夏海雄, 何志旭,2**, 舒莉萍,3,4**

(1.貴州醫(yī)科大學(xué) 組織工程和干細(xì)胞實(shí)驗(yàn)中心， 貴州 貴陽　550004； 2.貴州醫(yī)科大學(xué) 兒童醫(yī)學(xué)中心， 貴州 貴陽　550004； 3.貴州醫(yī)科大學(xué) 免疫學(xué)教研室， 貴州 貴陽　550004； 4.貴州醫(yī)科大學(xué) 實(shí)驗(yàn)動物中心, 貴州 貴陽　550004)

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·特約專論·

斑馬魚造血系統(tǒng)發(fā)育與人類血液系統(tǒng)疾病研究進(jìn)展*

夏海雄1, 何志旭1,2**, 舒莉萍1,3,4**

(1.貴州醫(yī)科大學(xué) 組織工程和干細(xì)胞實(shí)驗(yàn)中心， 貴州 貴陽550004； 2.貴州醫(yī)科大學(xué) 兒童醫(yī)學(xué)中心， 貴州 貴陽550004； 3.貴州醫(yī)科大學(xué) 免疫學(xué)教研室， 貴州 貴陽550004； 4.貴州醫(yī)科大學(xué) 實(shí)驗(yàn)動物中心, 貴州 貴陽550004)

[關(guān)鍵詞]斑馬魚； 胚胎發(fā)育； 造血系統(tǒng)； 突變； 造血干細(xì)胞

斑馬魚(zebrafish)是一種熱帶硬骨魚，目前作為研究造血系統(tǒng)、胚胎發(fā)生以及器官形成過程的一種脊椎動物模型[1]。斑馬魚的顯著特點(diǎn)是在體外排卵受精，形成的胚胎是透明的，所以在顯微鏡下可以觀察整個器官的形成過程，可以直接觀察脈管系統(tǒng)循環(huán)通路[2]。斑馬魚基因組測序工程研究結(jié)果顯示，其基因與人類基因保守度約85%，從而使得斑馬魚逐漸成為連接非脊椎動物(果蠅、線蟲等)和哺乳動物(小鼠)的“橋梁”，越來越受到科研者的關(guān)注[3]。在過去二十多年里，大量前期的基因篩查已經(jīng)產(chǎn)生了成千上萬的突變體，關(guān)于伴有造血缺陷的斑馬魚的研究加深了對造血系統(tǒng)發(fā)育及功能的認(rèn)識。斑馬魚作為一種理想的人類血液疾病研究的動物模型，是以其造血系統(tǒng)與人類造血系統(tǒng)在進(jìn)化上高度保守性為前提的[4]。研究發(fā)現(xiàn)，斑馬魚造血系統(tǒng)的形成，包括紅系、髓系、淋系及巨核系為主的造血系統(tǒng)，其相關(guān)的轉(zhuǎn)錄因子及信號轉(zhuǎn)導(dǎo)通路同人類有高度的同源性，這些特點(diǎn)使斑馬魚在人類造血系統(tǒng)和血液疾病的研究中有著更加廣泛的應(yīng)用。由于斑馬魚早期出現(xiàn)血液循環(huán)時胚胎透明，可用顯微鏡直接觀察循環(huán)細(xì)胞的數(shù)量和形態(tài)，這一優(yōu)勢極大地方便了突變體的篩選。目前對紅系造血疾病尤其是貧血癥的研究比較深入，已經(jīng)建立不少疾病模型， 如： 地中海貧血模型、 由 ALAS-2基因突變導(dǎo)致的先天性鐵粒幼紅細(xì)胞性貧血模型等。因此本文就斑馬魚的造血發(fā)育過程以及斑馬魚突變體在人類造血系統(tǒng)疾病的應(yīng)用綜述如下。

