金夢婷，朱 亮1,,3，朱 彧，潘興華,5

(1：河海大學(xué)淺水湖泊綜合治理與資源開發(fā)教育部重點實驗室，南京 210098) (2：河海大學(xué)環(huán)境學(xué)院，南京 210098) (3：河海大學(xué)水利工程科學(xué)與水文水資源國家重點實驗室，南京 210098) (4：河海大學(xué)港口海岸與近海工程學(xué)院，南京 210098) (5：南京大學(xué)鹽城環(huán)保技術(shù)與工程研究院,鹽城 224000)

城市緩流水體生物膜群落與環(huán)境因子響應(yīng)關(guān)系*

金夢婷2，朱 亮1,2,3**，朱 彧4，潘興華2,5

(1：河海大學(xué)淺水湖泊綜合治理與資源開發(fā)教育部重點實驗室，南京 210098) (2：河海大學(xué)環(huán)境學(xué)院，南京 210098) (3：河海大學(xué)水利工程科學(xué)與水文水資源國家重點實驗室，南京 210098) (4：河海大學(xué)港口海岸與近海工程學(xué)院，南京 210098) (5：南京大學(xué)鹽城環(huán)保技術(shù)與工程研究院,鹽城 224000)

以南京市秦淮河、石頭城護(hù)城河、烏龍?zhí)丁⑿浜?個水體為研究對象，采用磷脂脂肪酸(PLFA)法對城市緩流水體生物膜群落特征進(jìn)行分組研究.通過SPSS、CANOCO軟件分析水體生物膜群落與環(huán)境因子的響應(yīng)關(guān)系，結(jié)果表明：(1) 溫度及水體營養(yǎng)鹽含量的降低會導(dǎo)致水體微生物新陳代謝緩慢，微生物大量死亡.靜態(tài)水體生物膜中微生物量的變化范圍是9.16×106～2.74×108cells/g，流動水體生物膜中為1.69×107～7.77×107cells/g，靜態(tài)水體中生物量的下降趨勢比流動水體中顯著，可能是由于水體的流動加強(qiáng)了營養(yǎng)鹽在固液相之間的質(zhì)量傳遞，削弱了水體溫度及營養(yǎng)鹽含量變化對流動水體生物膜中微生物生長的影響程度.(2) 功能菌群G-、G+、真菌是微生物菌群的主要成分，3者比重為：G->真菌>G+.隨溫度的降低(T≥8.4℃)，靜態(tài)水體中主要功能菌群總含量變化波動較大，其波動范圍為27.41%～66.20%，流動水體中主要功能菌群總含量的變化范圍較小，為43.09%～68.25%，差異的主要貢獻(xiàn)者是G-和真菌.(3) 靜態(tài)水體中環(huán)境因子溫度、硝態(tài)氮、COD是功能菌群的主要影響因子，氮元素是流動水體中功能菌群的顯著影響因子.

