范智權(quán)，孫加雷，單建偉，楊江義

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雜種偏分離的遺傳和分子機理研究進展

范智權(quán)，孫加雷，單建偉，楊江義

廣西大學(xué)生命科學(xué)與技術(shù)學(xué)院，亞熱帶農(nóng)業(yè)生物資源保護與利用國家重點實驗室，南寧 530004

雜種偏分離是指雜交后代群體在某個位點的基因型分離比偏離了預(yù)期的孟德爾分離比例的一種現(xiàn)象，是來自不同雜交親本基因之間的不兼容性所致。功能缺失型和功能獲得型的基因間互作都可以導(dǎo)致雜種偏分離，其中前者的機理比較簡單，即缺陷型的基因組合導(dǎo)致原有功能喪失而造成細胞死亡。功能獲得型雜種偏分離系統(tǒng)是由多基因控制的遺傳系統(tǒng)，包含兩個基本成分：殺手(killer)因子和護衛(wèi)(protector)因子，此外還有增強子(enhancer)、抑制基因(repressor)等修飾因子。功能獲得型雜種偏分離有通用的遺傳模型：具有傳遞優(yōu)勢的單倍型含有高活性的killer+和protector+；傳遞劣勢的單倍型含有低活性的killer-和protector-；中性的單倍型(廣親和型)則含有killer-和protector+。該系統(tǒng)通過killer和protector間的緊密連鎖、修飾因子的積累等途徑得以在自然選擇中保存下來。盡管不同功能獲得型雜種偏分離系統(tǒng)的遺傳機理有較高的相似性，但分子機制則大相徑庭。文章綜述了雜種偏分離的遺傳和分子機理以及其與雜種不育的關(guān)系，以期為后續(xù)雜種偏分離研究提供參考。

偏分離；基因互作；廣親和；生殖隔離；雜種不育

偏分離(Segregation distortion, SD)是指觀察到的基因型分離比偏離孟德爾分離比的一種現(xiàn)象[1]。偏分離現(xiàn)象廣泛存在于生物界，是生物進化的主要動力之一[2]。宋憲亮等[3]從偏分離的表現(xiàn)、特征、原因、機制、其對遺傳作圖的影響及克服方法等方面分析了植物中的偏分離研究進展，并指出了目前植物偏分離研究中存在的問題，為在植物偏分離方面的研究提供了參考。根據(jù)來源，偏分離現(xiàn)象可分為雜種偏分離和非雜種偏分離兩種類型。由于雜種中不同類型配子選擇性敗育、配子生存能力差異等原因[4]使得雜種后代基因型比例偏離孟德爾分離比，從而導(dǎo)致了雜種偏分離。在基因水平上，雜種偏分離是由兩親本基因之間的不兼容性所致，受多基因控制。而非雜種偏分離不是由雜交導(dǎo)致的，如配子體發(fā)育關(guān)鍵基因的突變導(dǎo)致的偏分離(突變型和野生型配子的生存或傳遞能力有差異)等，可由單基因控制。導(dǎo)致非雜種偏分離的原因多種多樣，一般缺乏系統(tǒng)的研究。以果蠅和小鼠偏分離系統(tǒng)為代表的雜種偏分離已研究得較為清楚[5, 6]，是偏分離研究的范例。近年來植物雜種偏分離研究也取得了較大進展，其中較有代表性的是Yang等[7]報道的水稻雜種偏分離系統(tǒng)。本文就雜種偏分離的遺傳機理、分子機制以及其與雜種不育的關(guān)系進行了扼要介紹，以期為后續(xù)雜種偏分離研究提供參考。

1 雜種偏分離現(xiàn)象

雜種偏分離(Segregation distortion of hybrid progeny)是指雜交后代群體在某個位點的基因型分離比偏離預(yù)期的孟德爾遺傳分離比的一種現(xiàn)象[1,8]。在遠緣(如種間、亞種間)雜交中雜種偏分離尤其常見[9,10]。

如果某種基因型配子在世代間的傳遞能力高于(或低于)其他基因型的配子(即不滿足孟德爾遺傳分離的前提條件)，則在其后代中各基因型個體所占比例不符合孟德爾比例，出現(xiàn)偏分離現(xiàn)象。導(dǎo)致雜種偏分離的原因有多種，如配子生存能力差異、配子的受精機會差異、后代合子存活力差異、選擇性受精、后代合子選擇等[1,3,4,8,11]，其中主要原因是不同配子的生存或競爭能力的差異。

一般來說雙親遺傳距離越遠雜種偏分離越嚴重。Kianian等[12]用3個種內(nèi)F2群體和1個種間F2群體進行了遺傳作圖研究，發(fā)現(xiàn)種間F2群體中59%的標記出現(xiàn)嚴重偏分離，而種內(nèi)F2群體只有7%的標記出現(xiàn)嚴重偏分離。

在自然界中，雜種偏分離現(xiàn)象普遍存在。如黑腹果蠅()的偏分離系統(tǒng)、小鼠()中的單倍型偏分離系統(tǒng)[1,8,13]，以及水稻(L.)秈/粳亞種間雜交中出現(xiàn)的偏分離現(xiàn)象[14]等。