1哺乳動物相關(guān)造血

在脊椎動物早期胚胎發(fā)育過程中，其造血細(xì)胞來源于自我更新的多能干細(xì)胞，造血組織和血管系統(tǒng)起源于腹部的中胚層區(qū)域。在哺乳動物中， 原始造血第一個波峰開始于在原腸胚時期，細(xì)胞內(nèi)陷穿過原始線條并遷移到卵黃囊，卵黃囊是紅系造血主要區(qū)域[5]，也有少量的巨核樣吞噬細(xì)胞和髓系細(xì)胞。胚胎期的紅細(xì)胞具有特定的形態(tài)，主要產(chǎn)生胚胎期血紅蛋白，在造血島中同時也發(fā)現(xiàn)血細(xì)胞和血管細(xì)胞，推測兩者是由共同的前體細(xì)胞成血管干細(xì)胞(hemangioblast)發(fā)育而來的，這種成血管干細(xì)胞可產(chǎn)生兩種紅細(xì)胞類型[6]。胚胎期除了卵黃囊造血外，大多數(shù)脊椎動物背部腸系膜(即主動脈—性腺—中腎區(qū),aorta-gonad-mesonephros，AGM)也是胚胎時期主要定向造血區(qū),隨后胎肝造血，最后骨髓造血，骨髓是成熟個體的造血部位。

實(shí)驗(yàn)證明，共同參與原始造血和定向造血的轉(zhuǎn)錄因子有g(shù)ata-1、gata-2、lmo2、TGF-β 和scl，gata-1在哺乳動物的紅細(xì)胞和巨核細(xì)胞中表達(dá)，是紅細(xì)胞系統(tǒng)發(fā)育所必需的重要轉(zhuǎn)錄因子[7]；另外，單獨(dú)參與哺乳動物定向造血的轉(zhuǎn)錄因子還包括-myb、cbfa2、cbfb和eklf等。

2斑馬魚的造血系統(tǒng)

2.1斑馬魚的原始造血

哺乳動物和鳥類的原始造血主要發(fā)生在胚外卵黃囊血島中，主要生成紅細(xì)胞。斑馬魚的原始造血主要發(fā)生在胚外的兩個區(qū)域,第一個區(qū)域在脊索和軀干中胚層之間，稱為中間細(xì)胞群或腎節(jié)(intermediate cell mass,ICM),第二個區(qū)域位于胚胎前部的側(cè)板中胚層[8]，目前認(rèn)為，斑馬魚原始紅細(xì)胞生成的部位主要在ICM,而原始造血的第二個區(qū)域則是產(chǎn)生巨噬細(xì)胞的主要場所。斑馬魚的中間細(xì)胞群呈帶狀結(jié)構(gòu)，起源于腹側(cè)及外側(cè)中胚層其功能類似于哺乳動物胚胎時期卵黃囊的血島，這也是將斑馬魚作為研究人類造血功能及血液疾病模型的原因之一。斑馬魚胚胎的中間細(xì)胞群中含有的原始造血細(xì)胞的前體(如scl、hhex、lmo2和runx1等因子 )分布于前面的軀干區(qū)及后部的造血島兩個區(qū)域，后者稍后形成尾部的腹側(cè)區(qū)，后部的造血島的細(xì)胞較遲進(jìn)入血循環(huán)，它標(biāo)志著原始造血的結(jié)束；而斑馬魚胚胎側(cè)板中胚層是早期巨噬細(xì)胞及其它髓系細(xì)胞前體的起源區(qū)。斑馬魚的血液循環(huán)在受精后24 h開始。

在斑馬魚原始造血時期，有一些重要的轉(zhuǎn)錄因子參與了原始造血過程。例如在原始祖系造血時期，目前被鑒定表達(dá)的轉(zhuǎn)錄因子包括scl、gata-1、fli1、gata2 、bbex、lmo2和tif1r等。其中，scl基因編碼的helix-loop-helix轉(zhuǎn)錄因子大約在胚胎受精10 h后在中胚層后部表達(dá)，它的表達(dá)標(biāo)志著原始造血干細(xì)胞(HSCs)和血管前體(即成血管細(xì)胞)的形成；gata-1是已經(jīng)分離到的原始紅細(xì)胞生成的關(guān)鍵轉(zhuǎn)錄因子,它在斑馬魚胚胎的中胚層外側(cè)胚盤的兩側(cè)表達(dá)，然后逐漸向胚層的中間移行形成ICM或腎節(jié)[9]。斑馬魚早期的髓系造血和紅系定向造血在解剖位置上是分開的, 分別是位于前側(cè)和尾側(cè)的中胚層。研究已經(jīng)確定的與胚胎期髓系發(fā)育有關(guān)的轉(zhuǎn)錄因子有pu.1、mpo、L-plastin等，pu.1在斑馬魚胚胎受精16～30 h時的造血前體細(xì)胞中表達(dá)，而之后的胚胎則不表達(dá)[10]。這些表達(dá)pu.1的細(xì)胞隨后也可以表達(dá)轉(zhuǎn)錄因子scl、lmo2 和 gata-2，這與哺乳動物中發(fā)現(xiàn)的一樣，表明斑馬魚pu.1是早期造血干細(xì)胞向髓系分化所必需的[11]。經(jīng)過雙色原位雜交證實(shí)，斑馬魚中不存在共同表達(dá)mpo 和L-plastin 的細(xì)胞，mpo只在中性粒細(xì)胞中表達(dá)，而L-plastin標(biāo)記僅顯示在巨噬細(xì)胞/單核細(xì)胞。

