丁廣大，陳水森，石 磊，蔡紅梅，葉祥盛*

(1華中農(nóng)業(yè)大學(xué)資源與環(huán)境學(xué)院，武漢430070;2華中農(nóng)業(yè)大學(xué)作物遺傳改良國家重點實驗室，武漢430070)

磷是植物生長發(fā)育所必需的大量營養(yǎng)元素之一［1］。盡管土壤中總磷的含量可達(dá) 500～2000 mg/kg，但是其中能被植物吸收利用的有效磷的濃度往往很低［2］。主要原因是土壤中大量的磷都被其中的金屬氧化物(酸性土壤)或碳酸鹽化合物(堿性土壤)吸附固定，或者以有機(jī)磷的形態(tài)存在［3］，這部分磷對植物來說都無法直接吸收利用，屬于無效磷。因此，缺磷已經(jīng)成為農(nóng)業(yè)生產(chǎn)中重要的限制因子之一。

在低磷的環(huán)境中，植物的形態(tài)、生理、生化及分子等方面會產(chǎn)生一系列的適應(yīng)性變化［4－5］。研究表明，在低磷脅迫下，植物根系形態(tài)構(gòu)型會發(fā)生變化，例如側(cè)根及根毛的長度及數(shù)量增加，根的半徑減小，根冠比增加，根系變淺［6－7］。部分植物還可以形成排根、菌根等以幫助植物吸收更多的磷［8－9］。在缺磷條件下，植物還會將大量的分泌物包括有機(jī)酸、質(zhì)子、酸性磷酸酶等通過根系釋放到根際土壤中，提高土壤中磷的生物有效性，從而改善植物的磷營養(yǎng)［5，10］。同時，為了最大程度地利用磷源，在缺磷條件下，植物不但可以將體內(nèi)的磷通過磷酸酶、核酸酶等的作用從衰老的組織器官轉(zhuǎn)移到新生組織中［11－13］，還可以通過代謝調(diào)節(jié)來降低體內(nèi)磷的消耗［14－15］，從而提高磷的利用效率。大量的基因參與了植物這些適應(yīng)性變化方面的調(diào)控［16－17］。在過去的十年中，研究人員利用基因芯片技術(shù)發(fā)現(xiàn)了數(shù)以百計的在缺磷條件下表達(dá)水平發(fā)生變化的基因［18－26］。最近，O'Rourke 等利用RNA-seq 技術(shù)在白羽扇豆中發(fā)現(xiàn)有2218條差異表達(dá)的序列［27］。近年來，隨著研究的不斷深入，在植物耐低磷脅迫的遺傳調(diào)控機(jī)理方面取得了較大的進(jìn)展，大量參與該過程調(diào)控的基因相繼被克隆出來，其中包括磷轉(zhuǎn)運子、轉(zhuǎn)錄因子、SPX結(jié)構(gòu)域蛋白、非編碼RNA、參與蛋白質(zhì)修飾的基因如磷酸化與去磷酸化、SUMOylation途徑、蛋白質(zhì)轉(zhuǎn)移等［16－17］。本文就以上的最新進(jìn)展作一簡要綜述。

1 植物的磷轉(zhuǎn)運子基因

植物通過根系中的磷轉(zhuǎn)運子基因吸收土壤中的磷，并在磷轉(zhuǎn)運子基因的介導(dǎo)下在體內(nèi)進(jìn)行磷的運轉(zhuǎn)。根據(jù)其動力學(xué)參數(shù)Km值的大小，植物磷轉(zhuǎn)運子基因可以分為兩大類，一類是高親和力轉(zhuǎn)運子，其Km值范圍在3～7 μmol/L左右，另一類是低親和力轉(zhuǎn)運子，其Km值范圍大約在50～330 μmol/L。高親和力轉(zhuǎn)運子的表達(dá)水平受低磷脅迫的影響，而低親和力磷轉(zhuǎn)運子則屬于組成型表達(dá)［3］。Muchhal等以酵母中高親和磷轉(zhuǎn)運蛋白基因PHO84的EST(expressed sequence tag)序列作為探針，首次在擬南芥中成功分離到兩個磷轉(zhuǎn)運子基因AtPT1和AtPT2［28］，隨后研究人員在各種高等植物中相繼分離到許多不同的編碼磷轉(zhuǎn)運蛋白的基因［29－30］，這些基因主要歸屬于四個基因家族PHT1～PHT4，對各家族基因的亞細(xì)胞定位研究發(fā)現(xiàn)，PHT1家族基因主要位于質(zhì)膜上，PHT2家族基因位于葉綠體中，PHT3家族基因位于線粒體中，PHT4家族基因則主要位于高爾基體中，這表明不同的磷轉(zhuǎn)運子家族基因在植物的生長發(fā)育過程中具有不同的生物學(xué)功能［31］。

PHT1家族基因?qū)儆诟哂H和力磷轉(zhuǎn)運蛋白，主要負(fù)責(zé)植物根系磷的吸收和體內(nèi)磷的轉(zhuǎn)運，是目前研究最多的磷轉(zhuǎn)運蛋白家族［32－33］。擬南芥的PHT1家族有9 個成員［34］，水稻中有 13 個［35］，在其他的植物中如番茄、土豆、玉米、小麥、大麥、煙草、苜蓿等也發(fā)現(xiàn)了大量的PHT1家族同源基因［33］。對這些基因進(jìn)行序列分析發(fā)現(xiàn)，它們在結(jié)構(gòu)上非常保守，由12個疏水的跨膜結(jié)構(gòu)域組成［36］。PHT1家族基因主要通過Pi/H+共運輸?shù)姆绞睫D(zhuǎn)運磷，這一過程可能受到其它離子的調(diào)控如Ca2+［37］。無論是在單子葉植物還是雙子葉植物中，大部分的PHT1家族基因都在根系中大量表達(dá)［38－42］，同時在地上部組織中如葉片、花蕾也可以檢測到PHT1轉(zhuǎn)運蛋白，表明PHT1家族基因在功能上存在差異［43］。擬南芥AtPht1;5可在老葉中表達(dá)，將磷在源庫之間進(jìn)行轉(zhuǎn)移。AtPht1;5超表達(dá)植株角果中磷含量大量增加，植株早熟性衰老，而當(dāng)AtPht1;5基因喪失功能時，其它受缺磷誘導(dǎo)基因的表達(dá)增強(qiáng)，缺磷條件下植株地上部磷含量增加，而根系中的磷含量減少［43］。值得注意的是，PHT1家族基因除了轉(zhuǎn)運磷酸鹽，還能轉(zhuǎn)運磷酸鹽類似物，如，亞磷酸鹽［44］、砷酸鹽［45－46］。Remy等對擬南芥 Pht1;9 和 Pht1;8 磷轉(zhuǎn)運子的研究發(fā)現(xiàn)，在缺磷條件下，突變體苗期吸收的砷要明顯少于野生型，而超表達(dá)植株中的砷含量顯著高于野生型［47］。有趣的是，無論是砷酸鹽還是亞磷酸鹽，都能像磷酸鹽一樣，使PHT1家族基因的表達(dá)水平下降［44－46］。這些研究為了解高等植物復(fù)雜的磷吸收和轉(zhuǎn)運機(jī)理提供了大量的分子生物學(xué)證據(jù)。

超過80%的維管開花植物都能被叢枝菌根(Arbuscular mycorrhiza，AM)真菌所侵染，植物的根系能與真菌菌絲共生形成菌根，使植物可以吸收到更多的養(yǎng)分，從而提高植物在養(yǎng)分缺乏環(huán)境下的適應(yīng)能力。研究表明，叢枝菌根可以誘導(dǎo)植物根系中高親和磷轉(zhuǎn)運基因的表達(dá)［48］。目前在很多植物中均克隆到受菌根誘導(dǎo)表達(dá)的磷轉(zhuǎn)運子，例如馬鈴薯StPT3、StPT4 和 StPT5［49］，番茄 LePT3、LePT4 和LePT5［50－51］，水 稻 OsPT11 和 OsPT13［52］，苜 蓿MtPT4［53］，大 麥 Pht1;8，玉 米 ZmPT6［54］，白 楊PtPT8、PtPT10［55］，大豆 GmPT10 和 GmPT10［56］，矮牽牛花 PhPT4［57］以及在其它植物中的同源基因等［51，58－59］。這類磷轉(zhuǎn)運子均屬于 PHT1 基因家族，其表達(dá)水平隨著磷及菌根的存在與否而發(fā)生變化，有些磷轉(zhuǎn)運子的表達(dá)水平受菌根的誘導(dǎo)，如OsPT11、MtPT4等，而有些磷轉(zhuǎn)運子尤其是位于根系表皮中的磷轉(zhuǎn)運子其表達(dá)水平則受到菌根的抑制，如OsPht1;1、MtPht1;1等，這表明植物兩條磷吸收途徑(植物根系表皮途徑以及菌根途徑)之間存在著很好的平衡［60］。

