楊 曉, 王明爽, 李紅葉
(浙江大學(xué) 農(nóng)業(yè)與生物技術(shù)學(xué)院生物所,杭州 310012)
蛋白質(zhì)是生命活動的主要承擔(dān)者,其合成與降解的動態(tài)平衡,是細(xì)胞行使各種生物學(xué)功能的基礎(chǔ)。真核細(xì)胞內(nèi),蛋白質(zhì)降解主要通過泛素蛋白酶系統(tǒng)(Ubiquitin-proteasome system, UPS)[1]進(jìn)行,該系統(tǒng)由泛素分子(ubiquitin)、泛素活化酶(E1)、泛素結(jié)合酶(E2)、泛素連接酶(E3)以及 26S 蛋白酶體(Proteasome)組成。泛素連接酶 (Cullin-RING ubiquitin ligases, CRLs) 是 E3中最大的家族,它在真核生物的細(xì)胞生長、分化、繁殖、生物節(jié)律等生命過程中發(fā)揮重要作用[2],一個典型的CRL復(fù)合體包括 Cullin 蛋白、RING 蛋白、調(diào)節(jié)蛋白和底物識別蛋白[3]。
COP9 信號復(fù)合體(COP9 signalosome, CSN)是真核細(xì)胞內(nèi)高度保守的多亞基蛋白復(fù)合物,最早作為光形態(tài)建成中重要的轉(zhuǎn)錄因子發(fā)現(xiàn)于擬南芥中,它在黑暗環(huán)境下能抑制多種基因轉(zhuǎn)錄,隨后哺乳動物、果蠅、線蟲、酵母等真核生物中相繼發(fā)現(xiàn)CSN的存在。
CSN主要的生物學(xué)功能是調(diào)節(jié)泛素介導(dǎo)的蛋白降解,目前已知的調(diào)控方式有4種:1)Nedd8是一種類泛素蛋白,它與Cullin蛋白結(jié)合后(稱為Neddylation)能加速CRLs復(fù)合體的組裝,促進(jìn)底物泛素化從而加速蛋白降解,而CSN作為一個異肽酶能將Nedd8從Cullin蛋白上切除,造成Cullin蛋白的脫Nedd8修飾(稱為Deneddylation)從而影響蛋白降解[4];2)CSN能與CAND1配合來調(diào)控CRLs復(fù)合體的組裝、分解,維持CRLs組分的活性及穩(wěn)定性[5];3)CSN能與CRLs復(fù)合體進(jìn)行物理結(jié)合,這會阻礙靶標(biāo)基質(zhì)與泛素結(jié)合酶E2的互作,從而降低CRLs復(fù)合體的活性[6];4)CSN能與脫泛素酶UBP12/USP15結(jié)合來抑制CRLs組分的泛素化,從而維持 CRLs復(fù)合體的穩(wěn)定性[7]。
除調(diào)控泛素相關(guān)的蛋白降解外,CSN也參與多種生理生化過程的調(diào)節(jié)。在植物中,CSN參與調(diào)控光形態(tài)發(fā)生、花器官發(fā)育、信息素信號轉(zhuǎn)導(dǎo)、植物抗病性等眾多生理過程,在動物中,CSN參與調(diào)控細(xì)胞周期、腫瘤形成、心肌細(xì)胞存活等多種生命活動。高等真核生物中,任何一個CSN亞基的缺失突變株都會致死,而低等真核生物中,對應(yīng)的突變株能夠存活且遺傳信息能在子代中穩(wěn)定遺傳,因此真菌成為研究CSN在系統(tǒng)進(jìn)化、結(jié)構(gòu)組成、生物學(xué)功能方面的理想材料[8]。本文對真菌中CSN的結(jié)構(gòu)組成、生物學(xué)功能進(jìn)行了詳細(xì)介紹,以期為真菌及其他真核生物中CSN的研究提供一定的參考數(shù)據(jù)。