生物膜；環(huán)境因子；微生物量；功能菌群

自然水體生物膜主要指水體中大量微生物以附著形式存在于表層沉積物、巖石表面以及岸帶，并以水體中的營養(yǎng)物質(zhì)為養(yǎng)分不斷地生長繁殖，通過微生物胞外聚合物對細(xì)胞的粘附、凝聚形成的，具有一定結(jié)構(gòu)的微生物膜[1-2].自然水體中，生物膜微生物對水體物質(zhì)循環(huán)及能量流動起著極其重要的作用，同時生物膜特征的變化也受水體環(huán)境因子、營養(yǎng)元素的影響[3-4].目前，有關(guān)水流條件對生物膜中微生物群落結(jié)構(gòu)的研究主要集中在特定微生境下，如Beyenal等[5]通過考察流速對生物膜的影響，指出在低流速環(huán)境條件下生長的生物膜密度低，擴(kuò)散性好，但不能抵抗高的水力剪切力；在高流速環(huán)境條件下生長的生物膜密度高，能抵抗高的水力剪切力，但擴(kuò)散性差.生物反應(yīng)器中生物膜結(jié)構(gòu)研究發(fā)現(xiàn)[6]，反應(yīng)器的結(jié)構(gòu)、水力剪切力、HRT、擾動程度、相界面湍動均會對生物膜結(jié)構(gòu)產(chǎn)生影響.樓菊青[7]在研究移動床生物膜反應(yīng)器水力特性的實驗發(fā)現(xiàn)過快的水流循環(huán)速度會造成掛膜困難甚至?xí)?dǎo)致生物膜大量脫落，從而降低反應(yīng)器效率.Celmer等[8]發(fā)現(xiàn)增大攪拌強(qiáng)度能夠提高反硝化細(xì)菌的活性，使反硝化速率增大，隨著生物膜反應(yīng)器運(yùn)行時間變化，反應(yīng)器內(nèi)微生物的豐度和種群變化也發(fā)生改變.田鑫等[9]討論了不同水力及營養(yǎng)條件對沼澤紅假單胞菌生物膜表面覆蓋率、膜厚、干重和密度的影響，結(jié)果表明不同水力及營養(yǎng)條件對生物膜生長速率及結(jié)構(gòu)具有重要影響.而對河流水體自然生物膜中微生物群落結(jié)構(gòu)影響方面的研究甚少，因此，研究改善和提高水體生物膜適宜的水流條件不僅是當(dāng)前河流治理和保護(hù)的迫切需要，而且也是值得深入研究和探討的重要科學(xué)問題.

近年來磷脂脂肪酸(phospholipid fatty acid，PLFA)譜圖分析法[10-14]、Biolog法[15]、PCR-變性梯度凝膠電泳(DGGE)以及熒光原位雜交技術(shù)(FISH)等生物化學(xué)和分子生物學(xué)方法[16-17]對微生物群落結(jié)構(gòu)分析起了積極的推動作用.其中,PLFA技術(shù)在對技術(shù)和儀器條件要求相對較低的情況下可以確定生態(tài)環(huán)境中微生物的生物量分布,更重要的是,從磷脂類化合物的組成成分中還可以得到較完整的“存活”微生物群落在數(shù)量和結(jié)構(gòu)方面的重要信息,如真菌、革蘭氏陽性菌(G+)及革蘭氏陰性菌(G-)等微生物群落.自White等[18]最先將PLFA技術(shù)應(yīng)用于研究河口沉積物中微生物生物量的變化以來,PLFA技術(shù)已廣泛應(yīng)用于堆肥樣品、海洋沉積物和土壤微生物群落研究[10-14],但目前應(yīng)用于水體生物膜微生物群落結(jié)構(gòu)分析還鮮見報道.本文以南京市的靜態(tài)、流動水體(包括烏龍?zhí)?、石頭城護(hù)城河、玄武湖、秦淮河)為研究對象，采用PLFA法檢測、分析不同時段兩組水體生物膜微生物群落特征，探討不同水體水質(zhì)、溫度與微生物群落結(jié)構(gòu)特征之間的響應(yīng)關(guān)系，以及水流狀態(tài)對不同水體生物膜群落特征引起的差異，為水體生態(tài)修復(fù)提供依據(jù).

1 材料與方法

1.1 采樣點設(shè)置

圖1 采樣點位圖Fig.1 Satellite map of sampling sites

水樣采集遵循《水和廢水監(jiān)測分析方法》(第四版)中地表水的采集要求，采用有機(jī)玻璃水質(zhì)采樣器采集各斷面水樣，并現(xiàn)場加酸固定使pH<2，裝入塑料瓶內(nèi)運(yùn)回并貯存于冰箱內(nèi)4℃?zhèn)溆?水體生物膜采用原位采集的方法[19]，用不銹鋼利器將附著在河道巖壁上的生物膜刮入盛有微量礦物鹽溶液的塑料瓶內(nèi)，低溫保存并轉(zhuǎn)移至實驗室.并在現(xiàn)場對水體溫度(T)及溶解氧含量(DO)進(jìn)行測定，溶解氧測定采用便攜式溶解氧測定儀，儀器型號為LDOTMHQ10.