研究表明，在受菌根誘導(dǎo)磷轉(zhuǎn)運子基因的啟動子區(qū)域，存在兩個重要的順式作用元件 MYCS(TTTCTTGTTCT)和 P1BS(GNATATNC)，調(diào)控這類磷轉(zhuǎn)運子的表達(dá)［61］。Chen等利用反向PCR技術(shù)分別從茄子和煙草中分離了Pht1;3、Pht1;4和Pht1;5等基因的啟動子序列，將這些啟動子序列融合GUS報告基因在煙草中表達(dá)，發(fā)現(xiàn)只有在菌根存在的情況下才能檢測到GUS的活性，表明這些啟動子區(qū)域具有重要的響應(yīng)菌根的順式作用元件。隨后，Chen等通過啟動子缺失分析發(fā)現(xiàn)其中均含有一段序列TTTCTTGTTCT是Pht1;3、Pht1;4和Pht1;5等基因的轉(zhuǎn)錄激活位點，命名為 MYCS(mycorrhiza transcription factor binding sequence)，在 不 含 有MYCS元件的情況下，報告基因GUS的活性受到嚴(yán)重抑制［61］。分析發(fā)現(xiàn)這些基因的啟動子區(qū)域還含有另外一個元件P1BS元件，該元件作用與MYCS相似。P1BS元件是MYB超家族轉(zhuǎn)錄因子PHR1的轉(zhuǎn)錄結(jié)合位點，在很多PSI基因的啟動子序列中出現(xiàn)，如miR399、IPS1等，是植物在低磷脅迫條件下的重要應(yīng)答元件［62－63］。

2 轉(zhuǎn)錄因子參與低磷脅迫轉(zhuǎn)錄調(diào)控

轉(zhuǎn)錄因子可以結(jié)合到特定的DNA序列上，通過改變RNA聚合酶與目標(biāo)啟動子序列結(jié)合的能力調(diào)節(jié)基因的表達(dá)。轉(zhuǎn)錄因子在植物響應(yīng)低磷脅迫過程中發(fā)揮著非常重要的作用。研究人員利用基因芯片研究擬南芥低磷脅迫條件下的轉(zhuǎn)錄譜變化時，發(fā)現(xiàn)大量的轉(zhuǎn)錄因子的表達(dá)水平發(fā)生變化［18－27］。截至目前，研究人員在高等植物磷信號途徑中分離了一些重要的轉(zhuǎn)錄因子，主要為MYB家族、bHLH家族以及WRKY家族成員。在磷正常的條件下，這些轉(zhuǎn)錄因子多數(shù)起負(fù)調(diào)控的作用，而在缺磷的條件下，這些基因可以使其他受缺磷誘導(dǎo)基因的表達(dá)增強(qiáng)［16－17］。

AtPHR1是第一個在維管植物中分離的參與低磷脅迫轉(zhuǎn)錄調(diào)控的MYB超家族轉(zhuǎn)錄因子，其本身不受外界磷水平的調(diào)控。分析表明，很多 PSI(phosphate starvation induced)基因的啟動子區(qū)域都含有AtPHR1的結(jié)合位點［63］。對phr1突變體的研究發(fā)現(xiàn)，當(dāng)PHR1發(fā)生功能突變時，56個響應(yīng)低磷脅迫基因的表達(dá)減弱［64］。這一結(jié)果表明很多PSI基因的表達(dá)水平受到AtPHR1的正向調(diào)控，AtPHR1可能位于低磷信號途徑的下游。水稻中分離到兩個AtPHR1的同源基因OsPHR1和 OsPHR2，研究表明OsPHR2與AtPHR1的功能相似。磷正常情況下超表達(dá)OsPHR2導(dǎo)致植株地上部磷含量增加，這一表型與在野生型和突變體中超表達(dá)AtPHR1一致［65］。近期，Ren等在甘藍(lán)型油菜中克隆了擬南芥AtPHR1的同源基因，命名為BnPHR1，分析表明BnPHR1主要在根系中表達(dá)，其表達(dá)水平受外界磷水平的調(diào)控，在擬南芥及油菜中超表達(dá)BnPHR1使得高親和磷轉(zhuǎn)運子ATPT2及BnPT2的表達(dá)量顯著升高［66］。

AtMYB62是另外一個參與低磷脅迫轉(zhuǎn)錄調(diào)控的MYB超家族轉(zhuǎn)錄因子。與 AtPHR1不同的是，AtMYB62在根中的表達(dá)量很低，但在苗期葉片中受缺磷誘導(dǎo)表達(dá)［20，67］。當(dāng)植株恢復(fù)供磷時，AtMYB62的表達(dá)量迅速下降。AtMYB62參與磷信號傳導(dǎo)、高親和磷轉(zhuǎn)運與活化等相關(guān)基因的表達(dá)調(diào)控。在磷充足條件下超表達(dá)AtMYB62，植株會表現(xiàn)出與缺磷情況下相似的反應(yīng)，例如主根生長受到抑制，花青素大量積累，根系酸性磷酸酶活性增加等。研究表明，AtMYB62可能通過調(diào)控赤霉素生物合成途徑中的基因影響植物體內(nèi)赤霉素的濃度，進(jìn)而調(diào)節(jié)植物對低磷的響應(yīng)［67］。

Chen等在擬南芥中分離到一個響應(yīng)低磷脅迫的負(fù)調(diào)控因子AtbHLH32，該轉(zhuǎn)錄因子具有螺旋－環(huán) － 螺旋(basic helix-loop-helix，bHLH)結(jié)構(gòu)域［68］?；蛐酒难芯拷Y(jié)果表明，AtbHLH32在根系和葉片中均受缺磷誘導(dǎo)表達(dá)［24］。對Atbhlh32的T-DNA插入突變體的研究表明，在磷充足條件下，與野生型相比突變體體內(nèi)花青素大量積累，磷含量增加，根毛數(shù)目增加，另外一些PSI基因的表達(dá)量明顯上升，例如AtPPCK1、AtPPCK2等。缺磷條件下，參與根毛形成的三個轉(zhuǎn)錄因子AtTTG1、AtGL3以及AtEGL3的突變會導(dǎo)致AtPPCK1和AtPPCK2的表達(dá)量下降。酵母雙雜交實驗顯示AtbHLH32與AtTTG1和AtGL3存在互作，因此，推測AtbHLH32可能通過干擾TTG1-bHLH-MYB復(fù)合體的形成從而影響植物響應(yīng)低磷脅迫的生化和形態(tài)學(xué)過程［68］。Yi等從水稻中分離了另一個具bHLH結(jié)構(gòu)域的轉(zhuǎn)錄因子OsPTF1，該基因在水稻根系中受缺磷誘導(dǎo)表達(dá)，而在地上部組成型表達(dá)。超表達(dá)OsPTF1可以顯著提高轉(zhuǎn)基因植株的磷含量，改善轉(zhuǎn)基因植株對低磷脅迫的耐受能力［69］。利用超表達(dá)OsPTF1的轉(zhuǎn)基因植株的DNA進(jìn)行生物芯片分析發(fā)現(xiàn)，有158個基因的轉(zhuǎn)錄水平受到OsPTF1的調(diào)控。同樣，通過基因芯片分析發(fā)現(xiàn)了一個編碼一個具有C2H2(cysteine-2/histidine-2)鋅指結(jié)構(gòu)的轉(zhuǎn)錄因子AtZAT6［19］。超表達(dá)AtZAT6可以抑制轉(zhuǎn)基因植株主根的生長，減少轉(zhuǎn)基因植株的磷吸收量，因此，推測AtZAT6可能通過調(diào)控植株的根構(gòu)型來調(diào)節(jié)其體內(nèi)的磷動態(tài)平衡［70］。

AtWRKY75是在擬南芥中分離的另一個受缺磷強(qiáng)烈誘導(dǎo)表達(dá)的轉(zhuǎn)錄因子，是WRKY家族中第一個被鑒定的介導(dǎo)植物營養(yǎng)脅迫和根系發(fā)育的轉(zhuǎn)錄因子［20］。當(dāng)AtWRKY75的表達(dá)受到抑制時，突變體植株花青素的積累較野生型明顯增加，低磷條件下突變體中一些PSI基因的轉(zhuǎn)錄水平明顯下降，相反，側(cè)根的長度及數(shù)量、根毛的數(shù)目卻出現(xiàn)顯著的增加［71］。Chen等在擬南芥中克隆了兩個同屬于WRKY基因家族的轉(zhuǎn)錄因子AtWRKY6和AtWRKY42。研究表明，超表達(dá)AtWRKY6的轉(zhuǎn)基因植株表現(xiàn)出與Atpho1突變體相似的表型。AtWRKY6主要作用于AtPHO1的啟動子區(qū)域。在低磷條件下，由于26S蛋白水解酶的水解作用，使得AtWRKY6結(jié)合到 AtPHO1的啟動子區(qū)域的量下降，導(dǎo)致AtPHO1的表達(dá)增強(qiáng)，促進(jìn)植株根系中的磷向地上部運輸。AtWRKY42同樣作用于AtPHO1的啟動子區(qū)，抑制其表達(dá)［72］。