傳統(tǒng)研究認(rèn)為CSN最多包含 8 個亞基,即CSN1-8,但最新研究發(fā)現(xiàn)CSN包含第九個亞基CSNAP[9-10],其中CSN1-4,CSN7-8含有 PCI 結(jié)構(gòu)域(proteasome, COP9 Signalosome, initiation factor 3),這6個亞基形成馬蹄形環(huán)狀結(jié)構(gòu),而CSN5和CSN6 含有MPN 結(jié)構(gòu)域(Mpr1-Pad1-N-teminal domain),這2個亞基以異源二聚體的形式位于馬蹄環(huán)當(dāng)中[11]。另有研究認(rèn)為,CSN1/2/3/8 和CSN4/5/6/7是兩個相互對稱的模塊,兩者通過 CSN1 和 CSN6 間的互作進(jìn)行連接[12]。CSN中富含α螺旋的PCI結(jié)構(gòu)域可以介導(dǎo)各亞基間的互作,使各亞基形成一個整體,而每個亞基的穩(wěn)定性又依賴于CSN整體的存在。
一些低等真核生物會缺少某些CSN亞基,甚至擁有自己獨特的亞基,說明CSN的亞基組成具有物種特異性[8],擬南芥、人、小鼠和果蠅等真核生物的CSN包含8個亞基,秀麗隱桿線蟲的CSN缺少CSN8亞基。真菌中,釀酒酵母CSN的亞基組成最為特殊,包括CSN11、CSN10、RPN5、CSN5、CSI1和CSN9共6個亞基,分別是高等真核生物中CSN1、CSN2、CSN4、CSN5、CSN6和CSN7的同源亞基[13],除CSN5外,其他各亞基與其同源亞基的同源性都非常低。裂殖酵母的CSN缺少CSN6、CSN8這2個亞基[14],粗糙脈孢菌的CSN缺少CSN8亞基[15],構(gòu)巢曲霉的CSN包含完整的8個亞基[16]。Barth等從進(jìn)化角度對61種真核生物的基因組進(jìn)行分析發(fā)現(xiàn),包括復(fù)細(xì)胞動物、變形蟲和一些真菌在內(nèi)的真核生物中能夠檢測到CSNAP的同源亞基[10]。
與高等真核生物不同,真菌CSN亞基缺失突變株不致死,而是出現(xiàn)各種異常的表型,主要表現(xiàn)在真菌的生長發(fā)育、生物鐘、代謝調(diào)控、敏感性、對細(xì)胞核物質(zhì)的影響、CSN的脫Nedd活性6個方面。目前真菌中CSN的研究對象包括釀酒酵母、裂殖酵母、粗糙脈胞菌和構(gòu)巢曲霉,此外其他真菌中暫無研究。鑒于CSN功能的保守性,真菌與其他真核生物中的研究成果可以相互啟發(fā),一些無法在高等真核生物中展開的研究也可將真菌作為替代對象。
不同CSN亞基對真菌菌絲生長、子實體發(fā)育的作用不同。構(gòu)巢曲霉中,CSN4或CSN5缺失突變株雖能起始有性發(fā)育形成原基,但細(xì)胞壁和子囊孢子的進(jìn)一步分化和成熟受阻,并且在生長后期出現(xiàn)短且高度分枝的菌絲,說明CSN能影響構(gòu)巢曲霉的有性發(fā)育及菌絲的頂端延伸[17]。隨后Busch等補(bǔ)充發(fā)現(xiàn),CSN1、CSN2及CSN5中的JAMM結(jié)構(gòu)域?qū)?gòu)巢曲霉的有性發(fā)育也非常重要[16]。除影響有性發(fā)育外,CSN也會影響有性發(fā)育和無性發(fā)育間的平衡,構(gòu)巢曲霉中PPOA、PPOC兩個基因能對類激素信號PSI因子進(jìn)行調(diào)控,其中PPOA促進(jìn)有性發(fā)育,PPOC促進(jìn)無性發(fā)育,CSN通過調(diào)控PPOA 和 PPOC 的比例來調(diào)節(jié)構(gòu)巢曲霉的有性發(fā)育和無性發(fā)育[18]。
粗糙脈孢菌的CSN包含CSN1-7共7個亞基,只有CSN3缺失突變株表型與野生型一致,其余各亞基的缺失都會使菌絲生長、分生孢子發(fā)育出現(xiàn)不同程度的缺陷[19]。Zhou等進(jìn)一步發(fā)現(xiàn),對CSN5 JAMM結(jié)構(gòu)域中關(guān)鍵位點(EXnHXHX10D)進(jìn)行點突變會破壞CSN的脫Nedd活性,但并不影響脈孢菌的生長發(fā)育,且點突變的CSN5亞基能恢復(fù)CSN5缺失突變株中的表型缺陷,說明對脈胞菌的生長發(fā)育而言,CSN的完整性比脫Nedd活性更重要[20]。