1.2 實驗方法

PLFA提取:將生物膜和沉積物樣品置于錐形瓶中，依次加入磷酸鹽緩沖溶液7.2ml、氯仿8ml、甲醇16ml，振蕩器振搖60min,靜置12h；再加入磷酸鹽緩沖溶液7.2ml、氯仿8ml，振搖30min，靜置過夜；離心3min(2500轉(zhuǎn)/min)分離水相、氯仿相及固體相，移出氯仿相，并用氮氣將其吹干；氯仿相過硅膠(6ml,500mg)層析柱，依次用氯仿、丙酮、甲醇洗滌層析柱，收集甲醇洗滌液，用氮氣吹干；用1ml體積比為1∶1的甲醇和甲苯混合溶液與1ml 0.2mol/L的KOH甲醇溶液溶解樣品，并在30～35℃的水浴中保溫15min，冷卻至室溫，再加2ml體積比為4∶1的正己烷、氯仿混合溶液，用乙酸將溶液定容調(diào)至中性，加2ml純水，振搖1min，去水相，取底部正己烷相進(jìn)行氣相色譜(GC)測試.

GC條件：處理后的樣品采用MIDI方法測定PLFA，用PLFA菌種鑒定系統(tǒng)測定提取的FAME.色譜條件：進(jìn)樣口250℃，檢測器300℃，載氣(氫氣)流速30ml/min.升溫程序：初始溫度170℃，以5℃/min速度升溫至260℃，維持18min，再以40℃/min的速度升溫至310℃，保持1.5min，以C19作為內(nèi)標(biāo)[23].

2 結(jié)果與討論

2.1 上覆水溫度及營養(yǎng)鹽分布

2012年9、10、11、12月分別對7個斷面進(jìn)行監(jiān)測，得到上覆水水溫、溶解氧及營養(yǎng)鹽分布情況，詳見表1和表2.根據(jù)水體流速的差異，將研究斷面分為靜態(tài)水體和流動水體，其中W1#、W2#、H#、X3#為靜態(tài)水體斷面，X1#、X2#、Q#為流動水體斷面.

表1 靜態(tài)水體不同月份上覆水環(huán)境因子變化

表2 流動水體不同月份上覆水環(huán)境因子變化

2.2 生物膜群落結(jié)構(gòu)

3.3 肘關(guān)節(jié)的應(yīng)用 肱骨外上髁炎是由于長期勞累、外傷、撕裂傷或前臂伸肌總腱部分撕傷，引起局部損傷性炎癥腫脹，刺激或擠壓神經(jīng)感受器而引起疼痛[28]。González-Iglesias等[29]對肱骨外上髁炎的攀登者進(jìn)行MWM治療，有良好的治療效果。另研究表明對肱骨外上髁患者來說MWM介入后受試者的無痛苦握力和最大握力均顯著增加[30]。

2.2.1 生物膜微生物量分布及脂肪酸組成分析 采用Sherlock MIS系統(tǒng)得出PLFA的響應(yīng)量，通過系統(tǒng)對內(nèi)標(biāo)十九烷酸甲酯的響應(yīng)量及摩爾濃度計算出各點PLFA的摩爾濃度.PLFA與生物量之間的轉(zhuǎn)換系數(shù)一般為2×104～6×104cells/pmol PLFA[18]，本文取4×104cells/pmol，計算得到各監(jiān)測點生物膜微生物總量及其變化趨勢見表3.

表3 不同水體生物膜中微生物量的變化(cells/g)

靜態(tài)水體生物膜樣品中微生物量的變化范圍為9.16×106～2.74×108cells/g，流動水體生物膜樣品中為1.69×107～7.77×107cells/g.靜態(tài)水體生物膜微生物量各月份間變化較大，且各監(jiān)測點微生物量隨著時間的變化基本呈逐漸降低的趨勢；流動水體生物膜微生物量隨月份的變化規(guī)律不明顯，X1#與X2#點的微生物量差異不大，Q#點的微生物量在10、12月有所突變；分析其與靜態(tài)水體差異的原因，可能是流動水體中水流剪切力的增加，加強(qiáng)了生物膜傳質(zhì)能力，使得生物膜微生物量保持在107的數(shù)量級.