3 含SPX結(jié)構(gòu)域的蛋白家族

含SPX功能域的基因在植物磷信號傳遞及磷動態(tài)平衡過程中發(fā)揮著重要作用［73］。根據(jù)植物蛋白中是否含有除SPX結(jié)構(gòu)域以外的其它結(jié)構(gòu)域，可以將這類蛋白分為四個家族，它們分別是SPX蛋白家族、SPX-EXS蛋白家族、SPX-MFS蛋白家族和SPX-RING蛋白家族。植物SPX蛋白家族只含有SPX結(jié)構(gòu)域，該家族蛋白長度一般約為280個氨基酸。擬南芥中共含有4個成員，命名為AtSPX1－AtSPX4，水稻中共含有6個成員，命名為 OsSPX1－OsSPX6［74－76］。研究表明，除了 AtSPX4 和 OsSPX4 之外，其余8個基因均受缺磷強(qiáng)烈誘導(dǎo)表達(dá)［74－76］。亞細(xì)胞定位實驗表明，AtSPX1、AtSPX2、OsSPX1和OsSPX2主要位于細(xì)胞核，AtSPX3和OsSPX4主要位于細(xì)胞質(zhì)中，AtSPX4和 OsSPX4主要位于質(zhì)膜上［74，76］。植物SPX-EXS蛋白家族除了含有SPX結(jié)構(gòu)域外，還含有EXS結(jié)構(gòu)域。PHO1家族蛋白是真核生物中唯一含有這兩個結(jié)構(gòu)域的蛋白［73］。Poirier等1991年在擬南芥中發(fā)現(xiàn)了一個突變體Atpho1，該突變體根系中的磷含量較野生型增加，而葉片中的磷含量下降，地上部生長受到抑制［77］。隨后Hamburger等克隆了該基因，分析發(fā)現(xiàn)AtPHO1同時含SPX和EXS兩個功能域，主要參與擬南芥根系木質(zhì)部無機(jī)磷的裝載［78］，在擬南芥葉片中超量表達(dá)AtPHO1導(dǎo)致磷從細(xì)胞中流出并進(jìn)入木質(zhì)部導(dǎo)管，表明AtPHO1對磷的外流具有重要作用［79］。同時，研究表明AtPHO1在長距離磷脅迫信號傳導(dǎo)中發(fā)揮著重要作用［80］。擬南芥共發(fā)現(xiàn)11個AtPHO1的同源基因［81］。雖然AtPHO1;H1的功能與AtPHO1相似，但是在低磷條件下，AtPHO1;H1的轉(zhuǎn)錄水平受到AtPHR1的調(diào)控［82］，而 AtPHO1的轉(zhuǎn)錄水平受兩個WRKY家族轉(zhuǎn)錄因子 AtWRKY6和 AtWRKY42的調(diào)控［72］。水稻 PHO1家族僅有 3個基因，分別是OsPHO1;1～OsPHO1;3。與擬南芥PHO1家族蛋白不同的是，水稻中的3個基因均參與磷的長距離轉(zhuǎn)運［83］。植物 SPX-MFS(major facilitator superfamily)蛋白家族是同時含有SPX和MFS兩個結(jié)構(gòu)域，是生物中最大運轉(zhuǎn)載體家族，該家族蛋白常?？梢酝瑫r轉(zhuǎn)運多種離子。水稻中共有4個成員，命名為OsSPX-MFS1-OsSPX-MFS4，這些基因優(yōu)先在地上部表達(dá)，其中OsSPX-MFS1和OsSPX-MFS3受缺磷抑制表達(dá)，而OsSPX-MFS2受缺磷誘導(dǎo)表達(dá)［84］。植物SPX-RING(really interesting new gene)蛋白家族同時含有SPX和RING結(jié)構(gòu)域。在擬南芥和水稻中各有2個SPX-RING家族蛋白，分別是AtNLA/AtBAH1和AtNLA2，OsNLA1和OsNLA2。到目前為止，研究的比較清楚的是擬南芥AtNLA基因，該基因發(fā)生突變時，植株早衰，無法形成花青素［85－86］。最新研究表明，該基因參與植物體內(nèi)磷的動態(tài)平衡過程［87］。與野生型相比，Atnla突變體體內(nèi)的磷含量及磷吸收量顯著增加，尤其是在低氮高磷的條件下。這一表型類似于磷超累積突變體Atpho2。突變體在低氮條件下出現(xiàn)早衰可能與磷中毒有關(guān)［87］。與AtPHO2類似，AtNLA的表達(dá)受miR827的調(diào)控，在缺磷的條件下，miR827表達(dá)上升，降解AtNLA的mRNA，從而激活植株磷的吸收以及磷從根系到地上部的轉(zhuǎn)運。因此，AtNLA是植物磷吸收的負(fù)調(diào)控因子［87］。

2.2.3 專家意見的協(xié)調(diào)程度 經(jīng)過第1輪專家咨詢，26項3級指標(biāo)中，22項變異系數(shù)＜0.5，占84.6%。第2輪3級指標(biāo)變異系數(shù)均＜0.5。

4 非編碼RNA的調(diào)控

有些RNA序列雖然不能編碼蛋白質(zhì)，但是可以產(chǎn)生具有生物學(xué)功能的RNA小分子。這些非編碼的RNA基因在染色體沉默、轉(zhuǎn)錄調(diào)控、翻譯阻抑、發(fā)育控制、逆境響應(yīng)等過程中發(fā)揮著非常重要的作用［88］。Sunkar和 Zhu在篩選非生物脅迫誘導(dǎo)的microRNA時分離到了 miR399［89］。擬南芥基因組中共有六個編碼miR399的位置(a-f)。在缺磷條件下，miR399的表達(dá)量升高。在磷正常條件下，超表達(dá)miR399使轉(zhuǎn)基因植株的磷含量較野生型明顯增加，過量的磷轉(zhuǎn)移至植株地上部，導(dǎo)致植株磷中毒［64，90］。在水稻中超表達(dá) miR399的同源基因，也表現(xiàn)出類似擬南芥的磷中毒癥狀［91］。在煙草中超表達(dá)擬南芥miR399的研究結(jié)果發(fā)現(xiàn)，不但轉(zhuǎn)基因植株的磷累積量增加，而且其根系釋放的酸性磷酸酶和質(zhì)子也明顯增加，而后者可以促進(jìn)土壤中有機(jī)磷的水解［92］。因此，miR399通過調(diào)節(jié)植物磷的吸收、分配與再活化等實現(xiàn)其在維持植物體內(nèi)磷動態(tài)平衡中的重要作用。在缺磷的條件下，miR399作為一個正調(diào)控因子促進(jìn)磷的吸收和從根系到地上部的分配［88］。在擬南芥中，miR399可能有三個靶基因，分別是磷轉(zhuǎn)運子基因AtPHT1;7、編碼DEAD box解旋酶的基因和E2泛素連接酶基因 AtPHO2/AtUBC24。目前研究較多的是AtPHO2/AtUBC24，該基因在磷充足條件下在植株根系中大量表達(dá)，在缺磷的條件下表達(dá)量下降［64，90］。miR399通過結(jié)合到UBC24的5'非翻譯區(qū)降解該基因，在超表達(dá)miR399的轉(zhuǎn)基因植株中，UBC24的表達(dá)量明顯下降［90］。研究表明miR399與UBC24、PHR1共同參與了植物響應(yīng)低磷脅迫的長距離信號途徑［64，88，93－94］。磷充足情況下，PHO2的表達(dá)量較高，從而抑制了高親和磷轉(zhuǎn)運子Pht1;8和Pht1;9的表達(dá)，使植株體內(nèi)保持正常磷水平。當(dāng)植株處于缺磷狀態(tài)時，轉(zhuǎn)錄因子PHR1可能結(jié)合到 miR399的啟動子區(qū)域，起始miR399的轉(zhuǎn)錄，miR399大量增加抑制了PHO2的表達(dá)，從而使植株啟動高親和磷轉(zhuǎn)運系統(tǒng)，促進(jìn)植株磷的吸收［95］。AT4/TPSI1基因家族中有很多受缺磷誘導(dǎo)表達(dá)非編碼RNA。這些基因的共同點是含有一段長22 bp的非常保守的序列，這段保守序列可以和miR399部分互補(bǔ)。研究表明AT4/IPS1可以抑制miR399對PHO2 mRNA的降解作用，對缺磷條件下植株磷的吸收起調(diào)節(jié)作用［16－17］。目前，已分離的AT4/TPSI1基因家族基因包括番茄中的LeTPSI1［96］、苜蓿中的 Mt4［97］，擬南芥 At4、At4.1、At4.2 及 AtIPS1［98－100］、水稻 OsPI1［101］以及大豆中類似于Mt4的基因［98］等。最新研究表明，轉(zhuǎn)錄因子MYB超家族成員AtMYB2可以正調(diào)控miR399的表達(dá)。Baek等研究發(fā)現(xiàn)AtMYB2和miR399f一樣均受缺磷誘導(dǎo)表達(dá)，而且它們在相同的組織部位表達(dá)如葉片、根系等。AtMYB2超表達(dá)植株中miR399f的表達(dá)增強(qiáng)，植株磷含量增加，而在當(dāng)AtMYB2發(fā)生突變時，在供磷條件下，突變體表型較野生型相比沒有任何變化。體外凝膠阻滯實驗和體內(nèi)染色質(zhì)免疫共沉淀實驗顯示AtMYB2可以結(jié)合到miR399f的啟動子區(qū)域，進(jìn)而激活miR399f的轉(zhuǎn)錄［102］。

植物中除miR399外，研究人員還發(fā)現(xiàn)了其他的受低磷強(qiáng)烈、特異誘導(dǎo)的miRNA如miRNA778、miRNA827 和 miRNA2111 等［88，103］。miR827 的 靶基因是編碼含SPX結(jié)構(gòu)域的基因。擬南芥athmiR827可抑制植物SPX-RING家族基因AtNLA［87］。水稻也有類似報道，但其作用的靶基因不同，水稻osa-miR827的靶基因是SPX-MFS家族基因OsSPXMFS1和 OsSPX-MFS2。超表達(dá)或抑制表達(dá) osamiR827的結(jié)果顯示，osa-miR827負(fù)調(diào)控 OsSPXMFS1和 OsSPX-MFS2 的表達(dá)［84］。