2 雜種偏分離的類型

雜種偏分離是由基因互作所致[1, 8]。根據(jù)基因互作導(dǎo)致的功能變化，可以將基因互作分為功能缺失型和功能獲得型兩種類型。導(dǎo)致原有功能喪失的基因互作稱為功能缺失型基因互作，而導(dǎo)致新功能出現(xiàn)的基因互作則稱為功能獲得型基因互作。功能缺失型基因互作導(dǎo)致的雜種偏分離(簡稱功能缺失型雜種偏分離)是指雜種后代中某些基因組合方式導(dǎo)致原有功能(雜交親本中有此功能)喪失并進而導(dǎo)致該類型配子敗育而引起的偏分離(圖1B)，其遺傳和分子機制相對簡單(兩個或多個功能缺失型突變基因組合在一起而導(dǎo)致原有功能的喪失)。水稻重復(fù)隱性雄配子致死基因和導(dǎo)致的偏分離[15,16]都屬于功能缺失型雜種偏分離。而功能獲得型基因互作導(dǎo)致的雜種偏分離(簡稱功能獲得型雜種偏分離)是指雜種后代中某些基因組合方式導(dǎo)致新功能(雜交親本中無此功能)的出現(xiàn)并進而導(dǎo)致配子敗育而引起的偏分離(圖1A)，其遺傳和分子機制比較復(fù)雜。

鑒于功能缺失型雜種偏分離的機理(圖1B)比較簡單且易于理解，本文將重點闡述功能獲得型雜種偏分離的遺傳和分子機理。

圖1 基因互作導(dǎo)致偏分離的模式圖

A：功能獲得型偏分離。K/K1/K2為killer，P/P1/P2為protector，K1弱作用于P1而強作用于P2，最終導(dǎo)致含P2的配子敗育；K2對P1和P2都是弱作用。B：功能缺失型偏分離。當配子攜帶的都是功能缺失的突變基因時，配子敗育。

3 功能獲得型雜種偏分離系統(tǒng)的遺傳和分子機理研究

功能獲得型雜種偏分離已在動物、植物和微生物中被發(fā)現(xiàn)，其中研究得最為清楚的是黑腹果蠅和小鼠的雜種偏分離[1,8,17]。近年來，水稻雜種偏分離研究也取得了較大進展[5,18]。已發(fā)表的雜種偏分離系統(tǒng)大多為控制雄配子的偏分離系統(tǒng)[1,8,18]，Yang等[5]報道的水稻位點是第一個已克隆的控制雌配子的雜種偏分離系統(tǒng)。

3.1 黑腹果蠅雜種偏分離系統(tǒng)

3.1.1 黑腹果蠅雜種偏分離的遺傳機制

位于黑腹果蠅第2染色體上的系統(tǒng)是雜種偏分離的典型代表。自1956年Yuichiro發(fā)現(xiàn)黑腹果蠅的眼色遺傳具有偏分離現(xiàn)象[6]以來，人們對其開展了廣泛研究。黑腹果蠅雜種偏分離是一個多組分系統(tǒng)，主要包括兩個緊密連鎖的基因(圖2)：(1)致畸基因()：是果蠅雜種偏分離系統(tǒng)中最關(guān)鍵的基因，包括和Sd兩種等位基因。相對于野生型Sd是一個突變基因，它是導(dǎo)致偏分離的前提條件，缺失掉染色體上的等位基因，偏分離會完全消失[6]。(2)應(yīng)答基因()：的靶標基因，由富含AT的120 bp串聯(lián)重復(fù)序列組成，包括Rsp(不敏感型)和Rsp(敏感型)兩種等位基因。串聯(lián)重復(fù)序列的拷貝數(shù)決定了對的敏感性，拷貝數(shù)越多敏感性越強。其中不敏感型Rsp具有100~200個拷貝，而敏感型Rsp具有700個左右的拷貝[19]。除了和外，在染色體上還存在一些其他的修飾基因，包括增強子、改性基因和穩(wěn)定劑基因。這些修飾基因共同協(xié)助的作用，增強偏分離程度。如果將這些修飾基因從染色體上敲除，導(dǎo)致的偏分離會減弱。

圖2 果蠅雜種偏分離模式圖(參考文獻[6]并修改)

: segregation distorter，Rsp: insensitive responder，Rsp: sensitive responder。反式作用于導(dǎo)致攜帶敏感型Rsp的+精子敗育。

和基因組成了果蠅雜種偏分離系統(tǒng)的核心。當與+通過雜交組合在一起時，反式作用于Rsp，使攜帶+染色體的精子敗育。所以在/+雜合雄果蠅中，帶有Rsp的配子可以傳遞到后代，而帶有Rsp的配子則不能傳遞到后代。使得雜合雄性個體(/+)中超過95%的配子為型配子[6]。典型的SD+染色體(含Sd)帶有敏感的應(yīng)答基因Rsp，而所有的染色體(含)和極少數(shù)的+染色體(含Sd)帶有不敏感的應(yīng)答基因Rsp[1,8,20]。