通過對生物膜中微生物的脂肪酸檢測得到：4個水體中測得的PLFA共有91種，其中靜態(tài)水體中檢測到16種特異性的PLFA,分別是：11∶00、11∶0 anteiso、11∶0 iso 3OH、11∶0 2OH、12∶0 iso、13∶0 anteiso、14∶0 anteiso、15∶0 3OH、14∶0 3OH/16∶1 iso I、15∶1 anteiso A、16∶1 iso G、17∶1 w7c、17∶0 iso 3OH、17∶0 2OH、18∶1 w5c、20∶00，表征的主要微生物有G-和脫硫葉菌等；流動水體中檢測到9種特異性的脂肪酸，分別是：10∶0 iso、9∶0 3OH、14∶1 w5c、15∶0 2OH、16∶0 3OH、18∶1 iso H、19∶0 cyclo w10c/19w6、20∶0 iso、20∶2 w6,9c，表征的主要微生物有黃桿菌，G-和原生動物等.

2.2.2 生物膜功能菌群含量分布 PLFA分子的首官能團(tuán)和側(cè)鏈中通常隱含著樣品中微生物的類型信息.因此，PLFA技術(shù)在微生物群落組成的確定方面有很大的實用價值.不同菌種的PLFA特征譜圖不同[25]，在高度專一性基礎(chǔ)上具有多樣性，可以作為微生物群落的標(biāo)記物[24,26-27].

微生物群落的研究中，PLFA一般能定性地粗略區(qū)分G+、G-、原生動物、放線菌及真菌等，見表4.

表4 指示各種微生物類型的PLFA標(biāo)記物[28-32]

本文分別統(tǒng)計了3類可以指示功能菌群的PLFA豐度分布：G-、G+和真菌，G-包含的PLFA種類有16∶1 w9c、16∶1 w7c、16∶1 w5c、18∶1 w5c、18∶1 w7c、17∶0 cyclo、19∶0 cyclo w8c、19∶0 cyclo w10c/19w6；G+包含的PLFA種類有15∶0 iso、15∶0 anteiso、16∶0 iso、16∶0 10-methyl、15∶0 iso 3OH、17∶0 iso、17∶0 anteiso；真菌包含的PLFA種類有18∶3 w6c(6,9,12)、18∶2 w6,9c、18∶1 w9c.功能菌群豐度統(tǒng)計見圖2，各采樣點的G-含量相對比較多，真菌次之，G+最少.靜態(tài)水體與流動水體中各菌群含量呈現(xiàn)不一樣的規(guī)律.

圖2 靜態(tài)水體和流動水體功能菌群相對含量Fig.2 Content of functional bacteria in static water and running water

靜態(tài)水體中G-的含量為11.11%～46.14%，其中16∶1w7c、16∶1w5c、18∶1w7c所指示的微生物是G-的主要成分并存在于每個樣品中.在9、10、11月3個調(diào)查時段內(nèi)，真菌的含量均少于G-，真菌含量變化范圍在10.12%～26.80%之間；12月份的調(diào)查樣品中真菌的含量高于G-，真菌的變化范圍為20.92%～30.66%；3種脂肪酸中18∶2w6,9c、18∶1w9c是其含量的主要貢獻(xiàn)者.G+在3組成分中含量最少，含量為0.88%～10.38%；在統(tǒng)計的幾種脂肪酸中15∶0iso和16∶0iso是其主要成分.4個調(diào)查時段中W1#、W2#生物膜中主要功能菌群的含量呈現(xiàn)鋸齒形的變化規(guī)律，呈現(xiàn)這種變化主要是由于G-和真菌含量發(fā)生大的變化，而H#、X3#呈現(xiàn)逐漸增加的變化規(guī)律，H#的變化主要是由G-和真菌引起的，X3#的變化則主要由G-的含量大幅度增加造成的.4組水體中主要功能菌群含量的變化范圍為27.41%～66.20%.

