.6±4.2pS，反轉(zhuǎn)電位接近0mV（圖2B）。

在內(nèi)面向外記錄模式下，［Ca2＋］free為0.3mM下，選用BKCa通道特異性阻斷劑iberiotoxin（IbTX）對(duì)通道進(jìn)行藥理學(xué)鑒定［19］。首先，將電極尖端浸入電極內(nèi)液，使電極尖端充灌少量正常高K＋（145mM）電極內(nèi)液。再從電極尾端加入含有10－7M的IbTX，用手指輕彈電極，排出氣泡，并于1.5min內(nèi)完成整個(gè)封接過程。膜電位于＋40mV下，記錄10min，觀察通道開放情況，如圖3所示，剛形成內(nèi)面向外記錄模式2min時(shí)通道開放概率很高，隨著電極后端IbTX的逐漸彌散，8min后通道開放基本被IbTX阻斷。

圖1 急性兩步酶消化法分離的大鼠胸主動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞影像圖Figure 1. Rat Thoracic Aorta Smooth Muscle Cells Separated by Two－step Enzymatic Digestion

圖2 大鼠胸主動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞BKCa通道電壓依賴性和電導(dǎo)特性圖Figure 2. Voltage－dependency and Conductance of BKCaChannels in VSMCs from Rat Thoracic Aorta

圖3 IbTX對(duì)BKCa通道的阻斷作用圖Figure 3. The Blockade of IbTX on the BKCaChannels

2.3 有氧運(yùn)動(dòng)對(duì)大鼠胸主動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞BKCa通道門控特性的影響

有氧運(yùn)動(dòng)12周后，無論低頻運(yùn)動(dòng)組EX1，還是高頻運(yùn)動(dòng)組EX2，與安靜對(duì)照組SED比較，BKCa單通道電導(dǎo)均未發(fā)生顯著性改變（P＞0.05）。但是，NPo明顯增加，EX2（0.53±0.06）＞EX1（0.38±0.04）＞SED（0.20±0.03）（表1、圖4）。通道的To和Tc在安靜組分別為5.59± 1.02ms和27.33±5.54ms。有氧運(yùn)動(dòng)則使To顯著延長（EX1：9.76±1.23；EX2：12.73±1.05），Tc顯著縮短（EX1：15.56±4.52；EX2：8.88±2.32），此效應(yīng)在高頻運(yùn)動(dòng)組更加顯著（EX2vs.EX1，P＜0.05）。

3 討論

在血流動(dòng)力學(xué)和體液因素等影響下，血管形態(tài)結(jié)構(gòu)和功能將發(fā)生適應(yīng)性改變，即血管重建（vascular remodeling）。多種心血管疾病的發(fā)展過程中都伴有血管細(xì)胞的增殖、肥大、遷移和凋亡，均可導(dǎo)致血管腔變窄、阻力增加引起血壓升高和動(dòng)脈粥樣硬化，如在高血壓的發(fā)展過程中，動(dòng)脈重建就構(gòu)成了高血壓并發(fā)癥及周圍循環(huán)紊亂的重要病理學(xué)基礎(chǔ)。運(yùn)動(dòng)作為一種特殊的刺激，可導(dǎo)致血流加速、管壁的切應(yīng)力增加，機(jī)體氧自由基生成增多等，這些變化必然對(duì)血管的生物學(xué)特性產(chǎn)生一定影響。而由運(yùn)動(dòng)訓(xùn)練引起的VSMC和內(nèi)皮細(xì)胞表型、形態(tài)結(jié)構(gòu)與功能的改變，也可以視為一種良性血管重建，從而降低心血管事件［12，16］。以往有關(guān)動(dòng)脈重建的研究中，人們較多地關(guān)注小動(dòng)脈及微動(dòng)脈等阻力動(dòng)脈，大動(dòng)脈則被認(rèn)為是一種低阻力系統(tǒng)，在血壓的調(diào)節(jié)中不被重視。然而，在高血壓等血管疾病的病理生理學(xué)中，大動(dòng)脈亦起著非常重要的作用。高血壓病人，主動(dòng)脈長期受高血壓及高應(yīng)力的影響，順應(yīng)性下降，是造成心肌肥厚和心功能不全的重要因素［3］。因此，本研究以正常青年大鼠的主動(dòng)脈為研究對(duì)象，觀察有氧運(yùn)動(dòng)對(duì)大動(dòng)脈平滑肌細(xì) 胞的舒血管重要離子通道BKCa功能活性的影響。