粗糙脈孢菌中,除CSN3外任何亞基的缺失突變株生理節(jié)律都表現(xiàn)出不同程度的缺陷,其中CSN2、CSN5的缺失使SCFFWD-1復(fù)合物中FWD1蛋白、CUL1蛋白的含量及穩(wěn)定性降低,導(dǎo)致生物鐘蛋白FRQ的泛素化及降解受阻,從而出現(xiàn)異常的產(chǎn)孢節(jié)律。與此相反,CSN5 JAMM 結(jié)構(gòu)域的點突變株雖喪失脫Nedd活性,但生物鐘未受影響,說明對粗糙脈胞菌的生物鐘而言,CSN的完整性比脫Nedd活性更重要[15, 19-21]。值得一提的是,脈孢菌和動物中對生物鐘的調(diào)控是保守的,而人類Smith-Magenis綜合征病人中CSN3存在共同缺陷,根據(jù)脈胞菌中的研究成果推測,該病中生理節(jié)律混亂、睡眠擾亂的癥狀可能源于CSN功能的缺失。
Chen[22]和Licursi[23]等通過轉(zhuǎn)錄組和蛋白組分析發(fā)現(xiàn),釀酒酵母CSN5缺失突變株中蛋白合成相關(guān)基因普遍上調(diào)、糖運輸相關(guān)基因明顯下調(diào)、氨基酸合成相關(guān)蛋白明顯增多,此外CSN5還參與脂類代謝、麥角甾醇合成相關(guān)基因的調(diào)控,其他CSN突變株中也存在相似的基因調(diào)控模式,說明CSN在釀酒酵母代謝中具有重要作用[22-23]。次級代謝與真菌發(fā)育密切相關(guān),Nahlik[8]和Busch等[16-17]發(fā)現(xiàn),敲除CSN4、CSN5或者對CSN5亞基JAMM活性核心中3個保守的氨基酸位點進(jìn)行定點突變,均會影響構(gòu)巢曲霉的次級代謝,其中CSN5的缺失會導(dǎo)致氧化還原酶相關(guān)基因表達(dá)上調(diào)、發(fā)育過程中葡聚糖酶的激活受阻且細(xì)胞壁功能相關(guān)基因表達(dá)下調(diào)、雜色曲霉素合成途徑失調(diào)、苷色酸及其衍生物的積累,具體表現(xiàn)為:突變株氧化壓力應(yīng)答受損并積累不常見的次級代謝產(chǎn)物,發(fā)育過程中細(xì)胞壁的重塑受阻,積累各種雜色曲霉素的中間產(chǎn)物及向培養(yǎng)基中釋放紅色物質(zhì)等。這些結(jié)果表明CSN5能協(xié)調(diào)多種代謝途徑來保證構(gòu)巢曲霉的生長發(fā)育正常進(jìn)行。
真菌的敏感性既包括對激素等內(nèi)部信號的敏感程度,也包括對金屬離子、化學(xué)試劑、氧化壓力等外部信號的敏感程度。釀酒酵母中,不同的CSN缺失突變株對信息素的敏感程度不同,從而對交配效率產(chǎn)生不同的影響,這種影響與CSN的脫Nedd活性無關(guān),具體表現(xiàn)為:與野生型菌株相比,CSN5、CSN9、CSN12缺失突變株交配效率提高了100%;CSN10、PCI8缺失突變株交配效率無變化;CSI1缺失突變株交配效率顯著降低[24]。此外,Licursi等發(fā)現(xiàn)釀酒酵母中CSN5能對鋅代謝相關(guān)基因進(jìn)行調(diào)控,CSN5缺失突變株細(xì)胞內(nèi)鋅濃度增加且對培養(yǎng)基中低濃度的鋅、鎳、鎘變得敏感,突變株對酮康唑敏感性增強(qiáng),對制霉菌素抗性增強(qiáng)[23]。
構(gòu)巢曲霉發(fā)育過程中CSN5的缺失會影響至少15%的基因的轉(zhuǎn)錄,并伴隨蛋白質(zhì)組的改變,導(dǎo)致突變株氧化還原調(diào)控受損并對氧化壓力高度敏感。此外,敲除CSN5或?qū)SN5 JAMM 結(jié)構(gòu)域進(jìn)行突變均會增強(qiáng)突變株對激素的敏感性[8, 15]。