3.1.2 黑腹果蠅雜種偏分離的分子機制

果蠅的雜種偏分離是由基因編碼的Sd-RanGAP蛋白與Rsp相互作用所致[21]。RanGAP蛋白位于細胞質(zhì)，具有酶的活性，能水解Ran-GTP得到Ran-GDP。正常情況下，細胞核內(nèi)外的Ran-GTP和Ran-GDP總濃度維持動態(tài)平衡。其中細胞核內(nèi)Ran-GTP的濃度較高，細胞質(zhì)內(nèi)Ran-GDP的濃度較高，核膜內(nèi)外的Ran-GTP/Ran-GDP濃度梯度對核運輸至關(guān)重要[22]。在正常的Ran-GTP/Ran-GDP濃度梯度下，核運輸正常，染色質(zhì)修飾因子通過核運輸進入到細胞核濃縮染色質(zhì)，精細胞正常發(fā)育[22]。在果蠅雜種偏分離系統(tǒng)中，基因編碼的Sd-RanGAP是一個截短的RanGAP蛋白，缺少準確定位的結(jié)構(gòu)域，會錯誤定位到細胞核[21,22]。Sd-RanGAP在核內(nèi)將Ran-GTP水解為Ran- GDP，不恰當?shù)脑黾恿撕藘?nèi)Ran-GDP的濃度，打破了核膜兩側(cè)原有的Ran-GTP/Ran-GDP濃度梯度，核運輸被破壞，染色質(zhì)修飾因子不能進入到細胞核完成染色質(zhì)凝聚，精細胞不能正常發(fā)育[6,22]。

目前有3種Sd-RanGAP和相互作用方式的分子模型：(1)Sd-RanGAP與直接互作[21,23]。該模型中Sd-RanGAP能與直接結(jié)合。由于Rsp具更多的拷貝而能夠與較多的Sd-RanGAP結(jié)合，破壞了+型配子核膜兩側(cè)的Ran-GTP/Ran-GDP濃度梯度，導(dǎo)致核運輸功能異常，使得染色質(zhì)修飾因子不能進入到細胞核內(nèi)完成染色質(zhì)的濃縮，所以+型精細胞功能異常。(2)Sd-RanGAP與間接互作[21,23]。Sd-RanGAP會破壞所有精細胞的Ran-GTP/Ran-GDP濃度梯度，但是攜帶Rsp的精細胞比攜帶Rsp的精細胞具有更多的拷貝，對此種濃度梯度的改變更為敏感。最終Rsp位點結(jié)合有限的染色質(zhì)修飾因子，而Rsp位點可以募集大量的染色質(zhì)修飾因子而阻止了染色質(zhì)的正常濃縮[21,23]，引起+型精細胞功能異常。(3)RNAi模型。能夠產(chǎn)生重復(fù)相關(guān)的小片段干涉RNA(Repeat-associated small interfering RNAs, rasiRNA)[24]。rasiRNA由細胞核運出到細胞質(zhì)與蛋白質(zhì)結(jié)合形成核糖核蛋白復(fù)合體(RNP complexes)后再返回細胞核參與減數(shù)分裂后的染色質(zhì)重塑[25,26]，最終使染色質(zhì)修飾因子定位到位點，完成染色質(zhì)凝聚。當雜合雄性在精子形成過程中遭受核運輸破壞時，RNP不能有效運回核內(nèi)。Rsp受RNP缺乏的影響較Rsp更大[27,28]，結(jié)果Rsp型精細胞染色質(zhì)濃縮失敗，+型精細胞功能異常。

3.2 小鼠雜種偏分離系統(tǒng)

3.2.1 小鼠雜種偏分離的遺傳機制

1927年，小鼠復(fù)合體(-complex)被發(fā)現(xiàn)[29]。復(fù)合體位于小鼠第17號染色體上，約占基因組的1%[30]，由很多倒轉(zhuǎn)重復(fù)序列組成。單倍型(-haplotype)是復(fù)合體的變異形式。

與果蠅的偏分離系統(tǒng)一樣，小鼠的單倍型也是一個多組分系統(tǒng)，也包含distorter(T complex distorter,)和responder(T complex responder,)(圖3)。單倍型致畸基因反式作用于其受體()導(dǎo)致小鼠的雜種偏分離現(xiàn)象[8,31]。與果蠅不同的是，小鼠有1個responder(圖3中的)和至少3個distorter(圖3中的、和)[30]。雜合雄鼠可以產(chǎn)生等比例的和雄配子(即精子)，但通過損傷型精子鞭毛的功能[32,33]使得+型精子鞭毛功能異常而不能參與受精(可能是由于運動能力差)。而型精子中的Tcr能夠彌補這一損傷，使型精子的鞭毛功能正常，最終90%以上的子代含染色體[34]。此外，小鼠雜種偏分離系統(tǒng)中的3個distorter(、和)之間有加性效應(yīng)。雖然單個的distorter就可以導(dǎo)致偏分離，但distorter越多偏分離越嚴重[27]。

圖3 小鼠偏分離遺傳模式圖(參考文獻[31]并修改)

：complex distorter；Tcr：complex responder；、、反式作用于導(dǎo)致野生型精子的活性異常。

3.2.2 小鼠雜種偏分離的分子機制

通過對的圖位克隆研究得知，是一個蛋白激酶基因家族的成員，其所編碼的蛋白激酶(Smok1)是一個精子活力激酶，參與精子活力調(diào)控[35]。致畸基因和通過兩個Rho信號通路來調(diào)節(jié)Smok1活性，從而引起了小鼠偏分離[7,31]。和分別編碼產(chǎn)生Tagap1和Fgd2。在精細胞中，Tagap1通過下調(diào)Smok1的抑制通路而減少對Smok1的抑制作用，F(xiàn)gd2則通過上調(diào)Smok1的激活通路來增加Smok1的活性[36](圖4)。在單倍型中，Tagap1和Fgd2對Smok1活性的增強作用，被Tcr基因編碼的Smok1的低催化活性抵消[36]。結(jié)果型精子鞭毛功能正常，能到達卵細胞完成受精。而+型精子中，Tcr編碼的Smok1具高催化活性，經(jīng)過Tagap1和Fgd2的增強作用后Smok1過度活躍，最終+型精子鞭毛過度耗能而不能到達卵細胞，使受精失敗[36]。故而在子代中出現(xiàn)偏向于攜帶染色體的現(xiàn)象。