表1 本研究有氧運(yùn)動(dòng)對(duì)大鼠胸主動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞BKCa通道門控特性的影響一覽表Table 1 Aerobic Exercise Modifying BKCaChannel Gating Properties in VSMCs from Rat Thoracic Aorta

圖4 有氧運(yùn)動(dòng)對(duì)大鼠胸主動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞BKCa通道開放概率的影響圖Figure 4. Effect of Aerobic Exercise on the Open Probability of BKCaChannels in VSMCs from Rat Thoracic Aorta

有氧運(yùn)動(dòng)是高血壓等疾病的非藥物干預(yù)手段，目前已經(jīng)受到越來越多的關(guān)注。大量研究表明，有氧運(yùn)動(dòng)可以改善血管功能，使血管的舒張功能增強(qiáng)，從而有效地降低心血管疾病的罹患率［13，14，21］。血管的舒張功能有內(nèi)皮依賴性和非內(nèi)皮依賴性兩種方式。有氧運(yùn)動(dòng)則可以使血流加快，通過增強(qiáng)血管剪切力刺激內(nèi)皮細(xì)胞的一氧化氮合酶（NOS）表達(dá)，刺激內(nèi)皮細(xì)胞NO生成增多［10］，從而使血管舒張功能增強(qiáng)［20］。除此之外，VSMC本身的內(nèi)在特性改變，尤其是其細(xì)胞膜上的離子通道功能改變也非常重要。

離子通道是細(xì)胞膜上一類特殊的親水性蛋白質(zhì)微孔道，是神經(jīng)、肌肉細(xì)胞電活動(dòng)的物質(zhì)基礎(chǔ)，參與細(xì)胞興奮性的調(diào)節(jié)，控制著細(xì)胞的基本生命活動(dòng)，對(duì)維持機(jī)體的正常生理功能至關(guān)重要。迄今為止，在VSMC上已發(fā)現(xiàn)4種不同類型的鉀通道，即鈣激活性鉀通道（KCa）、電壓依賴性鉀通道（Kv）、ATP敏感K＋通道（KATP）和內(nèi)向整流性鉀通道（KIR），其中，大電導(dǎo)鈣激活鉀通道（BKCa）在VSMC上表達(dá)密度最高，生理作用為通過控制細(xì)胞膜電位，負(fù)反饋調(diào)節(jié)膜的去極化水平，降低縮血管物質(zhì)的縮血管作用，在平滑肌細(xì)胞膜電位的維持和肌源性張力的調(diào)節(jié)中起著重要的作用。BKCa通道的激活，動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞內(nèi)鉀離子外流，引起細(xì)胞膜超極化，抑制電壓依賴性鈣通道，減少鈣離子內(nèi)流，降低細(xì)胞內(nèi)鈣濃度，導(dǎo)致平滑肌舒張［15］。由于大電導(dǎo)特性以及在VSMC上分布的廣泛性，BKCa通道開放概率的微小變化就會(huì)顯著影響細(xì)胞膜電位，從而使血管張力發(fā)生改變［5］。