核苷酸還原酶是由2個大亞基(CDC22)和2個小亞基(SUC22)組成的異質(zhì)四聚體,一般情況下CDC22位于細(xì)胞質(zhì),而SUC22被錨定蛋白SPD1固定于細(xì)胞核,大小亞基分離,一旦細(xì)胞進(jìn)行DNA復(fù)制,錨定蛋白SPD1將被泛素蛋白酶系統(tǒng)降解,使細(xì)胞核中的SUC22釋放到細(xì)胞質(zhì)中從而與CDC22結(jié)合成有活性的核苷酸還原酶。裂殖酵母中CSN1或CSN2的缺失會阻礙錨定蛋白SPD1的泛素化及降解,使SUC22與CDC22無法結(jié)合成完整的核苷酸還原酶,導(dǎo)致突變株S階段延遲并對DNA損傷、UV變得敏感,過量表達(dá)SUC22或敲除SPD1均能恢復(fù)這些表型缺陷,再次證明CSN能影響核苷酸還原酶的活性[14, 25]。此外,CSN能與Brc1以一種獨立且互補(bǔ)的方式在裂殖酵母DNA損傷修復(fù)及基因組穩(wěn)定性方面共同發(fā)揮作用[26],且CSN1、CSN2 的缺失會使異染色質(zhì)產(chǎn)生缺陷[27],而其他的CSN缺失突變株沒有可識別的表型。
面對不同的DNA損傷藥劑,構(gòu)巢曲霉野生型菌株中CSN4、CSN5的mRNA穩(wěn)定性增強(qiáng)且含量增加,而CSN4、CSN5缺失突變株生長減慢且對DNA損傷藥劑變得敏感,說明CSN與構(gòu)巢曲霉DNA損傷應(yīng)答相關(guān),進(jìn)一步研究發(fā)現(xiàn)DNA損傷應(yīng)答過程中CSN4、CSN5與NPKA、UVSBATR存在遺傳互作[28]。
釀酒酵母中的CSI1與哺乳動物中的CSN6功能相同,CSI1中的S6CD 結(jié)構(gòu)域與CSN6中的羧基末端有明顯的同源性但缺少氨基末端的MPN--結(jié)構(gòu)域,這并不影響釀酒酵母CSN的脫Nedd活性[29],但任何一個CSN亞基的缺失都會使釀酒酵母喪失脫Nedd活性[24]。對哺乳動物CSN6突變株(包含羧基末端的S6CD結(jié)構(gòu)域,但缺少MPN--結(jié)構(gòu)域)進(jìn)行研究發(fā)現(xiàn),MPN--結(jié)構(gòu)域的缺失不會影響CSN的組裝及脫Nedd活性,這與釀酒酵母中的情況相同[29],再次說明MPN--結(jié)構(gòu)域?qū)τ诿揘edd活性是非必需的。此外,Cirigliano等經(jīng)過一系列研究和驗證發(fā)現(xiàn)了2種未命名的小分子片段能夠抑制釀酒酵母CSN5的脫Nedd活性[30]。
裂殖酵母中CSN1-5均會影響CUL1蛋白和CUL3蛋白的Nedd化狀態(tài)[14],但只有CSN1 和CSN2 會影響CUL4蛋白的Nedd化狀態(tài)[25],說明CSN對不同的Cullin蛋白有不同的作用機(jī)制。此外,CSN能協(xié)助脫泛素酶UBP12p定位于細(xì)胞核中的Cullin蛋白,從而維持CRLs的穩(wěn)定[31]。
粗糙脈孢菌中除CSN3外,其他任何亞基的缺失均會影響CSN的脫Nedd活性及CUL3、CUL1、BTB蛋白的穩(wěn)定性[19-20],而CSN5 JAMM結(jié)構(gòu)域的點突變株雖喪失脫Nedd活性,但CSN的組裝、CSN與Cullin蛋白的互作及SCFFWD-1復(fù)合物穩(wěn)定性均不受影響,說明對于維持CRLs的穩(wěn)定性而言,CSN的完整性比脫Nedd活性更重要。值得一提的是,CSN3的缺失會減少CSN復(fù)合物的數(shù)量并形成CSN4/5/6和CSN4/5/6/7等一些亞復(fù)合物[19-20]。