2.2斑馬魚的定向(成體)造血

定向或成體造血提供給生物體長期的HSC,這些多能HSC具有無限的自我更新能力，并且能生成所有成熟的造血譜系[11]。研究證明，斑馬魚的背主動脈處也有類似AGM的功能。斑馬魚胚胎受精24～48 h，當(dāng)gata-1,gata-2和scl表達(dá)時，可以發(fā)現(xiàn)c-myb和runx1也在AGM表達(dá)，而runx1是AGM和HSC形成的一個必要的轉(zhuǎn)錄因子，同時，其他轉(zhuǎn)錄因子如 c-myb、ikaros、lmo-2和scl也在AGM表達(dá)[8，11]；大約在受精4～5 d后，當(dāng)終生的成體造血機(jī)制已經(jīng)建立起來時，血液的形成部位轉(zhuǎn)移到腎臟。AGM祖系被認(rèn)為是成體HSC的前體(母體)，這些成體HSC最終種植到腎臟和骨髓。

近幾年的研究表明，哺乳動物的成體造血也可以在卵黃囊和胚盤中存在，并且認(rèn)為出現(xiàn)在AGM和HSC的形成之前，或者伴隨HSC一起出現(xiàn)[12]。一些文獻(xiàn)報道，這些哺乳動物組織中共同標(biāo)記成體HSC和原始祖細(xì)胞的是一個整聯(lián)蛋白—CD41分子。在胚胎期9.5 d以前，CD41+的卵黃囊細(xì)胞產(chǎn)生多個髓樣細(xì)胞和紅細(xì)胞系譜，但是沒有生成淋巴細(xì)胞的潛能。在胚胎時期10.5 d的時候，利用純化的卵黃囊細(xì)胞通過結(jié)合CD41+c-Kit+CD45-表達(dá)獲得相同的結(jié)果[13]。此外，在gata-1啟動子的對照之下，通過對表達(dá)GFP的轉(zhuǎn)基因老鼠的研究顯示，從胚胎時期7.5 d的卵黃囊提純的gata-1細(xì)胞能產(chǎn)生粒細(xì)胞、單核細(xì)胞、巨噬細(xì)胞和紅細(xì)胞。從這些結(jié)果表明，定向造血過程中，卵黃囊中的紅髓祖細(xì)胞在HSC產(chǎn)生之前就已經(jīng)出現(xiàn)了[14]。斑馬魚胚胎與哺乳動物胚胎造血組織結(jié)構(gòu)、造血時相、轉(zhuǎn)錄因子表達(dá)的相似性表明研究斑馬魚造血功能形成及機(jī)制有利于特別是對人類血液疾病的研究。