有研究表明，不同頻次的運(yùn)動(dòng)訓(xùn)練對(duì)胸主動(dòng)脈內(nèi)皮依賴的血管舒張有不同的影響［11］。但是，對(duì)于非內(nèi)皮依賴性的血管舒張機(jī)制，尤其對(duì)平滑肌細(xì)胞BKCa通道的內(nèi)在門控特性，運(yùn)動(dòng)有何影響，與頻次之間有何關(guān)系，鮮見文獻(xiàn)報(bào)道。以往研究發(fā)現(xiàn)，運(yùn)動(dòng)可以使豬冠狀動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞BKCa通道的宏觀電流增加［1，22］，其機(jī)制可能為運(yùn)動(dòng)增加了平滑肌細(xì)胞膜上的BKCa通道蛋白表達(dá)［7］，或者是運(yùn)動(dòng)使BKCa通道的單通道門控特性發(fā)生改變。本文采用電生理方法對(duì)大動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞BKCa單通道特性進(jìn)行了研究。血管平滑肌細(xì)胞的急性分離比較困難。經(jīng)過摸索和反復(fù)實(shí)踐，本研究室建立了較為穩(wěn)定的分離方法，即采用兩步酶消化法，目前可以獲得較為滿意的電生理學(xué)細(xì)胞標(biāo)本。平滑肌細(xì)胞單個(gè)散在、飽滿、立體感強(qiáng)、形態(tài)完整，膜表面光滑。實(shí)驗(yàn)發(fā)現(xiàn)，有氧運(yùn)動(dòng)12周后，無論低頻組還是高頻組，與安靜對(duì)照組比，細(xì)胞的形態(tài)大小無顯著差異。采用內(nèi)面向外的膜片鉗記錄方式，在細(xì)胞內(nèi)外對(duì)稱高鉀溶液，浴液［Ca2＋］free為1μM時(shí)，通道電流隨膜電位變化而變化，呈明顯的電壓依賴特性，翻轉(zhuǎn)電位約為0mV。I－V曲線線性擬和后的斜率即為電導(dǎo)值，約250pS，均符合BKCa通道的電生理學(xué)特性。研究發(fā)現(xiàn)，無論低頻運(yùn)動(dòng)組還是高頻運(yùn)動(dòng)組，通道電導(dǎo)與安靜對(duì)照組比均無顯著性差異。然而，通道的開放概率在有氧運(yùn)動(dòng)后顯著增加（SED：0.20± 0.03；EX1：0.38±0.04；EX2：0.53±0.06），同時(shí)，通道平均開放時(shí)間（To）延長，平均關(guān)閉時(shí)間（Tc）縮短，且高頻運(yùn)動(dòng)組的效應(yīng)均比低頻運(yùn)動(dòng)組顯著。另外，需要指明的是，由于運(yùn)動(dòng)訓(xùn)練和急性運(yùn)動(dòng)兩個(gè)因素均會(huì)影響指標(biāo)，為避免急性運(yùn)動(dòng)對(duì)測試指標(biāo)的影響，實(shí)驗(yàn)中運(yùn)動(dòng)組和安靜組均于13周結(jié)束后的24～48h內(nèi)取材。對(duì)于此中低強(qiáng)度的有氧運(yùn)動(dòng)，基本可以排除單一末次運(yùn)動(dòng)的效果，BKCa通道開放概率的差異屬于長期有氧運(yùn)動(dòng)訓(xùn)練的效果。

BKCa通道在許多生理和病理情況下會(huì)發(fā)生結(jié)構(gòu)和功能的改變［1］。BKCa通道的分子結(jié)構(gòu)由4個(gè)α亞單位和4個(gè)β亞單位構(gòu)成，其中，α亞單位形成通道的孔道區(qū)和活性調(diào)節(jié)區(qū)域，β亞單位修飾通道活性的調(diào)節(jié)特性［9］。其中，β1亞單位主要影響通道門控動(dòng)力學(xué)，電壓敏感性和鈣敏感性［4］，藥理學(xué)特性［6］等。本實(shí)驗(yàn)中并沒有檢測通道α和β1亞單位的蛋白表達(dá)水平，運(yùn)動(dòng)是否通過調(diào)節(jié)β1亞單位的表達(dá)來調(diào)控BKCa通道的門控特性，還需要進(jìn)一步研究。