3.3 水稻雜種偏分離系統(tǒng)

3.3.1 水稻功能獲得型雜種偏分離遺傳研究進展

植物中也存在雜種偏分離現(xiàn)象，但與動物相比，目前在植物雜種偏分離方面的研究深度不夠。近年來在植物雜種偏分離方面有不少成果[7,37]，其中研究較為深入的是水稻亞種間的雜種偏分離[7]。

圖4 小鼠雜種偏分離分子機制模式圖

Tagap1：T-cell activation Rho GTPase-activating protein-1；Fgd2：faciogenital dysplasia-2；Smok1：sperm motility kinase-1。

水稻雜種不育及廣親和位點最初由日本學(xué)者Ikehashi等[38]報道，并將其初步定位到第6染色體上[38]。Liu等[39]最先采用RFLP分子標記對進行定位。此后Wang等[40]和Song等[41]的研究也證明了位點的存在，并明確該位點是通過引起胚囊敗育造成雜種不育，而對雄配子沒有影響。Chen等[42]在Qiu等[43]精細定位的基礎(chǔ)上最終克隆了該基因。水稻位點偏分離系統(tǒng)是一個由雌配子不育導(dǎo)致的雜種偏分離系統(tǒng)。前人的研究[38,42~44]認為位點是由一個基因?qū)е麓婆渥硬挥?，而Yang等[5]的研究表明位點的不育系統(tǒng)由緊密連鎖的3個基因組成，分別為殺手基因、幫兇基因和護衛(wèi)基因。有3種等位基因，分別是顯性的、隱性的和無功能的[42]。和都只有兩種等位基因[5]，顯性的用+表示(即和)，隱性的用-表示(即和)。基因在基因的協(xié)助下作用于基因。其中和為孢子體型的作用方式(即和對所有配子都能發(fā)揮作用)，而則是配子體型作用方式(即只能對攜帶該基因的配子起作用，不會作用于其他配子)。和共同決定了是否具有殺雌配子作用(相當于配子殺手Gamete killer)。和組成功能型gamete killer(具殺配子作用)，而其他的和等位基因組合則組成了無功能型gamete killer。決定了雌配子是否會被殺死，充當配子護衛(wèi)(Gamete protector)。帶有的雌配子不會被gamete killer殺死，而帶有的雌配子則會被殺死(圖5)。

圖5 水稻S5位點雜種偏分離遺傳模式圖

、和為位點的3個緊密連鎖基因，“+”為顯性，“-”為隱性，n為無功能型。和共同作用能殺死具的配子。

圖6 水稻S5位點雜種偏分離分子機制模式圖

ER(Endoplasmic reticulum)為內(nèi)質(zhì)網(wǎng)，PCD(Programmed cell death)為細胞程序性死亡。

與黑腹果蠅的單基因gamete killer ()和小鼠中具加性效應(yīng)的多基因組成的gamete killer(多個)不同[1,8]，像這樣由兩個非加性的基因(和)組成的gamete killer在其他物種中還未被發(fā)現(xiàn)。其非加性效應(yīng)表現(xiàn)為只有當和同時存在時才有殺配子作用，單獨的(如跟組合)或者單獨的(如跟組合)都沒有殺配子作用(圖5)。

3.3.2 水稻功能獲得型雜種偏分離的分子機制

位點偏分離涉及3個緊密連鎖的開放閱讀框—、和，它們分別被注釋為DnaK類Hsp70蛋白、功能未知蛋白和含天冬氨酸蛋白酶域的蛋白[5]。在只有(缺乏)的情況下，和的共同作用會增加內(nèi)質(zhì)網(wǎng)的折疊負擔并導(dǎo)致內(nèi)質(zhì)網(wǎng)脅迫(ER stress)。持續(xù)的內(nèi)質(zhì)網(wǎng)脅迫會造成程序性細胞死亡(Programmed cell death, PCD)提前，最終導(dǎo)致胚囊敗育[5]。當細胞中存在時，阻止了內(nèi)質(zhì)網(wǎng)脅迫，PCD正常，胚囊正常發(fā)育(圖6)。

4 功能獲得型雜種偏分離系統(tǒng)的通用遺傳模型

綜上所述，功能獲得型雜種偏分離系統(tǒng)是由多基因控制的遺傳系統(tǒng)，包含兩個基本成分：殺手因子(killer)和護衛(wèi)因子(protector)。killer為孢子體型作用方式，而protector為配子體型作用方式。此外還有增強子(enhancer)、抑制基因(repressor)等修飾因子。修飾因子出現(xiàn)與否取決于物種差異或研究材料間的遺傳分化程度。這里所說的“因子”既可以由單個基因構(gòu)成，也可由多個基因構(gòu)成。