流動水體中G-的含量變化不明顯，且各監(jiān)測點之間的含量差異也不大，含量變化范圍為24.63%～44.54%，其中16∶1w9c、16∶1w7c、16∶1w5c、18∶1w7c為G-含量的主要貢獻(xiàn)者，存在于每一個檢測樣品中，且16∶1w7c的含量居多，達(dá)到10.14%～26.19%.各調(diào)查時段內(nèi)，真菌含量基本均小于G-，含量范圍為8.44%～36.71%，隨著時間的變化，真菌的含量變化規(guī)律不明顯.G+含量在3類主要菌群中最少，含量變化為1.63%～9.70%，貢獻(xiàn)率較大的脂肪酸為15∶0iso，隨著季節(jié)的變化，G+的含量有所降低.4個調(diào)查時段內(nèi)，流動水體的主要功能菌群量變化波動不大，變化范圍為43.09%～68.25%.

2.3 生物膜群落結(jié)構(gòu)與環(huán)境因子的響應(yīng)關(guān)系

*表示在0.05水平(雙側(cè))上顯著相關(guān),**表示在0.01水平(雙側(cè))上顯著相關(guān).

2.3.2 生物膜功能菌群與環(huán)境因子的響應(yīng)關(guān)系 將水環(huán)境營養(yǎng)要素作為環(huán)境變量、PLFA種類數(shù)據(jù)代表微生物群落主要功能菌群組成信息，利用CANOCO for windows 4.5對靜態(tài)水體、流動水體采樣斷面環(huán)境營養(yǎng)要素與微生物主要功能菌群進(jìn)行冗余分析，分析結(jié)果見圖3.圖中，箭頭分別表示各指標(biāo)沿程增加的方向，PLFA指標(biāo)標(biāo)線與環(huán)境因子標(biāo)線之間夾角的余弦值為兩者間的相關(guān)性大小，投影方向與環(huán)境因子標(biāo)線方向一致表示呈正相關(guān)，方向相反則為負(fù)相關(guān)，物種箭頭長度表示的是在排序空間內(nèi)的物種變化量的比例，環(huán)境因子箭頭標(biāo)線的長短表示其對于PLFA群落結(jié)構(gòu)影響程度的大小.

3 結(jié)論

1) 在調(diào)查月份中，水體溫度逐月降低，使得水體微生物新陳代謝緩慢，生長、繁殖能力下降，由于上覆水營養(yǎng)鹽濃度降低，微生物可吸收利用的物質(zhì)減少，大量微生物死亡，致使靜態(tài)水體中生物膜微生物量不斷減少，微生物數(shù)量級從108降低到106.流動水體微生物量與水體溫度、上覆水營養(yǎng)鹽沒有顯著的響應(yīng)關(guān)系，而水流剪切力的增加，加強(qiáng)了生物膜傳質(zhì)能力，使得流動水體生物膜微生物量保持在107的數(shù)量級.

2) 在調(diào)查水體中，功能菌群(G-、G+、真菌)含量可達(dá)到微生物總量的27.41%以上，其中G-比重相對較大，真菌次之，革蘭氏陽性菌(G+)最小.隨著溫度的降低，靜態(tài)水體中功能菌群的總含量波動較大，其波動范圍為27.41%～66.20%，而流動水體中功能菌群的總含量波動較小，在43.09%～68.25%之間，差異的主要貢獻(xiàn)者為G-和真菌.G-中脂肪酸16∶1 w7c/161 w6c、16∶1 w5c的含量較多，G+中脂肪酸15∶0iso是其主要成分，而18∶2 w6,9c/18∶0 ante、18∶1 w9c是真菌含量的主要貢獻(xiàn)者.

[1] 付長營,方 濤,鄧南圣.天然水體中生物膜對水環(huán)境中磷的生物地球化學(xué)過程影響.地球科學(xué)與環(huán)境學(xué)報,2006,28(3):97-101.

[2] 黃敏婷,陸 春.生物膜胞外聚合物的檢測技術(shù)與功能的研究進(jìn)展.微生物學(xué)雜志，2010,30(6)：82-85.

[3] Hoellein TJ, Arango CP, Yana Z. Spatial variability in nutrient concentration and biofilm nutrient limitation in an urban watershed.Biogeochemistry, 2011,106(2):265-280.

[4] 李 魚,董德明,劉 亮等.自然水體生物膜及其在水環(huán)境中的作用.環(huán)境科學(xué)動態(tài),2004,(4):16-19.

[5] Beyenal H, Lewandowski Z. Internal and external mass transfer in biofilms grown at various flow velocities.BiotechnologyProgress, 2008,18(1):55-61.