構(gòu)巢曲霉中任何CSN亞基的缺失均會導(dǎo)致脫Nedd活性喪失,其體內(nèi)7個亞基(CSN1-4, 6-8)的CSN復(fù)合物只有與CSN5整合后才具有脫Nedd活性,表明CSN5的融合是構(gòu)巢曲霉CSN組裝的最后一步,這與LID亞復(fù)合物的組裝順序有明顯區(qū)別[32-33]。
PCI家族包括CSN、LID亞復(fù)合物、真核翻譯起始因子(EIF3),它們共同調(diào)控從蛋白翻譯到蛋白降解的整個過程,三者間具有序列同源性、相似的結(jié)構(gòu)排布并且彼此互作[34],相對于EIF3,CSN與LID的聯(lián)系更加緊密且具有極高的相似性,但也有明顯的區(qū)別及不同的組裝順序[35]。釀酒酵母中CSN11能與EIF3互作,CSN9 和CSI1能與LID中的RPN5互作[36],除了三者間的互作,各CSN亞基會影響彼此的定位,野生型菌株中CSN5以復(fù)合物的形式聚集在細(xì)胞核,而CSN12缺失突變株中CSN5以單體形式存在,說明CSN12對于維持CSN的穩(wěn)定性非常重要,此外,CSN12、CSN10、PCI8/CSN11、CSI1均會影響CSN5在細(xì)胞內(nèi)的定位[36]。裂殖酵母中也有相似的結(jié)論,CSN4與CSN復(fù)合物的結(jié)合需要CSN1、CSN2和CSN5的協(xié)助,而任何一個CSN亞基的缺失都會影響到其余亞基特異性的核定位[14]。
許多真核生物中除CSN外,還有另外的脫Nedd酶DEN1,兩者間的明確分工還未徹底明確,構(gòu)巢曲霉中兩者參與不同的生活史,CSN主要調(diào)控有性生活史及次級代謝,而DEN1主要影響無性生活史[37],兩者間的互作與平衡會影響細(xì)胞內(nèi)蛋白的穩(wěn)定性、脫Nedd活性及發(fā)育中的光反應(yīng)等,CSN5/DEN1雙敲菌株結(jié)合了兩個單敲菌株的表型,即多細(xì)胞發(fā)育嚴(yán)重受損、主要進(jìn)行營養(yǎng)生長并產(chǎn)生紅色色素。此外,CSN3、CSN5、CSN6、CSN7和CSN8能調(diào)控細(xì)胞核內(nèi)DEN1的穩(wěn)定性[37-38]。
本文對真菌中CSN的亞基組成及生物學(xué)功能進(jìn)行了總結(jié),雖然有很多突出成果,但仍有很多問題亟待解決,未來可就以下幾個方面做進(jìn)一步研究:1)CSN與真菌致病性的關(guān)系。目前的研究多集中在模式真菌,CSN在其他病原真菌及真菌致病性方面的功能尚未研究,開展這方面的工作可為控制真菌病害提供新思路。2)CSN與生物工程。真菌發(fā)育與次級代謝密切相關(guān),一些次級代謝基因簇在常規(guī)生長條件下保持沉默,而一些CSN突變菌株能將這些基因激活從而獲得新的次級代謝產(chǎn)物或增加已知的次級代謝物的產(chǎn)量,這可以為生物制藥、病害防治等提供新的思路[8, 39-40]。3)CSN與VEA、CAND1基因的確切關(guān)系。構(gòu)巢曲霉中,VEA、CAND1、CSN突變株間有相似的表型,這些基因間的確切關(guān)系有待深入研究[17, 41]。
此外,由于CSN的功能具有保守性,因此真菌中的很多研究成果,如CSN對生物鐘的調(diào)控、CSN對脂類代謝的調(diào)控、CSN與DEN1間的互作形式等,可以為其他真核生物中CSN的研究提供一定的參考。
[1]NANDI D, TAHILIANI P, KUMAR A, et al.The ubiquitin-proteasome system[J].Journal of Biosciences, 2006, 31(1): 137-155.