5 植物耐低磷脅迫中的蛋白質(zhì)修飾

蛋白質(zhì)SUMO(small ubiquitin-related modifier)化修飾是一種重要的蛋白質(zhì)翻譯后修飾。SUMOylation調(diào)控途徑中的基因參與植物對低磷響應(yīng)的調(diào)控。AtSIZ1編碼一個SUMO E3連接酶，Atsiz1突變體植株表現(xiàn)出對缺磷適應(yīng)性反應(yīng)，例如主根生長停滯，側(cè)根和根毛增加，根冠比增加，植株體內(nèi)花青素大量積累等，PHR1是AtSIZ1 SUMO化的目標(biāo)基因，AtSIZ1可以促進(jìn)PHR1的SUMOylation過程，進(jìn)而影響下游受缺磷誘導(dǎo)基因的表達(dá)如AtIPS1、AtRNS1等［104］。AtPHO2編碼一個 E2泛素結(jié)合酶［64，105］，在 SUMOylation 途徑中，AtSIZ1 可能與AtPHO2結(jié)合而行使功能［90］。Wang等在水稻中分離了2個AtSIZ1的同源基因OsSIZ1和OsSIZ2，分析發(fā)現(xiàn)Ossiz1突變體的主根長、不定根數(shù)目、株高、葉長及粒寬等表型均發(fā)生明顯變化，表明OsSIZ1在水稻的生長發(fā)育過程中具有重要作用［106］。

蛋白質(zhì)的磷酸化與去磷酸化普遍存在于植物體中，是調(diào)節(jié)眾多重要蛋白活性的開關(guān)。缺磷脅迫時，植物體內(nèi)會出現(xiàn)蛋白的磷酸化與去磷酸化。目前，只在番茄中克隆到了一個響應(yīng)低磷脅迫蛋白質(zhì)磷酸酶基因LePS2［107］。磷正常條件下，超表達(dá)LePS2增加了轉(zhuǎn)基因植株體內(nèi)花青素的積累及酸性磷酸酶的活性［108］。

磷轉(zhuǎn)運子的活性取決于其向質(zhì)膜的轉(zhuǎn)運過程。AtPHF1是在擬南芥中分離的第一個響應(yīng)低磷脅迫并參與蛋白質(zhì)轉(zhuǎn)運的基因，受缺磷誘導(dǎo)表達(dá)。AtPHF1主要將高親和磷轉(zhuǎn)運子蛋白從內(nèi)質(zhì)網(wǎng)中轉(zhuǎn)運至質(zhì)膜上，AtPHF1發(fā)生突變時，內(nèi)質(zhì)網(wǎng)中的AtPHT1;1磷轉(zhuǎn)運蛋白發(fā)生滯留，質(zhì)膜上的Pht1;1磷轉(zhuǎn)運蛋白減少，植株體內(nèi)磷的累積下降。AtPHF1主要在根系、花、衰老葉片中表達(dá)［109］。

6 其它PSI基因

除此之外，為了維持磷的平衡，缺磷時植株體內(nèi)的磷脂會水解成無機(jī)磷和甘油二脂，甘油二脂隨后轉(zhuǎn)換成半乳糖脂或硫脂，很多參與這一過程的基因受低 磷 脅 迫 誘 導(dǎo)。如 AtSQD1 和 AtSQD2［117］、AtNPC4［118］、AtNPC5［119］、AtPLDZ1 和 AtPLDZ2［120］等。另外，缺磷條件下，無論是植株體內(nèi)還是根系分泌的酶類如酸性磷酸酶、核酸酶等的活性均明顯增加，從而促進(jìn)土壤中的難溶性磷的活化及體內(nèi)磷素的再利用。研究人員在不同的植物中分離了大量編碼這類酶的基因，例如擬南芥、水稻、小麥、大麥、玉米以及豆科植物等［4，121－123］。

7 與植物耐低磷脅迫相關(guān)的QTL研究進(jìn)展

遺傳學(xué)通常把生物性狀分為兩類，一類是質(zhì)量性狀(qualitativetrait)，另一類是數(shù)量性狀(quantitative trait)。數(shù)量性狀通常表現(xiàn)為連續(xù)的變異，受多基因的調(diào)控，易受環(huán)境影響。作物中大多數(shù)重要的農(nóng)藝性狀和經(jīng)濟(jì)性狀都屬于數(shù)量性狀，如產(chǎn)量、品質(zhì)、抗逆性等?？刂茢?shù)量性狀的基因在基因組中的位置稱為數(shù)量性狀位點(quantitative trait loci，QTL)。不同植物根系及地上部對低磷脅迫的響應(yīng)表現(xiàn)出顯著的差異，缺磷條件下的根系形態(tài)構(gòu)型、根系分泌物、磷吸收累積量、干重等性狀往往受多基因的調(diào)控，表現(xiàn)出數(shù)量性狀的特征［124］。目前對磷高效相關(guān)性狀的QTL定位在很多植物中都有報道，例如擬南芥［125］、水稻［126－128］、玉米［129－131］、菜豆［132－133］、大豆［134－135］、小麥［136－137］、大麥［138］、甘藍(lán)［7，139］、白菜［140－141］、油菜［142－145］等，其定位到的QTL數(shù)量數(shù)以百計。

擬南芥是植物科學(xué)包括遺傳學(xué)和植物發(fā)育研究中的模式生物之一。在缺磷的條件下，擬南芥的主根生長受到抑制，而側(cè)根生長明顯加快。Reymond等利用由Bay-0和 Shahdara構(gòu)建的重組自交系(recombinant inbred line，RIL)群體在擬南芥的第1、3、4染色體上定位了3個控制低磷條件下根系生長的QTL，分別命名為LPR1、LPR2和LPR3，其中位于第一染色體上的QTL LPR1為主效QTL，解釋總表型變異的52%以上［125］。隨后，該研究小組通過近等基因系(near-isogenic line，NIL)將該QTL定位到第一染色體頂端2.5Mb的區(qū)間內(nèi)。隨后，Svistoonoff等通過精細(xì)定位最終克隆了該QTL，研究表明LPR1(AT1G23010)編碼一個多銅氧化酶，該基因在根系分生組織和根冠中表達(dá)，在缺磷的條件下能抑制主根的生長［112］。LPR1編碼的多銅氧化酶主要位于內(nèi)質(zhì)網(wǎng)中，通過與另一個編碼P5型ATP酶的基因PDR2發(fā)生互作，共同參與調(diào)節(jié)根尖分生組織的活性，從而影響植物根系形態(tài)的建成［111］。

水稻是世界重要的糧食作物。Wissuwa等在水稻中利用由日本晴和Kasalath構(gòu)建的群體定位了一個抗低磷脅迫的QTL Pup1，該QTL位于水稻第12染色體的長臂上，能解釋總表型變異的78.8%，對含Pup1高效位點的NIL材料進(jìn)行分析發(fā)現(xiàn)其在缺磷條件下的產(chǎn)量要比對照高出一倍［126－127］。隨后，Heuer等對Pup1位點進(jìn)行了精細(xì)定位，結(jié)合已測序的水稻品種日本晴的物理圖譜，將該QTL的候選基因鎖定在第12染色體長臂上278kb的區(qū)間內(nèi)［146］。研究人員發(fā)現(xiàn)在含Pup1區(qū)段的水稻品種中，超過50%表現(xiàn)出較好的適應(yīng)逆境如干旱、磷脅迫等的能力，結(jié)果證實了Pup1在干旱或低磷脅迫條件下提高水稻產(chǎn)量的巨大潛力。因此，根據(jù)兩親本在Pup1位點的序列差異開發(fā)了用于水稻耐低磷脅迫分子輔助育種的分子標(biāo)記［147］。研究表明，Pup1在不同的遺傳背景及環(huán)境中均能發(fā)揮作用［148］。最近，Gamuyao等成功克隆了該基因，并將其命名為phosphorusstarvation tolerance 1(PSTOL1)，分析表明超表達(dá)PSTOL1可以顯著提高轉(zhuǎn)基因植株在缺磷條件下的產(chǎn)量，進(jìn)一步研究表明PSTOL1通過促進(jìn)根系的生長，提高植株在缺磷條件下的磷及其它礦質(zhì)元素吸收量［149］。Pup1的克隆對于改良水稻地方品種耐低磷脅迫的能力具有重要意義。