[6] Mudliar S, Banerjee S, Vaidya A. Steady state model for evaluation of external and internal mass transfer effects in an immobilized biofilm.BioresourceTechnology, 2008,99(9):3468-3474.

[7] 樓菊青.新型移動床生物膜反應(yīng)器水力特性的研究.環(huán)境科學(xué)與技術(shù),2007,30(9):31-35.

[8] Celmer D, Oleszkiewicz JA, Cicek N. Impact of shear force on the biofilm structure and performance of a membrane biofilm reactor for tertiary hydrogen-driven denitrification of municipal wastewater.WaterResearch, 2008,42:3057-3065.

[9] 田 鑫,廖 強(qiáng),黨 楠等.營養(yǎng)及水力條件影響光合細(xì)菌生物膜生長特性實驗.中國生物工程雜志,2009,29(4):67-72.

[10] Medeiros PM. Fernandes MF, Dick RPetal. Seasonal variations in sugar contents and microbial community in a ryegrass soil.Chemosphere, 2006,65(5):832-839.

[11] Hackl E,Pfeffer M, Donat Cetal. Cpmposition of the microbial communities in the mineral soil under different types of nature forest.SoilBiologyandBiochemistry, 2005,37(4):661-671.

[12] PuglisI E,Nicelli M, Capri Eetal. A soil slteration index based on phospholipid fatty acid.Chemosphere, 2005,6(11)：1548-1557.

[13] Crdovakrelyos AL, Cao Y,Green PGetal. Diversity, composition, and geographical distribution of microbial communities in California salt marsh sediments.AppliedandEnvironmentalMicrobiology, 2006,72(5):3357-3366.

[14] Syakti AD,Mazzella N, Nerini Detal. Phospholipid fatty acid of a marine sedimentary microbial community in a laboratory microcosm:response to petroleum hydrocarbon contamination.OrganicGeochemistry, 2006,37(11):1617-1628.

[15] Mondini C,Insam H. Community level physiological profiling as a tool to evaluate compost maturnity: a kinetic approach.EuropeanJournalofSoilBiology, 2003,39(3):141-148.

[16] Green SJ,Michejr FC,Hadar Yetal. Similarity of bacterial communities in sawdust-and straw-amend cow manure composts.FEMSMicrobiologyLetters, 2004,233(1):115-123.

[17] Cahyani VR, Matsuya K, Asakawa Setal. Succession and phylogenetic profile of eukaryotic communities in the composting process of rice straw estimated by PCR-DGGE analysis.BiologyandFertilityofSoils, 2004,40(5):334-344.

[18] White DC, Davis WM, Nickels JSetal. Determination of the sedimentary microbial biomass by extractible lipid phosphate.Oecologia,1979,40:51-62.

[19] Behra R, Landwehrjohann R, Vogal Letal. Copper and zinc content of periphyton from two rivers as a function of dissolved metal concentration.AquaticSciences,2002,64(3):300-306.

[20] 朱 亮,孫凌宇,儲如花等.城市納污河流沉積物微生物群落結(jié)構(gòu)特征.水科學(xué)進(jìn)展,2013,24(1):132-137.

[21] 陳開林,陳開梅.麝香草酚比色法檢測硝酸鹽的改進(jìn).海峽預(yù)防醫(yī)學(xué)雜志,2004,10(3):49-50.

[22] Buyer JS, Sasser M. High throughput phospholipid fatty acid analysis of soils.AppliedSoilEcology, 2012，61:127-130.

[23] Liu Y, Yao H, Huang C. Assessing the effect of air-drying and storage on microbial biomass and community structure in paddy soils.PlantandSoil, 2009,317:213-221.

[24] Tunlid A, Baird BH, Trexler MBetal. Determination of phospholipids ester-linked fatty acid and poly β-hydroxybutyrate for the stimulation of bacterial biomass and activity in the rhizosphere of the rape plantBrassicanapus(L.).Microbiol,1985,31(12):1113-1119.

[25] Marschner P. Soil microbial community structure and function assessed by FAME, PLFA and DGGE-Advantages and limitations.SoilBiology,2007,11:181-200.