最基本的偏分離遺傳模型為：具有傳遞優(yōu)勢的單倍型(簡稱H單倍型)含有高活性(High-activity)的殺手因子(killer+)和護衛(wèi)因子(protector+)；傳遞劣勢的單倍型(簡稱L單倍型)含有低活性(Low-activity)的殺手因子(killer-)和護衛(wèi)因子(protector-)；中性的單倍型(Neutral haplotype, 簡稱N單倍型)含有低活性的殺手因子(killer-)和高活性的護衛(wèi)因子(Protector+)。killer+有殺配子作用，而protector+則有保護配子的作用；killer-不能殺配子，protector-也不能保護配子。在水稻中，中性單倍型也稱為廣親和類型，即該類型水稻與秈粳稻雜交，雜種都可育[45]。

當H單倍型通過雜交與L單倍型組合在一起的時候，L單倍型的protector-不能抵消killer+的殺配子作用，使得L單倍型配子敗育，表現(xiàn)出雜種偏分離現(xiàn)象。當H單倍型與N單倍型組合在一起的時候，killer+仍具有殺配子活性，但是由于H和N單倍型都攜帶protector+，能夠抵抗killer+的作用，所以雜種可育。當L單倍型與N單倍型組合在一起的時候，由于沒有killer+，故不會出現(xiàn)殺配子現(xiàn)象，雜種可育。后兩種情況不會出現(xiàn)雜種偏分離現(xiàn)象，而第一種情況會由于protector-配子的選擇性敗育表現(xiàn)出雜種偏分離現(xiàn)象。

5 功能獲得型雜種偏分離系統(tǒng)的適應(yīng)機制

雜種偏分離系統(tǒng)經(jīng)過自然選擇的淘汰機制仍能夠保存下來必定存在其特定的優(yōu)勢。果蠅的雜種偏分離系統(tǒng)之所以能夠在自然選擇壓力下保留下來，有幾方面的原因。首先，一個系統(tǒng)形成的首要條件是位點和其靶位點緊密連鎖[46,47]，這種緊密連鎖保證了位點和其靶位點間的連鎖不平衡(Linkage disequilibrium, LD)。LD是指在某一群體中，不同位點的等位基因出現(xiàn)在同一條單元型上的頻率與預(yù)期的隨機頻率之間存在明顯差異的現(xiàn)象[48,49]，即群體內(nèi)不同位點等位基因間的非隨機性組合的關(guān)系。遺傳因素和非遺傳因素綜合作用決定群體的 LD水平，其中重組是降低染色體內(nèi)部連鎖不平衡強度最主要的因素[49]。由于減數(shù)分裂過程中基因會發(fā)生重組，當被重組到Rsp染色體上時，Sd-Rsp組合形成了一個“自殺式重組體”[50,51]，這樣的組合很快就被自然選擇所淘汰。所以和基因的緊密連鎖對偏分離系統(tǒng)的保存至關(guān)重要。其次，偏分離系統(tǒng)形成后與基因連鎖的各種修飾基因也參與到連鎖不平衡中，增強子輔助基因作用，而抑制子則抵抗基因的作用[47,52]。第三，位點和其修飾位點之間倒轉(zhuǎn)重復(fù)序列的增加降低了該區(qū)域染色體重組的頻率[46]。染色體重組的減少使得、和Rsp緊密連鎖，獲得進化上的優(yōu)勢。這也解釋了幾乎所有染色體的右臂或著絲粒周圍都具有一個或者更多的倒轉(zhuǎn)重復(fù)序列的事實[53]。

雖然不連鎖或者連鎖不緊密的修飾因子會降低系統(tǒng)的偏分離強度，但是每當偏分離染色體處于適應(yīng)劣勢的時候，自然選擇會偏向于保留不連鎖或者連鎖不緊密的修飾因子[54]。當有證據(jù)顯示雄性的生殖適應(yīng)性下降時，自然選擇會傾向于的非連鎖抑制因子去恢復(fù)雄性雜合體的生殖能力。所以具有抑制作用的等位基因比非抑制等位基因產(chǎn)生了更具適應(yīng)性的后代，而且會因此產(chǎn)生更多的后代。此外，在一個合適的適應(yīng)性參數(shù)、致畸動力和連鎖關(guān)系的情況下，偏分離系統(tǒng)能夠達到一個穩(wěn)定平衡的狀態(tài)[46,47,54]，即配子水平的偏分離優(yōu)勢被個體水平的適應(yīng)性劣勢中和，從而阻止了Sd-Rsp的穩(wěn)固性，結(jié)果在系統(tǒng)得以保留的同時，在同一個自然種群中Rsp和能夠同時存在[46]。這就解釋了為什么能在具有染色體的群體中發(fā)現(xiàn)高頻率的Rsp。

6 雜種不育與雜種偏分離現(xiàn)象的關(guān)系

雜種不育是一種合子后生殖隔離(Postzygotic reproductive isolation)，指兩種不同的生物雜交后能夠形成合子并發(fā)育為成熟的F1雜種，但F1代不能產(chǎn)生后代的生物學(xué)現(xiàn)象。種間或種內(nèi)的雜交后代能夠通過繼承親本的優(yōu)勢性狀，獲得一個更好的生物特性(即雜種優(yōu)勢)，在生物的進化和多樣性方面具有重要作用[55]。但是雜種不育妨礙了作物，尤其是以收獲種子為目標的作物的遠緣雜種優(yōu)勢在育種中的應(yīng)用。