近些年，以離子通道為作用位點(diǎn)的抗高血壓藥物靶標(biāo)以及抗高血壓基因治療靶標(biāo)的研究有了較大的進(jìn)展。訓(xùn)練對(duì)動(dòng)脈離子通道變化的影響，實(shí)際是運(yùn)動(dòng)導(dǎo)致的動(dòng)脈結(jié)構(gòu)和功能良性重建在細(xì)胞分子水平上的體現(xiàn)。本研究從細(xì)胞電生理角度，證實(shí)了長期規(guī)律有氧運(yùn)動(dòng)可以誘導(dǎo)大鼠胸主動(dòng)脈平滑肌細(xì)胞BKCa通道活性增加，且在運(yùn)動(dòng)強(qiáng)度和持續(xù)時(shí)間一致的情況下，表現(xiàn)出頻次依賴特性。這不僅為高血壓運(yùn)動(dòng)療法的作用機(jī)理提供了實(shí)驗(yàn)依據(jù)，也為合理運(yùn)動(dòng)方案的制定提供了數(shù)據(jù)支撐。

［1］ALBARWANI S，AL－SIYABI S，BAOMAR H，etal.Exercise training attenuates ageing－induced BKCachannel downregulation in rat coronary arteries［J］.Exp Physiol，2010，95：746－755.

［2］BERS D M，PATTON C W，NUCCITELLI R.A practical guide to the preparation of Ca2＋buffers［J］.Methods Cell Biol，1994，40：3－29.

［3］BOUTHIER J D，DELUCA N，SAFAR M E，etal.Cardiac hypertrophy and arterial distensibility in essential hypertension［J］.Am Heart J，1985，109：1345－1352.

［4］COX D H，ALDRICH R W.Role of theβ1subunit in large conductance Ca2＋－activated K＋channel gating energetics［J］.J Gen Physiol 2000，116：411－432.

［5］DAVIS M J，HILL M A.Signaling mechanisms underlying the vascular myogenic response［J］.Physiol Rev，1999，79：387－423.

［6］DICK G M，ROSSOW C F，SMIRNOV S，etal.Tamoxifen activates smooth muscle BK channels through the regulatoryβ1 subunit［J］.J Biol Chem，2001，276：34594－34599.

［7］DUNCKER D J，BACHE R J.Regulation of coronary blood flow during exercise［J］.Physiol Rev，2008，88：1009－1086.

［8］GAREKANI E T，MOHEBBI H，KRAEMER R R，etal.Exer－cise training intensity／volume affects plasma and tissue adiponectin concentrations in the male rat［J］.Peptides，2011，32：1008－1012.

［9］GHATTA S，NIMMAGADDA D，XU X，etal.Large－conductance，calcium－activated potassium channels：structural and functional implications［J］.Pharmacol Therapeutics，2006，110：103－116.

［10］GREEN D J，SPENCE A，HALLIWILL J R，etal.Exercise and vascular adaptation in asymptomatic humans［J］.Exp Physiol，2011，96：57－70.

［11］HEYLEN E，GUERRERO F，MANSOURATI J，etal.Effect of training frequency on endothelium－dependent vasorelaxation in rats［J］.Eur J Cardiovasc Prev Rehabil，2008，15：52－58.

［12］HIRSCH A T.Vascular disease，hypertension，and prevention：“from endothelium to clinical events”［J］.J Am Coll Cardiol，2003，42（2）：377－379.

［13］HORTA P P，DE CARVALHO J J，MANDARIM－DE－LACERDA C A.Exercise training attenuates blood pressure elevation and adverse remodeling in the aorta of spontaneously hypertensive rats［J］.Life Sci，2005，77：3336－3343.

［14］KOKKINOS P F，NARAYAN P，PAPADEMETRIOU V.Exercise as hypertension therapy［J］.Cardiol Clin，2001，19：507－516.