油菜是產(chǎn)油效率最高的油料作物之一，是重要的食用油來源。為闡明油菜磷高效的遺傳特性，Yang等以由磷高、低效甘藍(lán)型油菜品種為親本構(gòu)建的重組自交系群體(命名為BE-RILs，F(xiàn)10)為材料，采用紙培試驗，調(diào)查了高磷和低磷條件下BERILs的苗期干物重、地上部及根系磷含量和根系形態(tài)等共12個性狀，共檢測到136個顯著性QTL，經(jīng)整合得到94個一致性QTL(高磷44個和低磷50個)和37個特異性QTL，包括高磷特異的QTL 10個，低磷特異的QTL 15個，穩(wěn)定表達(dá)的QTL 12個。通過與擬南芥進(jìn)行比較作圖，Yang等將擬南芥中423個與磷代謝途徑、低磷脅迫響應(yīng)、根系發(fā)育和激素傳導(dǎo)等相關(guān)基因的位置信息，用電子作圖方法定位在BE－RILs遺傳圖譜的810個基因座位上，其中67個基因位于特異性QTL區(qū)間所對應(yīng)的保守區(qū)段內(nèi)，預(yù)測為 QTL 的候選基因［142－143］。Ding 等利用同一油菜群體考察了不同磷水平下成熟期產(chǎn)量及產(chǎn)量相關(guān)性狀的表型變異，并最終定位了74個顯著性QTL，同時利用與擬南芥比較作圖，在45個QTL區(qū)間內(nèi)找到了161個與目標(biāo)性狀相關(guān)的候選基因［144］。近期，Shi等利用另一個甘藍(lán)型油菜雙單倍體(double haploid，DH)群體，通過瓊脂培養(yǎng)，調(diào)查了包括不同磷水平下的生物量、根系形態(tài)等5個性狀，在9條連鎖群上定位了38個顯著性 QTL［145］。Hammond等研究也表明甘藍(lán)根系發(fā)育和構(gòu)型性狀，尤其是側(cè)根的數(shù)目、長度和生長速率與磷利用效率密切相關(guān)，并在甘藍(lán)C1、C3和C7染色體上定位了控制地上部干重、磷含量和磷利用效率的QTL簇［139］。甘藍(lán)型油菜(Brassica napus，AACC 2n=38)由白菜型油菜(Brassica rapa，AA 2n=20)和甘藍(lán)(Brassica oleracea，CC 2n=18)天然雜交自然加倍而來，其基因組間具有較高的同源性。通過對以上定位的QTL進(jìn)行比較分析，發(fā)現(xiàn)無論是在不同的甘藍(lán)型油菜群體之間還是在甘藍(lán)和甘藍(lán)型油菜之間，均能在特定的染色體區(qū)段定位到不同的QTL，例如在油菜C1、C3和C7染色體上檢測到的磷高效相關(guān)QTL可能與甘藍(lán)中檢測到的磷效率相關(guān)QTL簇位于同一染色體區(qū)段［139，142］。這些 QTL信息和候選基因為解析油菜適應(yīng)低磷脅迫的機(jī)制奠定了基礎(chǔ)，也為下一步定位和克隆這些基因提供了大量的信息。

8總結(jié)與展望

磷礦屬于不可再生資源，隨著農(nóng)業(yè)投入的加大，磷礦資源的耗竭不斷加劇。因此，單純靠增加磷肥投入無法實現(xiàn)現(xiàn)代農(nóng)業(yè)的穩(wěn)定發(fā)展以及磷礦資源的可持續(xù)利用。研究磷脅迫條件下植物吸收利用磷的生理與遺傳機(jī)理，通過傳統(tǒng)的遺傳育種或現(xiàn)代分子生物學(xué)手段改良作物的磷利用效率，被認(rèn)為是農(nóng)業(yè)生產(chǎn)中最經(jīng)濟(jì)最有效的解決土壤有效磷缺乏的方法之一［150－151］。總的來說，隨著研究的不斷深入，人們對植物耐低磷脅迫的認(rèn)識無論是在生理還是在遺傳等方面都得到了極大的提升，這些研究進(jìn)展具有廣闊的應(yīng)用前景。一方面，在磷脅迫條件下，植物在表型形態(tài)、生理生化及分子遺傳等方面會產(chǎn)生一系列的變化，然而變化最快的是基因表達(dá)，尤其是位于缺磷信號傳導(dǎo)上游的基因，例如前文中提到的基因IPS1，因此，以這類基因為起點進(jìn)行研究，可以相對容易地找到植物根系中缺磷信號感知的原點，解析植物響應(yīng)低磷脅迫的信號通路。另一方面，有些基因如SPX家族基因，它們受缺磷特異誘導(dǎo)，且在缺磷條件下持續(xù)性表達(dá)，當(dāng)恢復(fù)供磷時，其表達(dá)量迅速下降。因此，這類基因可以作為評估植物磷缺乏狀況的理想標(biāo)記基因，應(yīng)用于植物磷缺乏狀況的分子診斷當(dāng)中［19，152］。隨著一大批與植物磷吸收利用相關(guān)基因的克隆，人們看到了通過遺傳手段改良作物磷效率的希望，然而這離作物磷高效品種的培育還有很長的一段路要走。另外，磷是植物所必需的大量營養(yǎng)元素，其吸收利用的遺傳調(diào)控機(jī)理十分復(fù)雜，到目前為止關(guān)于植物耐低磷脅迫的遺傳研究大量集中在擬南芥、水稻等模式植物當(dāng)中，在其它的復(fù)雜基因組作物如玉米、大豆、油菜、小麥等中的報道相對較少，因此，對于作物磷高效的遺傳調(diào)控機(jī)制還有很多未解之謎。然而可喜的是隨著功能基因組時代的來臨，在不久的將來關(guān)于作物磷高效的遺傳與分子機(jī)理研究必將取得新的更大的進(jìn)展。

［1］ Marschner H．Mineral nutrition of higher plants(2nd Edn)［M］．London:Academic Press，1995.

［2］ Hinsinger P．Bioavailability of soil inorganic P in the rhizosphere as affected by root-induced chemical changes:a review［J］．Plant Soil，2001，237:173－195.

［3］ Schachtman D P，Reid R J，Ayling S M．Phosphorus uptake by plants:From soil to cell［J］．Plant Physiol．，1998，116:447－453.

［4］ Fang Z Y，Shao C，Meng Y J et al．Phosphate signaling in Arabidopsis and Oryza sativa［J］．Plant Sci．，2009，176:170－180.

［5］ Vance C P，Uhde-Stone C，Allan D L．Phosphorus acquisition and use:critical adaptations by plants for securing a nonrenewable resource［J］．New Phytol．，2003，157:423－447.

［6］ Lynch J P． Root phenes for enhanced soil exploration and phosphorus acquisition:tools for future crops［J］．Plant Physiol．，2011，156:1041－1049.

［7］ Hammond J P，White P J．Sugar signaling in root responses to low phosphorus availability［J］．Plant Physiol．，2011，156:1033－1040.

［8］ Cheng L，Bucciarelli B，Shen J et al．Update on lupin cluster roots．Update on white lupin cluster root acclimation to phosphorus deficiency［J］．Plant Physiol．，2011，156:1025－1132.

［9］ Burleigh S H，Cavagnaro T，Jakobsen I．Functional diversity of arbuscular mycorrhizas extends to the expression of plant genes involved in P nutrition［J］．J．Exp．Bot．，2002，53:1591－1601.

［10］ Zhang H W，Huang Y，Ye X S，Xu F S．Analysis of the contribution of acid phosphatase to P efficiency in Brassica napus under low phosphorus conditions［J］．Sci．China Life Sci．，2010，53:709－717

［11］ Smith F W，Jackson W A，van den Berg P J．Internal phosphorus flows during development of phosphorus stress［J］．Aust．J．Plant Physiol．，1990，17:451－464.

［12］ Bariola P A，Howard C J，Taylor C B et al．The Arabidopsis ribonuclease gene RNS1 is tightly controlled in response to phosphate limitation［J］．Plant J．，1994，6:673－685.

［13］ Duff S M G，Plaxton W C，Lefebvre D D．Phosphate-starvation response in plant cells:De novo synthesis and degradation of acid phosphatases［J］．Proc．Natl．Acad Sci．USA，1991，88:9538－9542.

［14］ Wasaki J，Shinano T，Onishi K et al．Transcriptomic analysis indicates putative metabolic changes caused by manipulation of phosphorus availability in rice leaves［J］．J．Exp．Bot．，2006，57:2049－2059.

［15］ Plaxton W C，Tran H T．Metabolic adaptations of phosphatestarved plants［J］．Plant Physiol．，2011，156:1006－1015.

［16］ Yang X J，F(xiàn)innegan P M．Regulation of phosphate starvation responses in higher plants［J］．Ann．Bot．，2010，105:513－526.

［17］ Chiou T J，Lin S I．Signaling network in sensing phosphate availability in plants［J］．Ann．Rev．Plant Biol．，2011，62:185－206.

［18］ Hernández G，Ramírez M，Valdés-López O et al．Phosphorus stress in common bean:root transcript and metabolic responses［J］．Plant Physiol．，2007，144:752－767.

［19］ Hammond J P，Bennett M J，Bowen H C et al．Changes in gene expression in Arabidopsis shoots during phosphate starvation and the potential for developing smart plants［J］．Plant Physiol．，2003，132:578－596.

［20］ Misson J，Raghothama KG，Jain A et al．A genome-wide transcriptional analysis using Arabidopsis thaliana Affymetrix gene chips determined plant responses to phosphate deprivation［J］．Proc．Natl．Acad．Sci．USA，2005，102:11934－11939.

［21］ MorcuendeR， BariR， Gibon Y etal． Genome-wide reprogramming ofmetabolism and regulatory networks of Arabidopsis in response to phosphorus［J］．Plant Cell．Environ．，2007，30:85－112.

［22］ Müller R，Morant M，Jarmer H et al．Genome-wide analysis of the Arabidopsis leaf transcriptome reveals interaction of phosphate and sugar metabolism［J］．Plant Physiol．，2007，143:156－171.

［23］ Nilsson L，Müller R，Nielsena T H．Dissecting the plant transcriptome and the regulatory responses to phosphate deprivation［J］．Physiol．Plantarum．，2010，139:129－143.

［24］ Wu P，Ma L，Hou X et al．Phosphate starvation triggers distinct alterations of genome expression in Arabidopsis roots and leaves［J］．Plant Physiol．，2003，132:1260－1271.