從本質(zhì)上講，雜種不育和雜種偏分離現(xiàn)象是同一個問題的不同表現(xiàn)。雜種不育往往同時伴隨著偏分離現(xiàn)象[56,57]。如在水稻亞種間雜交組合中偏分離現(xiàn)象十分普遍，常與雜種不育相伴發(fā)生[57]。在秈粳雜合體中，幾乎只有攜帶秈型等位基因的雌配子可以傳遞到子代[5,58]。這意味著雜種不育源自粳型雌配子的選擇性敗育，從而在雜種后代中引起偏分離的表型。

如果不同等位基因配子的生存能力有差異，兩種具不同等位基因的親本雜交，其雜交后代中生存能力低的配子敗育，使得后代偏向于生存能力強的等位基因類型。這種由于配子差異性死亡導(dǎo)致的偏分離現(xiàn)象同時伴隨著雜種不育現(xiàn)象。而當各基因型配子同等程度死亡時，雜交后代就不會出現(xiàn)雜種偏分離現(xiàn)象，但此時則會導(dǎo)致雜種不育現(xiàn)象。由于染色體結(jié)構(gòu)或數(shù)目差異以及異常溫度等造成雌雄配子死亡而影響了雜種后代的育性，但是不會出現(xiàn)雜種偏分離現(xiàn)象。所以，出現(xiàn)雜種偏分離必定同時伴隨著雜種不育，但出現(xiàn)雜種不育不一定會出現(xiàn)雜種偏分離現(xiàn)象。由于雜種不育常常伴隨著偏分離現(xiàn)象，研究清楚偏分離的機理有助于雜種不育的機理的研究。偏分離研究可以深化人們對雜種不育的認識，為雜種不育的研究提供新的思路。以偏分離為切入點進行雜種不育的研究更有利于發(fā)掘雜種不育現(xiàn)象的根本原因和機理。

7 問題與展望

早期的雜種偏分離研究主要以果蠅和小鼠為研究對象。果蠅和小鼠作為模式物種，其大多數(shù)克隆到的偏分離相關(guān)基因都是已知功能的基因，故基因克隆之后其分子機制也就基本清楚了。但是在水稻、小麥、玉米等農(nóng)作物方面，其雜種偏分離機制研究不夠深入。雖然近年來水稻雜種偏分離研究取得了較大的進展，但與果蠅和小鼠相比，水稻作為禾本科模式植物其基因功能的研究還處于初級階段。大量的水稻基因都不知其生物學(xué)功能，這給分子機制的研究帶來了困難。同時，由于偏分離相關(guān)基因緊密連鎖，給基因的精細定位帶來了極大的困難。因此，在后續(xù)的研究中應(yīng)更注重偏分離位點的定位方法，如借助遺傳分析和比較測序等手段開展研究。這將有助于發(fā)現(xiàn)更多的偏分離位點，為遠緣雜種優(yōu)勢利用中雜種不育問題的解決提供方法，并有助于指導(dǎo)育種工作。

[1] Lyttle TW. Segregation distorters., 1991, 25: 511–557.

[2] Charlesworth B. Driving genes and chromosomes., 1988, 332(6163): 394–395.

[3] 宋憲亮, 孫學(xué)振, 張?zhí)煺? 偏分離及對植物遺傳作圖的影響. 農(nóng)業(yè)生物技術(shù)學(xué)報, 2006, 14(2): 286–292.

[4] Vogl C, Xu SZ. Multipoint mapping of viability and segregation distorting loci using molecular markers., 2000, 155(3): 1439–1447.

[5] Kusano A, Staber C, Chan HYE, Ganetzky B. Closing the (Ran)GAP on segregation distortion in., 2003, 25(2): 108–115.

[6] Bauer H, Willertbirgit J, Koschorz B. The t complex-en-coded GTPase-activating protein Tagap1 acts as a transmission ratio distorter in mice., 2005, 37(9): 969–973.

[7] Yang JY, Zhao XB, Cheng K, Du HY, Ouyang YD, Chen JJ, Qiu SQ, Huang JY, Jiang YH, Jiang LW, Ding JH, Wang J, Xu CG, Li XH, Zhang QF. A killer-protector system regulates both hybrid sterility and segregation distortion in rice., 2012, 337(6100): 1336–1340.

[8] Burt A, Trivers R. Genes in conflict: the biology of selfish genetic elements. London: Belknap Press, 2006.

[9] Whitkus R. Genetics of adaptive radiation in Hawaiian and Cook Islands species of Tetramolopium (Asteraceae). Ⅱ. Genetic linkage map and its implications for interspecific breeding barriers., 1998, 150(3): 1209–1216.

[10] Lin SY, Ikehashi H, Yanagihara S, Kawashima A. Segregation distortion via male gametes in hybrids between Indica and Japonica or wide-compatibility varieties of rice (L.)., 1992, 84(7–8): 812–818.

[11] Xu X, Li L, Dong X, Jin W, Melchinger AE, Chen S. Gametophytic and zygotic selection leads to segregation distortion throughinduction of a maternal haploid in maize.2013, 64(4): 1083–1096.

[12] Kianian SF, Quiros CF. Generation of acomposite RFLP map: linkage arrangements among various populations and evolutionary implications., 1992, 84(5–6): 544–554.

[13] Lyon MF. Transmission ratio distortion in mice., 2003, 37: 393–408.

[14] Harushima Y, Kurata N, Yano M, Naganmura Y, Sasaki T, Minobe Y, Nakagahra M. Detection of segregation distortions in anrice cross using a high-resolu-tion molecular map., 1996, 92(2): 145– 150.