［15］KURIYAMA H，KITAMURA K，NABATA H.Pharmacological and physiological significance of ion channels and factors that modulate them in vascular tissues［J］.Pharmacol Rev，1995，47：387－573.

［16］MARQUES C M，NASCIMENTO F A，MANDARIM－DELACERDA C A，etal.Exercise training attenuates cardiovascular adverse remodeling in adult ovarictomized spontaneously hypertensive rats［J］.Menopause，2006，13（1）：87－95.

［17］MERKUS D，SOROP O，HOUWELING B，etal.KCa channels

contribute to exercise－induced coronary vasodilation in swine

［J］.Am J Physiol Heart Circ Physiol，2006，291：H2090－2097.［18］PARKER J L，OLTMAN C L，MULLER J M，etal.Effects of exercise training on regulation of tone in coronary arteries and arterioles［J］.Med Sci Sports Exe，1994，26：1252－1261.

［19］TANG Q Y，QI Z，NARUSE K，etal.Characterization of a functionally expressed stretch－activated BKCachannel cloned from chick ventricular myocytes［J］.J Membrane Biol，2003，196：185－200.

［20］TZEMOS N，LIM PO，MACDONALD T M.Exercise blood pressure and endothelial dysfunction in hypertension［J］.Int J Clin Pract，2009，63：202－206.

［21］WALLACE J P.Exercise in hypertension.A clinical review［J］.Sports Med，2003，33：585－98.

［22］YANG Y，JONES A W，THOMAS T R，etal.Influence of sex，high－fat diet，and exercise training on potassium currents of swine coronary smooth muscle［J］.Am J Physiol Heart Circ Physiol，2007，293：H1553－1563.

Aerobic Exercise Training Activating the Large－conductance Ca2＋－activated K＋Channels in Rat Thoracic Aorta Smooth Muscle Cells

SHI Li－jun1，ZENG Fan－xing1，ZHU Yi－li2，LI Na1，LIU Bai－lin1，XUE Zhi－min1，LIU Xiao－dong1

Objective：The purpose of this study was to investigate the effects of aerobic exercise training on the activity of large－conductance Ca2＋－activated K＋channels（BKCa）in thoracic aorta smooth muscle cells（SMCs）.Methods：Twenty－four 2－month－old male Wistar rats were assigned to 3groups randomly，sedentary group（SED），low－frequency exercise group（exercise 3d／w，EX1），and high－frequency exercise group（exercise 5d／w，EX2）.After 12weeks，the segment of thoracic aorta was carefully dissected free，and separated into smooth muscle cells by two steps digestion.Results：Inside－out patch clamp recording on aortic SMCs showed that exercise training did not affect the single channel conductance，but significantly increased the open probability（Po）of BKCachannels.Moreover，exercise training decreased the mean closed time（Tc）and increased the mean open time（To）of BKCachannels.This effect was more significant in EX2group than that in EX1group.Conclusion：These data suggest that regular aerobic exercise can activate the BKCachannels in the rat thoracic aorta SMCs，which is in a frequency－dependent manner when the intensity and duration of exercise is kept consistent.

aerobicexercise；BKCachannels；excisetraining；patchclamp；mice；animalexperiment

G804.2

A

1000－677X（2012）02－0064－05

2011－08－26；

2011－12－27

國家自然科學(xué)基金資助項(xiàng)目（31071033）；北京市優(yōu)秀人才培養(yǎng)資助（2010D009010000001）。

石麗君（1972－），女，河北內(nèi)丘人，副教授，博士，碩士研究生導(dǎo)師，研究方向?yàn)檫\(yùn)動(dòng)與心腦血管功能調(diào)控，Tel：（010）62989582，E－mail：l＿j＿shi72＠163.com。

1.北京體育大學(xué)運(yùn)動(dòng)生理教研室，北京100084；2.首都體育學(xué)院生理生化教研室，北京100088

1.Department of Exercise Physiology，Beijing Sport University，Beijing 100084，China；2.Capital Institute of Physical Education，Beijing 100088，China.