3斑馬魚突變體與人類血液系統(tǒng)疾病

3.1斑馬魚突變體的制備

Streisinger等在1970年首先實(shí)現(xiàn)斑馬魚的單倍體培育，建立了第一個用紫外線突變的突變體[15]。隨著純合子培養(yǎng)技術(shù)的成熟和廣泛高效的突變劑ENU(N-ethyl-N-nitrosourea，N-乙基-N-亞硝基脲)的出現(xiàn)位，位于Tubingen和Boston等地的幾個實(shí)驗(yàn)室自1993年就已經(jīng)開始對斑馬魚進(jìn)行了ENU大規(guī)模系統(tǒng)突變篩選和建庫工作，已取得可喜的成績?，F(xiàn)在致斑馬魚突變的方法主要有乙基亞硝脲(N-ethyl-N-nitrosourea,ENU)化學(xué)誘導(dǎo)、r或X射線照射及插入誘變等。ENU是一種DNA 烴基化試劑，在生殖細(xì)胞減數(shù)分裂前可以誘導(dǎo)堿基對的替換，這種誘導(dǎo)產(chǎn)生的突變率為0.1%～0.2%，累及的是單個基因。實(shí)驗(yàn)方法為：將成體雄性斑馬魚暴露于突變劑ENU中，然后用這些已經(jīng)誘導(dǎo)處理的雄魚和正常的雌魚交配得F1，雜合子F1子代再與野生型交配產(chǎn)生F2，F(xiàn)2代家族的50%由于特殊的突變而形成雜合子，而50%仍是野生型。當(dāng)兩個雜合子F2代雜交后，結(jié)果F3代中有25%是野生型魚，50%是雜合子魚，25%是伴有特殊突變表型的雜合子突變魚。其次，典型的r射線照射產(chǎn)生的突變率高達(dá)1%，突變類型包括點(diǎn)突變到染色體大片段的缺失或染色體的重排。插入誘變，即以逆轉(zhuǎn)錄病毒為載體，用顯微注射法將目的基因片段導(dǎo)入斑馬魚的受精卵中整合到基因組，干擾正?；虻谋磉_(dá),其產(chǎn)生的突變率低于ENU 化學(xué)誘導(dǎo)法的90%。產(chǎn)生高效率的突變是進(jìn)行大規(guī)模突變篩選的前提，盡管r 射線照射產(chǎn)生的突變率是化學(xué)誘導(dǎo)法的10倍，但由于其突變常累及多個基因，突變的表型通常是若干個基因功能改變的共同結(jié)果，不利于進(jìn)行致突變基因的功能分析[16]。因此，ENU化學(xué)誘導(dǎo)法成為誘導(dǎo)斑馬魚突變的最主要的方法[17]。

3.2斑馬魚突變體在人類血液系統(tǒng)疾病的研究應(yīng)用

斑馬魚有許多的有利因素，這些有利因素使這種生物模型特別適合于造血方面的研究[18]。斑馬魚是體外受精，胚胎是透明的，便于觀察和操作；且因血紅蛋白是紅色的，由貧血所致的突變體可用肉眼觀察[19]。在斑馬魚胚胎發(fā)育的早期，能通過氧的被動擴(kuò)散呼吸，其存活無需功能性的造血組織和心血管系統(tǒng)的存在。因此，在早期可與死胚胎分辨開來，這有利于進(jìn)行早期造血和心血管系統(tǒng)缺陷的研究[20]。目前，兩次大規(guī)模的化學(xué)突變篩選已獲得500多個與斑馬魚早期發(fā)育有關(guān)的突變體，其中有50個突變體與造血系統(tǒng)有關(guān)。首先通過肉眼觀察是否有血循環(huán)存在或血液顏色是否改變，然后用細(xì)胞的形態(tài)學(xué)特征，對造血系統(tǒng)分子標(biāo)記物進(jìn)行原位雜交法分析其表達(dá)譜及缺陷基因可對這些突變體進(jìn)行鑒定。這些造血系統(tǒng)分子標(biāo)記物包括轉(zhuǎn)錄因子：gata-1和scl。這些突變體包括：HSC、增殖與分化、低色素(紅細(xì)胞染色過淺)及卟啉癥樣等突變類型 。這些突變體主要表現(xiàn)為紅系發(fā)育的缺陷，僅有少數(shù)影響到髓系的發(fā)育[21]。

目前，在斑馬魚動物模型上所完成的基因突變中，大多數(shù)突變是影響了斑馬魚ICM造血晚期紅細(xì)胞的生成[22]。其中與HSC的形成或維持有關(guān)的突變體有cloche(clo)、spadetail(spt)、kuggelig、bloodless和moonshine，這些突變體在血液循環(huán)開始時血細(xì)胞就嚴(yán)重減少或完全缺失。Cloche(clo)是起源于印尼魚場半野生(雜合子)斑馬魚的自發(fā)突變，以血液和血管細(xì)胞嚴(yán)重缺失為特征的cloche(clo)突變體，由于心內(nèi)膜的缺失而導(dǎo)致其心臟的心房變大。一些研究表明cloche(clo)基因包括scl、lmo2、gata-2、runx1、flila、flk1可能對HSC和成血管細(xì)胞的形成和維持是有影響的，所以cloche(clo)突變體被廣泛用于HSC和成血管細(xì)胞基因方面的研究[23]。Spadetail(spt)突變體是由于編碼T-box轉(zhuǎn)錄因子tbx16的缺失而引起的，它同cloche(clo)突變體一樣，spadetail(spt)的原始造血和定向造血均受影響。此外，kuggelig 突變體以短尾和簡化的卵黃管擴(kuò)張為特征，其外形保持球狀。Bloodless在胚胎受精開始的4 d內(nèi)，表現(xiàn)為嚴(yán)重的貧血，但在青春期及成魚期可以完全恢復(fù)。