[15] Yamagata Y, Yamamoto E, Aya K, Win K, Doi K, Sobrizal, Ito T, Kanamori H, Wu J, Matsumoto T, Matsuoka M, Ashikari M, Yoshimura A. Mitochondrial gene in the nuclear genome induces reproductive barrier in rice., 2010, 107(4): 1494–1499.

[16] Mizuta Y, Harushima Y, Kurata N. Rice pollen hybrid incompatibility caused by reciprocal gene loss of duplicated genes., 2010, 107(47): 20417– 20422.

[17] Flachs P, Mihola O, ?ime?ek P, Gregorová S, Schimenti JC, Matsui Y, Baudat F, de Massy B, Piálek J, Forejt J, Trachtulec Z. Interallelic and intergenic incompatibilities of the) gene in mouse hybrid sterility., 2012, 8(11): e1003044.

[18] Long YM, Zhao LF, Niu BX, Su J, Wu H, Chen YL, Zhang QY, Guo JX, Zhuang CX, Mei MT, Xia JX, Wang L, Wu HB, Liu YG. Hybrid male sterility in rice controlled by interaction between divergent alleles of two adjacent genes., 2008, 105(48): 18871–18876.

[19] Pimpinelli S, Dimitri P. Cytogenetic analysis of segregation distortion in: the cytological organization of the responder () locus., 1989, 121(4): 765–772.

[20] Presgraves DC. Does genetic conflict drive rapid molecular evolution of nuclear transport genes in?, 2007, 29(4): 386–391.

[21] Merrill C, Bayraktaroglu L, Kusano A, Ganatzky B. Truncated RanGAP encoded by thelocus of., 1999, 283(5408): 1742–1745.

[22] Kusano A, Staber C, Ganetzky B. Nuclear mislocalization of enzymatically active RanGAP causes segregation distortion in., 2001, 1(3): 351–361.

[23] Kusano A, Staber C, Ganetzky B. Segregation distortion induced by wild-type RanGAP in., 2002, 99(10): 6866–6870.

[24] Saito K, Nishida KM, Mori T, Kawamura Y, Miyoshi K. Specific association of Piwi with rasiRNAs derived from retrotransposon and heterochromatic regions in thegenome., 2006, 20(16): 2214–2222.

[25] Pal-Bhadra M, Leibovitch BA, Gandhi SG, Rao M, Bhadra U, Birchler JA, Elgin S. Heterochromatic silencing and HP1 localization inare dependent on the RNAi machinery., 2004, 303(5658): 669–672.

[26] Kavi HH, Birchler JA. Interaction of RNA polymerase II and the small RNA machinery affects heterochromatic silen-cing in., 2009, 2(1): 15.

[27] Tao Y, Masly JP, Araripe L, Ke YY, Hartl DL. A sex-ratio meiotic drive system insimulans. Ⅰ: An autosomal suppressor., 2007, 5(11): e292.

[28] Ferree P, Barbash D. Distorted sex ratios: a window into RNAi-mediated silencing., 2007, 5(11): e303

[29] Willison KR, Lyon MF. A UK-centric history of studies on the mouse-complex., 2000, 44(1): 57–63.

[30] Fraser LR, Dudley K. New insights into the-complex and control of sperm function., 1999, 21(4): 304–312.

[31] Hermann B, Nathalie V, Jürgen W, Bernhard GH. The-complex-encoded guanine nucleotide exchange factor Fgd2 reveals that two opposing signaling pathways promote transmission ratio distortion in the mouse., 2007, 21(2): 143–147.

[32] Katz DF, Erickson RP, Nathanson M. Beat frequency is bimodally distributed in spermatozoa from T/t mice., 1979, 210(3): 529–535.

[33] Olds-Clarke P, Johnson LR.haplotypes in the mouse compromise sperm flagellar function., 1993, 155(1): 14–25.

[34] Ardlie K. Putting the brake on drive: meiotic drive ofhaplotypes in natural populations of mice., 1998, 14(5): 189–193.

[35] Herrmann BG, Koschorz B, Wertz K, Mclaughlin KJ, Kispert A. A protein kinase encoded by thecomplex responder gene causes non-mendelian inheritance., 1999, 402(6758): 141–146.

[36] Véron N, Bauer H, Wei?e AY, Lüder G, Werber M, Herrmann BG, Martin Werber B. Retention of gene products in syncytial spermatids promotes non-Mendelian inheritance as revealed by the., 2009, 23(23): 2705–2710.

[37] Macaya-Sanz D, Suter L, Joseph J, Barbará T, Alba N, González-Martínez SC, Widmer A, Lexer C. Genetic analysis of post-mating reproductive barriers in hybridizingspecies., 2011, 107(5): 478–486.

[38] Ikehashi H, Araki H. Genetics of F1sterility in remote cro-sses of rice. In: IRRI, eds. Rice Genetics. Manila, Philippines: International Rice Research Institute, 1986: 119–130.

[39] Liu KD, Wang J, Li HB, Xu CG, Liu AM, Li XH, Zhang Q. A genome-wide analysis of wide compatibility in rice and the precise location of thelocus in the molecular map., 1997, 95(5–6): 809–814.

[40] Wang J, Liu KD, Xu CG, Zhang Q. The high level of wide-compatibility of variety ‘Dular’ has a complex genetic basis., 1998, 97(3): 407–412.