［25］ Uhde-Stone C，Zinn K E，Ramirez-Yá?ez M et al．Nylon filter arrays reveal differential gene expression in proteoid roots of white lupin in response to phosphorus deficiency［J］．Plant Physiol．，2003，131:1064－1079.

［26］ Wasaki J，Yonetani R，Kuroda S et al．Transcriptomic analysis of metabolic changes by phosphorus stress in rice plant roots［J］．Plant Cell Environ．，2003，26:1515－1523.

［27］ O'Rourke J A，Yang S S，Miller S S et al．An RNA-Seq transcriptome analysis of Pi deficient white lupin reveals novel insights into phosphorus acclimation in plants［J］． Plant Physiol．，2012，doi:10.1104/pp．112.209254.

［28］ Muchhal U S， Pardo J M， Raghothama K G． Phosphate transporters from the higher plant Arabidopsis thaliana［J］．Proc．Natl．Acad．Sci．USA，1996，93:10519－10523.

［29］ 王萍，陳愛群，余玲，徐國華．植物磷轉(zhuǎn)運蛋白基因及其表達(dá)調(diào)控的研究進(jìn)展［J］．植物營養(yǎng)與肥料學(xué)報，2006，12(4):584－591.Wang P，Chen A Q，Yu L，Xu G H．Advance of plant phosphate transporter genes and their regulated expression［J］．Plant Nutr．Fert．Sci．，2006，12(4):584－591.

［30］ Lin W Y，Lin S I，Chiou T J．Molecular regulators of phosphate homeostasis in plants［J］．J．Exp．Bot．，2009，60:1427－1438.

［31］ Rausch C，Bucher M．Molecular mechanisms of phosphate transport in plants［J］．Planta，2002，216:23－37.

［32］ Bucher M．Functional biology of plant phosphate uptake at root and mycorrhiza interfaces［J］．New Phytol．，2007，173:11－26.

［33］ Nussaume L，Kanno S，Javot H et al．Phosphate import in plants:focus on the PHT1 transporters［J］．Front Plant Sci．，2011，2:83.

［34］ Mudge S R，Rae A L，Diatloff E et al．Expression analysis suggests novel roles for members of the Pht1 family of phosphate transporters in Arabidopsis［J］．Plant J．，2002，31:341－353.

［35］ Goff S A，Ricke D，Lan T H et al．A draft sequence of the rice genome(Oryza sativa L．ssp japonica)［J］．Science，2002，296:92－100.

［36］ Raghothama K G．Phosphate acquisition［J］．Ann．Rev．Plant Physiol．Plant Mol．Biol．，1999，50:665－693.

［37］ Liu T Y，Aung K，Tseng C Y et al．Vacuolar Ca2+/H+transport activity is required for systemic phosphate homeostasis involving shoot-to-rootsignaling in Arabidopsis［J］． Plant Physiol．，2011，156:1176－1189.

［38］ Jia H F，Ren H Y，Gu M et al．Phosphate transporter gene，OsPht1;8，is involved in phosphate homeostasis in rice［J］．Plant Physiol．，2011，156(3):1164－1175.

［39］ Bayle V，Arrighi J F，Creff A et al．Arabidopsis thaliana highaffinity phosphate transporters exhibit multiple levels of posttranslational regulation［J］．Plant Cell，2011，23:1523－1535.

［40］ Shin H，Shin H S，Dewbre G R et al．Phosphate transport in Arabidopsis:Pht1;1 and Pht1;4 play a major role in phosphate acquisition from both low-and high-phosphate environments［J］．Plant J．，2004，39:629－642.

［41］ Ai P H，Sun S B，Zhao J N et al．Two rice phosphate transporters，OsPht1;2 and OsPht1;6，have different functions and kinetic properties in uptake and translocation［J］．Plant J．，2009，57:798－809.

［42］ Sun S，Gu M，Cao Y et al．A constitutive expressed phosphate transporter， OsPht1;1， modulates phosphate uptake and translocation in Pi-replete rice［J］．Plant Physiol．，2012，159:1571－1581.

［43］ Nagarajan V K，Jain A，Poling M D et al．Arabidopsis Pht1;5 mobilizes phosphate between source and sink organs，and influences the interaction between phosphate homeostasis and ethylene signaling［J］．Plant Physiol．，2011，156:1149－1163.

［44］ Varadarajan D K， Karthikeyan A S， Matilda P D et al．Phosphite，an analog of phosphate，suppresses the coordinated expression of genes under phosphate starvation［J］． Plant Physiol．，2002，129:1232－1240.

［45］ Wu Z，Ren H，McGrath S P et al．Investigating the contribution of the phosphate transport pathway to arsenic accumulation in rice［J］．Plant Physiol．，2011，157:498－508.

［46］ Catarecha P，Segura M D，F(xiàn)ranco-Zorrilla J M et al．A mutant of the arabidopsis phosphate trans-porter PHT1;1 displays enhanced arsenic accumulation［J］．Plant Cell，2007，19:1123－1133.

［47］ Remy E，Cabrito T R，Batista R A et al．The Pht1;9 and Pht1;8 transporters mediate inorganic phosphate acquisition by the Arabidopsis thaliana root during phosphorus starvation［J］．New Phytol．，2012，195:356－371.

［48］ Smith S E，Jakobsen I，Grφnlund M et al．Roles of arbuscular mycorrhizas in plant phosphorus nutrition:interactions between pathways of phosphorus uptake in arbuscular mycorrhizal roots have important implications for understanding and manipulating plant phosphorus acquisition［J］．Plant Physiol．，2011，156(3):1050－1057.

［49］ Rausch C，Daram P，Brunner S et al．A phosphate transporter expressed in arbuscule-containing cells in potato［J］．Nature，2001，414:462－466.

［50］ Nagy R，Drissner D，Amrhein N et al．Mycorrhizal phosphate uptake pathway in tomato is phosphorus-repressible and transcriptionally regulated［J］．New Phytol．，2009，181(4):950－959.

［51］ Chen A，Hu J，Sun S et al．Conservation and divergence of both phosphate-and mycorrhiza-regulated physiological responses and expression patterns of phosphate transporters in solanaceous species［J］．New Phytol．，2007，173(4):817－831.

［52］ Paszkowski U， Kroken S， Roux C et al． Rice phosphate transporters include an evolutionarily divergent gene specifically activated in arbuscular mycorrhizal symbiosis［J］．Proc．Natl．Acad．Sci．USA，2002，99:13324－13329.

［53］ Harrison M J，Dewbre G R，Liu J．A phosphate transporter from Medicago truncatula involved in the acquisition of phosphate released by arbuscular mycorrhizal fungi［J］．Plant Cell，2002，14(10):2413－2429.

［54］ Glassop D，Smith S E，Smith F W．Cereal phosphate transporters associated with the mycorrhizal pathway of phosphate uptake into roots［J］．Planta，2005，222(4):688－698.

［55］ Loth-Pereda V，Orsini E，Courty P E et al．Structure and expression profile of the phosphate Pht1 transporter gene family in mycorrhizal Populus trichocarpa［J］．Plant Physiol．，2011，156:2141－2154.

［56］ Tamura Y， Kobae Y， Mizuno T et al． Identification and expression analysis of arbuscular mycorrhiza-inducible phosphate transporter genes of soybean［J］．Biosci．Biotechnol．Biochem．，2012，76:309－313.

［57］ Tan Z，Hu Y，Lin Z．PhPT4 is a mycor rhizal-phosphate transporter suppressed by lysophosphatidylcholine in petunia roots［J］．Plant Mol．Biol．Rep．，2012，30:1480－1487.

［58］ Shu B，Xia R X，Wang P．Differential regulation of Pht1 phosphate transporters from trifoliate orange(Poncirus trifoliata L．Raf)seedlings［J］．Sci．Hortic．，2012，146:115－123.

［59］ Wegmüller S，Svistoonoff S，Reinhardt D et al．A transgenic dTph1 insertional mutagenesis system for forward genetics in mycorrhizal phosphate transport of Petunia［J］．Plant J．，2008，54:1115－1127.

［60］ Javot H，Pumplin N，Harrison M J．Phosphate in the arbuscular mycorrhizal symbiosis:transport properties and regulatory roles［J］．Plant Cell Environ．，2007，30:310－322.

［61］ Chen A，Gu M，Sun S et al．Identification of two conserved cisacting elements，MYCS and P1BS，involved in there regulation of mycorrhiza-activated phosphate transporters in eudicot species［J］．New Phytol．，2011，189:1157－1169.

［62］ Sobkowiak L，Bielewicz D，Malecka EM et al．The role of the P1BS element containing promoter-driven genes in Pi transport and homeostasis in plants［J］．Front Plant Sci．，2012，3:58.

［63］ Rubio V，Linhares F，Solano R et al．A conserved MYB transcription factor involved in phosphate starvation signaling both in vascular plants and in unicellular algae［J］．Genes Dev．，2001，15:2122－2133.

［64］ Bari R，Pant B D，Stitt M et al．PHO2，microRNA399，and PHR1 define a phosphate-signaling pathway in plants［J］．Plant Physiol．，2006，141:988－999.

［65］ Zhou J，Jiao F C，Wu Z C et al．OsPHR2 is involved in phosphate-starvation signaling and excessive phosphate accumulation in shoots of plants［J］．Plant Physiol．，2008，146:1673－1686.