對斑馬魚的研究也加深對貧血突變體的了解[24]。例如，伴有進(jìn)行性貧血的突變體在正常血細(xì)胞發(fā)育受精最初2 d后被鑒定有缺陷，這種缺陷導(dǎo)致血細(xì)胞數(shù)量的減少。這些突變體包括：cabernet(cab) 、cbablis(cba) 、grenacbe(gre) 、 merlot(mot) 、riesling(ris) 、 retsina(ret) 、tbunderbird(tbr)，它們最初的造血功能都是正常的，能正常的表達(dá)gata-1，典型的表現(xiàn)是紅色的血液，并且在最初幾天內(nèi)很難與同屬性的野生型相區(qū)別；大約在受精2～4 d時它們出現(xiàn)貧血，表明這些突變體影響了紅細(xì)胞的膨脹或成熟紅細(xì)胞的穩(wěn)定性。在受精24 h時，mot/cba的純合子也能正常表達(dá)gata-1、scl和胚胎的珠蛋白，這暗示當(dāng)紅細(xì)胞生成沒有受損時，這些異常的成熟紅細(xì)胞就會發(fā)生溶血。Mot/cba成體純合子紅細(xì)胞有奇異的薄膜凸起和滲透脆性的增加，這表明了人類溶血性貧血是由滲透脆性的增加所引起。事實(shí)上，利用位置的克隆和候選基因的克隆方法證明mot和cba突變是位于編碼紅細(xì)胞蛋白4.1的基因座上，這種紅細(xì)胞與膜收縮蛋白結(jié)合并固定膜收縮蛋白——肌動蛋白細(xì)胞支架到紅細(xì)胞薄膜上，人類紅細(xì)胞蛋白4.1缺乏會導(dǎo)致遺傳性橢圓形紅細(xì)胞增多癥。ris突變體在受精4 d時其純合子伴有嚴(yán)重的貧血,形態(tài)上，這種ris紅細(xì)胞是伴有巨大核的異常細(xì)胞，并且這類細(xì)胞是類似于人類遺傳性橢圓形紅細(xì)胞增多癥所觀察到的細(xì)胞，這種病是由人類β-膜收縮蛋白突變所引起。成體ris突變體斑馬魚在腎節(jié)觀察到祖系造血數(shù)量的增加，這類似于伴有遺傳性橢圓形紅細(xì)胞增多癥的人類骨髓中祖系紅細(xì)胞數(shù)量的增加。與mot/cba及ris突變體一樣，斑馬魚突變體ret大約在受精4 d后即在成體造血開始后不久開始出現(xiàn)貧血；與其它伴有膜蛋白異常的突變體不同的是，ret突變體中成熟紅細(xì)胞的循環(huán)在幼紅細(xì)胞階段就停止了，并且有相當(dāng)大的比例(大約27%)有兩個細(xì)胞核，這表明存在細(xì)胞分裂缺陷。這個表型與人類已知的先天性紅細(xì)胞生成不良性貧血Ⅱ的表型是一樣的。此外，已經(jīng)發(fā)現(xiàn)的引起貧血的還有血紅蛋白過少的突變體，其包括cbardonnay(cdy)、cbianti(cia)、frascati(frs)、gavi(gav)、montalcino(mnt)、sauternes(sau)、sbiraz(rir)、weissberbst(web)和zinfandel(zin)。其中，斑馬魚sau突變體由于原始紅細(xì)胞異常分化導(dǎo)致胚胎在受精2 d后第十因子和β-珠蛋白的減少，這種sau血紅蛋白過少的突變體模仿的是人類疾病先天性鐵貧血(human disease congenital sideroblastic anemia)。突變體zinfandel(zin)是斑馬魚地中海貧血的模型，但因?yàn)榘唏R魚α-珠蛋白和β-珠蛋白位于同一條染色體上，與人類珠蛋白基因不同，zin可能與人類典型的地中海貧血稍有不同，典型的人類地中海貧血珠蛋白表達(dá)是不平衡。weissberbst(web)、cbianti(cia) 和cbardonnay(cdy)一樣都是由于鐵新陳代謝缺陷而引起的貧血。這些突變體對深入研究鐵代謝、血紅素代謝及血紅蛋白的調(diào)節(jié)和合成提供了重要模型。