[26] Guezennec J, Ortega-Morales O, Raguenes Getal. Bacterial colonization of artificial substrate in the vicinity of deep-sea hydrothermal vents.FEMSMicrobiologyEcology,1998,26:89-99.

[27] Tunlid A, White DC. Biochemical analysis of biomass, community structure, nutritional status, and metabolic activity of microbial communities in soil.SoilBiochemistry,1992,7:229-262.

[28] Leckie SE. Methods of microbial community profiling and their application to forest soils.ForestEcologyandManagement,2005,220:88-106.

[29] Kucera JM, Dick RP. PLFA profiling of microbial community structure and seasonal shifts in soils of a douglas-fir chronosequence.MicrobialEcology,2008,55: 500-511.

[30] Heike Rutter. Phospholipid analysis as a tool to study complex microbial communities in marine sediments.JournalofMicrobiologicalMethods,2002,48:149-160.

[31] Liu Y, Yao H, Huang C. Assessing the effect of air-drying and storage on microbial biomass and community structure in paddy soils.PlantandSoil,2009,317:213-221.

[32] Mentzer JL, Goodman RM, Balser TC. Microbial response over time to hydrologic and fertilization treatments in a simulated wet prairie.PlantandSoil,2006,284:85-100.

[33] 朱 亮,趙林多,劉 鋼等.大運(yùn)河沉積微生物群落結(jié)構(gòu)特征分析.中國礦業(yè)大學(xué)學(xué)報,2010,39(2):295-301.

[34] 吳愉萍.基于磷脂脂肪酸(PLFA)分析技術(shù)的土壤微生物群落結(jié)構(gòu)多樣性的研究[學(xué)位論文].杭州:浙江大學(xué),2009.

[35] 王亞芬.應(yīng)用磷脂脂肪酸技術(shù)解析人工濕地微生物群落結(jié)構(gòu)的研究[學(xué)位論文].北京:中國科學(xué)院研究生院,2007.

Relationship between the biofilm microbial communities and the environmental factors of municipal slow-flow water

JIN Mengting2, ZHU Liang1,2,3, ZHU Yu4& PAN Xinghua2,5

(1:KeyLaboratoryofIntegratedRegulationandResourceDevelopmentonShallowLakes,MinistryofEducation,HohaiUniversity,Nanjing210098,P.R.China)(2:CollegeofEnvironment,HohaiUniversity,Nanjing210098,P.R.China)(3:StateKeyLaboratoryofHydrology-waterResourcesandHydraulicEngineering,HohaiUniversity,Nanjing210098,P.R.China)(4:CollegeofHarbour,CoastalandOffshoreEngineering,HohaiUniversity,Nanjing210098,P.R.China)(5:YanchengInstituteofEnvironmentalTechnologyandEngineering,NanjingUniversity,Yancheng224000,P.R.China)

The objective of this paper was to study the biofilm microbial communities from Qinhuai River, Stone town moat, Lake Wulong and Lake Xuanwu of Nanjing using phospholipid fatty acid (PLFA) method. (1) It was found that the decreasing of temperature and nutrients concentration led to the slowing down of the metabolism rate and even the death of microorganisms. The microbial biomass ranged from 9.16×106to 2.74×108cells/g in static water, while in running water, it ranged from 1.69×107to 7.77×107cells/g. The decline of microbial biomass in static water could be attributed to the higher transfer resistance. (2) G-, G+ and fungi mainly comprised the microbial community in the order: G->fungi>G+. As temperature decreasing (T≥8.4℃), the content of functional bacteria in static water fluctuated from 27.41% to 66.20%, while in running water it fluctuated from 43.09% to 68.25%. The difference might be caused by G- and fungi. (3) In static water, temperature, concentration of nitrate and COD largely influenced the growth of functional bacteria, while in running water the concentration of nitrogen was critical.

Biofilm; environmental factors; microbial biomass; functional bacteria

*國家水體污染控制與治理科技重大專項項目(2009ZX07317-007-04)資助.2014-02-18收稿；2014-04-11收修改稿.金夢婷(1990～)，女，碩士研究生；E-mail：jinmtciel@163.com.

**通信作者;E-mail：zhulianghhu@163.com.