［66］ Ren F，Guo Q Q，Chang L L et al．Brassica napus PHR1 gene encoding a MYB-like protein functions in response to phosphate starvation［J］． PLoS One，2012，7(8):e44005.doi:10.1371/journal．pone．0044 005.

［67］ Devaiah B N，Madhuvanthi R，Karthikeyan A S et al．Phosphate starvation responses and gibberellic acid biosynthesis are regulated by the MYB62 transcription factor in Arabidopsis［J］．Mol．Plant，2009，2:43－58.

［68］ Chen Z H，Nimmo G A，Jenkins G I et al．BHLH32 modulates several biochemical and morphological processes that respond to Pi starvation in Arabidopsis［J］．Biochem．J．，2007，405:191－198.

［69］ Yi K，Wu Z，Zhou J et al．OsPTF1，a novel transcription factor involved in tolerance to phosphate starvation in rice［J］．Plant Physiol．，2005，138:2087－2096.

［70］ Devaiah B N，Nagarajna V K，Raghothama K G．Phosphate homeostasis and root development in Arabidopsis are synchronized by the zing finger transcription factor ZAT6［J］．Plant Physiol．，2007，145:147－159.

［71］ Devaiah B N，Karthikeyan A S，Raghothama K G．WRKY75 transcription factor is a modulator of phosphate acquisition and root development in Arabidopsis［J］．Plant Physiol．，2007，143:1789－1801.

［72］ Chen Y F，Li L Q，Xu Q et al．The WRKY6 transcription factor modulates PHOSPHATE1 expression in response to low Pi stress in Arabidopsis［J］．Plant Cell，2009，21:3554－3566.

［73］ Secco D，Wang C，Arpat B A et al．The emerging importance of the SPX domain-containing proteins in phosphate homeostasis［J］．New Phytol．，2012，193:842－851.

［74］ Duan K，Yi K，Dang L et al．Characterization of a sub-family of Arabidopsis genes with the SPX domain reveals their diverse functions in plant tolerance to phosphorus starvation［J］．Plant J．，2008，54:965－975.

［75］ Wang C，Ying S，Huang H et al．Involvement of OsSPX1 in phosphate homeostasis in rice［J］．Plant J．，2009，57:895－904.

［76］ Wang Z，Hu H，Huang H et al．Regulation of OsSPX1 and OsSPX3 on expression of OsSPX domain genes and Pi-starvation signaling in rice［J］．J．Integr．Plant Biol．，2009，51:663－674.

［77］ Poirier Y，Thoma S，Somerville C et al．A mutant of Arabidopsis deficient in xylem loading of phosphate［J］．Plant Physiol．，1991，97:1087－1093.

［78］ Hamburger D，Rezzonico E，MacDonald-Comber P．Identification and characterization of the Arabidopsis PHO1 gene involved in phosphate loading to the xylem［J］．Plant Cell，2002，14:889－902.

［79］ Stefanovic A，Arpat AB，Bligny R et al．Over-expression of PHO1 in Arabidopsis leaves reveals its role in mediating phosphate efflux［J］．Plant J．，2011，66:689－699.

［80］ Rouached H，Stefanovic A，Secco D et al．Uncoupling phosphate deficiency from its major effects on growth and transcriptome via PHO1 expression in Arabidopsis［J］．Plant J．，2011，65:557－570.

［81］ Wang Y，Ribot C，Rezzonico E et al．Structure and expression profile of the Arabidopsis PHO1 gene family indicates a broad role in inorganic phosphate homeostasis［J］．Plant Physiol．，2004，135:400－411.

［82］ Stefanovic A，Ribot C，Rouached H et al．Members of the PHO1 gene family show limited functional redundancy in phosphate transfer to shoot，and are regulated by phosphate deficiency via distinct pathways［J］．Plant J．，2007，50:982－994.

［83］ Secco D，Baumann A，Poirier Y．Characterization of the rice PHO1 gene family reveals a key role for OsPHO1;2 in phosphate homeostasis and the evolution of a distinct clade in dicotyledons［J］．Plant Physiol．，2010，152:1693－1704.

［84］ Lin S I，Santi C，Jobet E et al．Complex regulation of two target genes encoding SPX－MFS proteins by rice miR827 in response to phosphate starvation［J］．Plant Cell Physiol．，2010，51:2119－2131.

［85］ Peng M，Hannam C，Gu H et al．A mutation in NLA，which encodes a RING－type ubiquitin ligase，disrupts the adaptability of Arabidopsis to nitrogen limitation［J］．Plant J．，2007，50:320－337.

［86］ Peng M，Hudson D，Schofield A et al．Adaptation of Arabidopsis to nitrogen limitation involves induction of anthocyanin synthesis which is controlled by the NLA gene［J］．J．Exp．Bot．，2008，59:2933－2944.

［87］ Kant S，Peng M，Rothstein S J．Genetic regulation by NLA and MicroRNA827 for maintaining nitrate-dependent phosphate homeostasis in Arabidopsis［J］．PLoS Gen．，2011，7:e1002021.

［88］ Kuo H F，Chiou T J．The role of microRNAs in phosphorus deficiency signaling［J］．Plant Physiol．，2011，156:1016－1024.

［89］ Sunkar R，Zhu J K．Novel and stress-regulated microRNAs and other small RNAs from Arabidopsis［J］．Plant Cell，2004，16:2001－2019.

［90］ Fujii H，Chiou T J，Lin S I et al．A miRNA involved in phosphate-starvation response in Arabidopsis［J］．Curr．Biol．，2005，15:2038－2043.

［91］ Hu B，Zhu C，Li F et al．LEAF TIP NECROSIS1 plays a pivotal role in the regulation of multiple phosphate starvation responses in rice［J］．Plant Physiol．，2011，156:1101 －1115.

［92］ Gao N，Su Y，Min J et al．Transgenic to mato over-expressing ath-miR399d has enhanced phosphorus accumulation through increased acidphosphatase and proton secretion aswellas phosphate transporters［J］．Plant Soil，2010，334:123－136.

［93］ Lin S， ChiangS， Lin W etal． Regulatory network of microRNA399 and PHO2 by systemic signaling［J］． Plant Physiol．，2008，147(2):732－746.

［94］ Pant B D，Buhtz A，Kehr J et al．MicroRNA399 is a longdistance signal for the regulation of plant phosphate homeostasis［J］．Plant J．，2008，53:731－773.

［95］ Doerner P．Phosphate starvation signaling:a threesome controls systemic P(i)homeostasis［J］．Curr．Opin．Plant Biol．，2008，11(5):536－540.

［96］ Liu C M，Muchhal U S， Raghothama K G．Differential expression of TPS11，a phosphate starvation-induced gene in tomato［J］．Plant Mol．Biol．，1997，33:867－874.

［97］ Burleigh S H，Harrison M J．Characterization of the Mt4 gene from Medicago truncatula［J］．Gene，1998，216:47－53.

［98］ Burleigh S H，Harrison M J．The down-regulation of Mt4－like genes by phosphate fertilization occurs systemically and involves phosphate translocation to shoots［J］．Plant Physiol．，1999，119:241－248.

［99］ Martín A C，Del Pozo J C，Iglesias J et al．Influence of cytokinins on the expression of phosphate starvation responsive genes in Arabidopsis［J］．Plant J．，2000，24:559－567.

［100］ Shin H，Shin H S，Chen R J et al．Loss of At4 function impacts phosphate distribution between the roots and the shoots during phosphate starvation［J］．Plant J．，2006，45:712－726.

［101］ Wasaki J，Yonetani R，Shinano T et al．Expression of the OsPI1 gene，cloned from rice roots using cDNA microarray，rapidly responds to phosphorus status［J］．New Phytol．，2003，158:239－248.

［102］ Baek D，Kim M C，Chun H J et al．Regulation of miR399f transcription by AtMYB2 affects phosphate-starvation responses in Arabidopsis［J］．Plant Physiol．，2012，doi:10.1104/pp．112.205922.

［103］ Zhao X，Liu X，Guo C et al．Identification and characterization of microRNAs from wheat(Triticum aestivum L．)under phosphorus deprivation［J］．J．Plant Biochem．Biotechnol．，2012，22(1):113－123.

［104］ Miura K，Rus A，Sharkhuu A et al．The Arabidopsis SUMO E3 ligase SIZ1 controls phosphate deficiency responses［J］．Proc．Natl．Acad Sci．USA，2005，102:7760－7765.

［105］ Aung K， Lin S I， Wu C C et al． pho2， a phosphate overaccumulator，is caused by a nonsense mutation in a microRNA399 target gene［J］．Plant Physiol．，2006，141:1000－1011.

［106］ Wang H，Makeen K，Yan Y et al．OsSIZ1 regulates the vegetative growth and reproductive development in rice［J］．Plant Mol．Biol．Rep．，2011，29:411－417.

［107］ Baldwin J C，Karthikeyan A S，Raghothama K G．LEPS2，a phosphorus starvation-induced novel acid phosphatase from tomato［J］．Plant Physiol．，2001，125:728－737.

［108］ Baldwin J C，Karthikeyan A S，Cao A Q et al．Biochemical and molecular analysis of the LePS2;1:a phosphate starvation induced protein phosphatase gene from tomato［J］．Planta，2008，228:273－280.

［109］ González E，Solano R，Rubio V et al．Phosphate transporter traffic facilitator1 is a plant-specific SEC12－related protein that enables the endoplasmicreticulum exitofa high-affinity phosphate transporter in Arabidopsis［J］．Plant Cell，2005，17:3500－3512.