所謂光敏感性血細(xì)胞突變體，就是當(dāng)血循環(huán)中的紅細(xì)胞暴露在管線之下時，光敏感性血細(xì)胞突變體的紅細(xì)胞能自發(fā)熒光和細(xì)胞溶解，這個表型類似于人類先天性紅細(xì)胞卟啉病。例如，這些光敏感性血細(xì)胞突變體包括dracula(drc)、desmodius(dsm)、freixinet(frx)和yquem(yqe)，突變體dracula(drc)表現(xiàn)為光依賴性的紅細(xì)細(xì)溶血，是由于ferrochelatase基因在剪接位點(diǎn)G—T的改變產(chǎn)生終止密碼突變所致。突變體yquem(yqe) 導(dǎo)致卟啉癥的特點(diǎn)是在紫外光下自發(fā)熒光，當(dāng)其暴露在燈光下時有紅細(xì)胞的光揮發(fā)作用。利用卟啉和酶的測定法證明，yqe是由于血紅素合成的一個酶即尿卟啉酶原脫羧酶(uroporphyrinogen decarboxylase，UROD)缺陷引起[25]。

4展望

模式生物體是全面準(zhǔn)確解釋基因功能的有效手段，被廣泛應(yīng)用于未知基因的功能和人類疾病的動物模型的研究。20多年以來，斑馬魚從玻璃缸里的觀賞寵物魚逐漸發(fā)展為實(shí)驗(yàn)中研究遺傳與發(fā)育的熱門理想生物模型。它遺傳的多樣性以及基因功能在硬骨魚和哺乳動物上的高度保守的特性使其很適合用于研究造血發(fā)育與造血系統(tǒng)疾病[26]。相信在未來的科研工作中，通過對生物體表型變化( 突變體 )的分析，可在動物整體、細(xì)胞或分子水平認(rèn)識基因的功能；并且隨著基因組技術(shù)的完善，加上斑馬魚眾多有利于基因組功能研究的特點(diǎn)，以斑馬魚為模式生物體對未知基因的功能和人類疾病機(jī)制的研究有誘人的應(yīng)用前景。

5參考文獻(xiàn)

[1] Rochford R, Ohrt C, Baresel PC, et al. Humanized mouse model of glucose 6-phosphate dehydrogenase deficiency for in vivo assessment of hemolytic toxicity[J]. PNAS, 2013(43):17486-17491.

[2] Tahara N, Brush M, Kawakami Y. Cell migration during heart regeneration in zebrafish[J]. Developmental Dynamics, 2016 (7):774-787.

[3] Davidson AJ, Zon LI. The 'definitive' (and 'primitive') guide to zebrafish hematopoiesis[J]. Oncogene, 2004 (43):7233-7246.

[4] Bancone G, Chowwiwat N, Somsakchaicharoen R, et al. Single low dose primaquine (0.25mg/kg) does not cause clinically significant haemolysis in G6PD deficient subjects[J]. PloS One, 2016 (3):e0151898.

[5] Barminko J, Reinholt B, Baron MH. Development and differentiation of the erythroid lineage in mammals[J]. Developmental and Comparative Immunology, 2016(58):18-29.

[6] Jang GH, Lee KY, Choi J, et al. Multifaceted toxicity assessment of catalyst composites in transgenic zebrafish embryos[J]. Environ Pollut, 2016(6):45-48.

[7] Hu B, Zhang W, Feng X, et al. Zebrafish eaf1 suppresses foxo3b expression to modulate transcriptional activity of gata1 and spi1 in primitive hematopoiesis[J]. Developmental Biology, 2014(1):81-93.