[41] Song X, Qiu SQ, Xu CG, Li XH, Zhang Q. Genetic dissection of embryo sac fertility, pollen fertility, and their contributions to spikelet fertility of intersubspecific hybrids in rice., 2005, 110(2): 205–211.

[42] Chen JJ, Ding JH, Ouyang YD, Du HY, Yang JY, Cheng K, Zhao J, Qiu SQ, Zhang XL, Yao JL, Liu KD, Wang L, Xu CG, Li XH, Xue YB, Xia M, Ji Q, Lu JF, Xu ML, Zhang QF. A triallelic system ofis a major regulator of the reproductive barrier and compatibility of indica-japonica hybrids in rice., 2008, 105(32): 11436–11441.

[43] Qiu SQ, Liu K, Jiang JX, Song X, Xu CG, Li XH, Zhang Q. Delimitation of the rice wide compatibility geneto a 40-kb DNA fragment., 2005, 111(6): 1080–1086.

[44] Ji Q, Zhang MJ, Lu JF, Wang HM, Lin B, Liu QQ, Chao Q, Zhang Y, Liu CX, Gu MH, Xu ML. Molecular basis underlying the-dependent reproductive isolation and compatibility ofrice hybrids., 2012, 158(3): 1319–1328.

[45] Ikehashi H, Araki A. Varietal screening of compatibility types revealed in F1fertility of distant crosses in rice., 1984, 34(3): 304–313.

[46] Charlesworth B, Hartl DL. Population dynamics of the segregation distorter polymorphism of., 1978, 89(1): 171–192.

[47] Prout T, Bundgaard J, Bryant S. Population genetics of modifiers of meiotic drive. Ⅰ. The solution of a special case and some general implications., 1973, 4(4): 446–465.

[48] 江玉梅, 楊桂玲. 連鎖不平衡的研究與應(yīng)用. 江西植保, 2004, 27(2): 61–63.

[49] 巢素珍. 水稻中連鎖不平衡的研究進展. 科技經(jīng)濟市場, 2011(6): 14–15.

[50] Hartl DL. Genetic dissection of segregation distortion. Ⅰ. Suicide combinations ofgenes., 1974, 76(3): 477–486.

[51] Sandler L, Hiraizumi Y, Sandler I. Meiotic drive in natural populations of. Ⅰ. The cytogenetic basis of segregation-distortion., 1959, 44(2): 233–250.

[52] Hartl DL. Meiotic drive in natural populations of. Ⅸ. Suppressors ofin wild populations., 1970, 12(3): 594–600.

[53] Hartl DL, Hiraizumi Y. Segregation distortion. New York: Academic Press, 1976.

[54] Crow JF. Why is Mendelian segregation so exact?, 1991, 13(6): 305–312.

[55] Bezault E, Rognon X, Clota F, Gharbi K, Baroiller JF, Chevassus B. Analysis of the meiotic segregation in intergeneric hybrids of, 2012, 2012: Article ID 817562.

[56] Kulmuni J, Seifert B, Pamilo P. Segregation distortion causes large-scale differences between male and female genomes in hybrid ants., 2010, 107(16): 7371–7376.

[57] Lin SY, Ikehashi H. A gamete abortion locus detected by segregation distortion of isozyme locuscrosses of rice (L.)., 1993, 67(1–2): 35–40.

[58] Matsubara K, Ebana K, Mizubayashi T, Itoh S, Ando T, Nonoue Y, Ono N, Shibaya T, Ogiso E, Hori K, Fukuoka S, Yano M. Relationship between transmission ratio distortion and genetic divergence in intraspecific rice crosses., 2011, 286(5–6): 307–319.

(責任編委: 吳為人)

Research progress on genetic and molecular mechanisms of hybrid segregation distortion

Zhiquan Fan, Jialei Sun, Jianwei Shan, Jiangyi Yang

Segregation distortion (SD) is defined as abnormal segregation ratio of hybrid offsprings at some genetic loci deviating from the Mendelian ratio. SD results from the incompatibility among genes from different parents, which could be due to loss-of-function or gain-of-function gene interactions. The mechanism for loss-of-function SD is relatively simple: defective gene combination leads to loss of the original function and eventual cell death. The gain-of-function hybrid SD system is a multi-gene genetic system, comprising two basic components: the killer and the protector. Additional modifiers, such as enhancers and repressors, are also involved. There is a general genetic model for gain-of-function hybrid SD: haplotypes with transmission advantage possess high-activity killer+ and protector+; those with transmission disadvantage possess low-activity killer- and protector-;neutral haplotypes (wide compatibility types) possess killer- and protector+. Depending upon close linkage between the killer and the protector and the accumulation of modifiers, the SD system survived through natural selection. Although the genetic mechanisms are highly similar, different gain-of-function hybrid SD systems have distinctive molecular mechanisms. In this review, we summarize the genetic and molecular mechanisms of hybrid SD, and the relationship between hybrid SD and hybrid sterility.

segregation distortion; gene interaction; wide compatibility; reproductive isolation; hybrid sterility

2014-07-02;

2014-10-21

國家自然科學(xué)基金項目(編號：31471476)資助

范智權(quán)，碩士研究生，專業(yè)方向：遺傳學(xué)。E-mail: fanzhiquan123@mail.gxu.cn

楊江義，博士，教授，研究方向：植物分子生物學(xué)。E-mail: yangjy598@163.com

10.16288/j.yczz.14-217