［110］ Ticconi C A，Delatorre C A，Lahner B et al．Arabidopsis pdr2 reveals a phosphate-sensitive checkpoint in root development［J］．Plant J．，2004，37:801－814.

［111］ Ticconi C A，Lucero R D，Sakhonwasee S et al．ER－resident proteins PDR2 and LPR1 mediate the developmental response of root meristems to phosphate availability［J］．Proc．Natl．Acad Sci．USA，2009，106:14174－14179.

［112］ Svistoonoff S，Creff A，Reymond M et al．Root tip contact with low-phosphate media reprograms plant root architecture［J］．Nat．Genet．，2007，39:792－796.

［113］ Jain A，Poling M D，Karthikeyan A S et al．Differential effects of sucrose and auxin on localized phosphate deficiency-induced modulation of different traits of root system architecture in Arabidopsis［J］．Plant Physiol．，2007，144:232－247.

［114］ Zakhleniuk O V，Raines C A，Lloyd J C．pho3:a phosphorusdeficient mutant of Arabidopsis thaliana(L．)Heynh［J］．Planta，2001，212:529－534.

［115］ Lloyd J C， Zakhleniuk O V． Responses of primary and secondarymetabolism to sugaraccumulation revealed by microarray expression analysis of the Arabidopsis mutant，pho3［J］．J．Exp．Bot．，2004，55:1221－1230.

［116］ Lei M，Liu Y，Zhang B et al．Genetic and genomic evidence that sucrose is a global regulator of plant responses to phosphate starvation in Arabidopsis［J］．Plant Physiol．，2011，156:1116－1130.

［117］ Yu B，Xu C，Benning C．Arabidopsis disrupted in SQD2 encoding sulfolipid synthase is impaired in phosphate-limited growth［J］．Proc．Natl．Acad Sci．USA，2002，99:5732－5737.

［118］ NakamuraY， AwaiK， Masuda T etal． A novel phosphatidylcholine-hydrolyzing phospholipase C induced by phosphate starvation in Arabidopsis［J］．J．Biol．Chem．，2005，280:7469－7476.

［119］ Gaude N，Nakamura Y，Scheible W et al．Phospholipase C5(NPC5)is involved in galactolipid accumulationduring phosphate limitation in leaves of Arabidopsis［J］．Plant J．，2008，56:28－39.

［120］ Li M，Welti R，Wang X．Quantitative profiling of Arabidopsis polar glycerolipids in response to phosphorus starvation．Roles of phospholipases DZ1 and DZ2 in phosphatidylcholine hydrolysis and digalactosyldiacylglycerolaccumulation in phosphorusstarved plants［J］．Plant Physiol．，2006，142:750－761.

［121］ Dionisio G，Madsen C K，Holm P B et al．Cloning and characterization of purple acid phosphatase phytases from wheat，barley，maize，and rice［J］．Plant Physiol．，2011，156:1087－1100.

［122］ Li C，Gui S，Yang T et al．Identification of soybean purple acid phosphatase genes and their expression responses to phosphorus availability and symbiosis［J］．Ann．Bot．，2012，109(1):275－285.

［123］ Robinson W D，Park J，Tran H T et al．The secreted purple acid phosphatase isozymes AtPAP12 and AtPAP26 play a pivotal role in extracellular phosphate-scavenging by Arabidopsis thaliana［J］．J．Exp．Bot．，2012，63:6531－6542.

［124］ Vance C P．Quantitative trait loci，epigenetics，sugars，and microRNAs:quaternaries in phosphate acquisition and use［J］．Plant Physiol．，2010，154:582－588.

［125］ Reymond M，Svistoonoff S，Loudet O et al．Identification of QTL controlling root growth response to phosphate starvation in Arabidopsis thaliana［J］．Plant Cell Environ．，2006，29:115－125.

［126］ Wissuwa M，Yano M，Ae N．Mapping of QTLs for phosphorusdeficiency tolerance in rice(Oryza sativa L．)［J］．Theor．Appl．Genet．，1998，97:777－783.

［127］ Wissuwa M，Wegner J，Ae N et al．Substitution mapping of Pup1:a major QTL increasing phosphorus uptake of rice from a phosphorus-deficient soil［J］．Theor．Appl．Genet．，2002，105:890－897.

［128］ Ming F，Zheng X W， Mi G H et al． Identification of quantitative trait loci affecting tolerance to low phosphorus in rice(Oryza Sativa L．)［J］．Chin．Sci．Bull．，2000，45:520－524.

［129］ Zhu J M，Kaeppler S M，Lynch J P．Mapping of QTL controlling root hair length in maize(Zea mays L．)under phosphorus deficiency［J］．Plant Soil，2005，270:299－310.

［130］ Chen J，Xu L，Cai Y et al．QTL mapping of phosphorus efficiency and relative biologic characteristics in maize(Zea mays L．)at two sites［J］．Plant Soil，2008，313:251－266.

［131］ Hochholdinger F，Tuberosa R．Genetic and genomic dissection of maize root development and architecture［J］．Curr．Opin．Plant Biol．，2009，12:172－177.

［132］ Liao H，Yan X L，Rubio G et al．Genetic mapping of basal root gravitropism and phosphorus acquisition efficiency in common bean［J］．Funct．Plant Biol．，2004，31:959－970.

［133］ Yan X L，Liao H，Beebe S E et al．QTL mapping of root hair and acid exudation traits and their relationship to phosphorus uptake in common bean［J］．Plant Soil，2004，265:17－29.

［134］ Li Y D，Wang Y J，Tong Y P et al．QTL Mapping of phosphorus deficiency tolerance in soybean(Glycine max L．Merr．)［J］．Euphytica，2005，142:137－142.

［135］ Liang Q，Cheng X，Mei M et al．QTL analysis of root traits as related to phosphorus efficiency in soybean［J］．Ann．Bot．，2010，106:223－234.

［136］ Su J Y，Xiao Y M，Li M et al．Mapping QTLs for phosphorusdeficiency tolerance at wheat seedling stage［J］．Plant Soil，2006，281:25－36.

［137］ Su J Y，Zheng Q，Li H W et al．Detection of QTL for phosphorus use efficiency in relation to agronomic performance in wheatgrown underphosphorussufficientand limited conditions［J］．Plant Sci．，2009，176:824－836.

［138］ Gahoonia T S，Nielsen N E．Root traits as tools for creating phosphorus efficient crop varieties［J］．Plant Soil，2004，260:47－57.

［139］ Hammond J P，Broadley M R，White P J et al．Shoot yield drives phosphorus use efficiency in Brassica oleracea and correlates with root architecture traits［J］．J．Exp．Bot．，2009，60:1953－1968.

［140］ Zhao J J，Jamar D C L，Lou P et al．Quantitative trait loci analysis of phytate and phosphate concentrations in seeds and leaves of Brassica rapa［J］．Plant Cell Environ．，2008，31:887－900.

［141］ Hammond J P，Mayes S，Bowen H C et al．Regulatory hotspots are associated with plant gene expression under varying soil phosphorus(P)supply in Brassica rapa［J］．Plant Physiol．，2011，156:1230－1241.

［142］ Yang M，Ding G D，Shi L et al．Quantitative trait loci for root morphology in response to low phosphorus stress in Brassica napus［J］．Theor．Appl．Genet．，2010，121:181－193.

［143］ Yang M，Ding G D，Shi L et al．Detection of QTL for phosphorus efficiency at vegetative stage in Brassica napus［J］．Plant Soil，2011，339:97－111.

［144］ Ding G，Zhao Z，Liao Y et al．Quantitative trait loci for seed yield and yield-related traits，and their responses to reduced phosphorus supply in Brassica napus［J］．Ann．Bot．，2012，109:747－759.

［145］ Shi L，Shi T，Broadley M R et al．High-throughput root phenotyping screens identify genetic loci associated with root architectural traits in Brassica napus under contrasting phosphate availabilities ［J］． Ann． Bot．， 2012， doi:10.1093/aob/mcs245.

［146］ Heuer S，Lu X，Chin J H et al．Comparative sequence analyses of themajor quantitative trait locus Phosphorus uptake 1(Pup1)reveal a complex genetic structure［J］．Plant Biotechnol．J．，2009，7:456－471.

［147］ Chin J H，Haefele S M，Gamuyao R et al．Development and application of gene based markers for the major rice QTL phosphorus uptake 1［J］．Theor．Appl．Genet．，2010，120:1073－1086.

［148］ Chin J H，Gamuyao R，Dalid C et al．Developing rice with high yield under phosphorus deficiency:Pup1 sequence to application［J］．Plant Physiol．，2011，156:1202－1216.

［149］ Gamuyao R，Chin J H，Pariasca-Tanaka J et al．The protein kinase Pstol1 from traditionalrice confers tolerance of phosphorus deficiency［J］．Nature，2012，488:535－539.

［150］ Fageria N K，Baligar V C，Li Y C．The role of nutrient efficient plants in improving crop yields in the twenty first century［J］．J．Plant Nutr．，2008，31:1121－1157.

［151］ Yan X，Wu P，Ling H et al．Plant nutriomics in China:an overview［J］．Ann．Bot．，2006，98:473－482.

［152］ Yang G，Ding G，Shi L et al．Characterization of phosphorus starvation-induced gene BnSPX3 in Brassica napus［J］．Plant Soil，2012，350:339－351.