[8] Hsia N, Zon LI. Transcriptional regulation of hematopoietic stem cell development in zebrafish[J]. Experimental Hematology, 2005(9):1007-1014.

[9] Moriguchi T, Yamamoto M. A regulatory network governing Gata1 and Gata2 gene transcription orchestrates erythroid lineage differentiation[J]. International Journal of Hematology, 2014(5):417-424.

[10]Liu F, Yao S, Zhang T, et al. Kzp regulates the transcription of gata2 and pu.1 during primitive hematopoiesis in zebrafish embryos[J]. Journal of Genetics and Genomics, 2012(9):463-471.

[11]Bahary N, Zon LI. Use of the zebrafish (Danio rerio) to define hematopoiesis[J]. Stem Cells, 1998(Suppl 2):67-78.

[12]De Jong JL, Zon LI. Use of the zebrafish system to study primitive and definitive hematopoiesis[J]. Annual Review of Genetics, 2005(39):481-501.

[13]Stachura DL, Traver D. Cellular dissection of zebrafish hematopoiesis[J]. Methods in cell Biology, 2016(133):11-53.

[14]Hu T, Zhang C, Tang Q, et al. Variant G6PD levels promote tumor cell proliferation or apoptosis via the STAT3/5 pathway in the human melanoma xenograft mouse model[J]. BMC Cancer, 2013(13):251.

[15]Streisinger G, Walker C, Dower N, et al. Production of clones of homozygous diploid zebra fish (Brachydanio rerio)[J]. Nature, 1981(5813):293-296.

[16]Kettleborough RN, Busch-Nentwich EM, Harvey SA, et al. A systematic genome-wide analysis of zebrafish protein-coding gene function[J]. Nature, 2013(7446):494-497.

[17]Weinstein BM, Schier AF, Abdelilah S, et al. Hematopoietic mutations in the zebrafish[J]. Development, 1996(123):303-309.

[18]Pedroso GL, Hammes TO, Escobar TD, et al. Blood collection for biochemical analysis in adult zebrafish[J]. JoVE, 2012(63):e3865.

[19]Xue WW, Wang HN, Wang ZM, et al. Cloning and characterization of ifitm1 and ifitm3 expression during early zebrafish development[J]. Zygote, 2016(1):149-158.

[20]Cao J, Navis A, Cox BD, et al. Single epicardial cell transcriptome sequencing identifies Caveolin 1 as an essential factor in zebrafish heart regeneration[J].Development, 2016(2):232-243.

[21]Yeh JR, Munson KM, Elagib KE, et al. Discovering chemical modifiers of oncogene-regulated hematopoietic differentiation[J]. Nature Chemical Biology, 2009(4):236-243.

[22]Zhang XY, Rodaway AR. SCL-GFP transgenic zebrafish: in vivo imaging of blood and endothelial development and identification of the initial site of definitive hematopoiesis[J]. Developmental Biology, 2007(2):179-194.

[23]Ma N, Huang Z, Chen X, et al. Characterization of a weak allele of zebrafish cloche mutant[J]. PloS One, 2011(11):e27540.

[24]Lawson ND, Weinstein BM. In vivo imaging of embryonic vascular development using transgenic zebrafish[J]. Developmental Biology, 2002(2):307-318.

[25]Wang H, Long Q, Marty SD, Sassa S, Lin S. A zebrafish model for hepatoerythropoietic porphyria[J]. Nature Genetics, 1998(3):239-243.

[26]Harrison NR, Laroche FJ, Gutierrez A, Feng H. Zebrafish Models of Human Leukemia: Technological Advances and Mechanistic Insights[J]. Advances in Experimental Medicine and Biology, 2016(916):335-369.

(2016-04-28收稿，2016-06-29修回)

編輯： 周凌

*[基金項目]國家自然科學(xué)基金資助(31360285； 31260284)

[中圖分類號]R321-33

[文獻(xiàn)標(biāo)識碼]A

[文章編號]1000-2707(2016)07-0745-05

DOI:10.19367/j.cnki.1000-2707.2016.07.001

**通信作者 E-mail:hzx@gmc.edu.cn； gyslp456@gmc.edu.cn

網(wǎng)絡(luò)出版時間：2016-07-17網(wǎng)絡(luò)出版地址：http://www.cnki.net/kcms/detail/52.5012.R.20160717.1318.050.html