[2]PETROSKI M D, DESHAIES R J.Function and regulation of cullin-RING ubiquitin ligases[J].Nature Reviews Molecular Cell Biology, 2005, 6(1): 9-20.
[3]CARDOZO T, PAGANO M.The SCF ubiquitin ligase: insights into a molecular machine[J].Nature Reviews Molecular Cell Biology, 2004, 5(9): 739-751.
[4]LYAPINA S, COPE G, SHEVCHENKO A, et al.Promotion of NEDD-CUL1 conjugate cleavage by COP9 signalosome[J].Science, 2001, 292(5520): 1382-1385.
[5]WOLF D A, ZHOU C, WEE S.The COP9 signalosome: an assembly and maintenance platform for cullin ubiquitin ligases?[J].Nature Cell Biology, 2003, 5(12): 1029-1033.
[6]EMBERLEY E D, MOSADEGHI R, DESHAIES R J.Deconjugation of Nedd8 from Cul1 is directly regulated by Skp1-F-box and substrate, and the COP9 signalosome inhibits deneddylated SCF by a noncatalytic mechanism[J].The Journal of Biological Chemistry, 2012, 287(35): 29679-29689.
[7]WU J T, CHAN Y R, CHIEN C T.Protection of cullin-RINGE3 ligases by CSN-UBP12[J].Trends in Cell Biology, 2006, 16(7): 362-369.
[8]NAHLIK K, DUMKOW M, BAYRAM O, et al.The COP9 signalosome mediates transcriptional and metabolic response to hormones, oxidative stress protection and cell wall rearrangement during fungal development[J].Molecular Microbiology, 2010, 78(4): 964-979.
[9]ROZEN S, FüZESI-LEVI M G, BEN-NISSAN G, et al.CSNAP is a stoichiometric subunit of the COP9 signalosome[J].Cell Reports, 2015, 13(3): 585-598.
[10]BARTH E, HüBLER R, BANIAHMAD A, et al.The evolution of COP9 signalosome in unicellular and multicellular organisms[J].Genome Biology and Evolution, 2016, 8(4): 1279-1289.
[11]LINGARAJU G M, BUNKER R D, CAVADINI S, et al.Crystal structure of the human COP9 signalosome[J].Nature, 2014, 512(7513): 161-165.
[12]NEZAMES C D, DENG X W.The COP9 signalosome: its regulation of cullin-based E3 ubiquitin ligases and role in photomorphogenesis[J].Plant Physiology, 2012, 160(1): 38-46.
[13]YU Z, KLEIFELD O, LANDE-ATIR A, et al.Dual function of Rpn5 in two PCI complexes the 26S proteasome and COP9 signalosome[J].Molecular Biology of the Cell, 2011, 22(7): 911-920.
[14]MUNDT K E, LIU C, CARR A M.Deletion mutants in COP9 signalosome subunits in fission yeastSchizosaccharomycespombedisplay distinct phenotypes[J].Molecular Biology of the Cell, 2002, 13(2): 493-502.
[15]HE Q, CHENG P, LIU Y.The COP9 signalosome regulates theNeurosporacircadianclock by controlling the stability of the SCFFWD-1complex[J].Genes and Development, 2005, 19(13): 1518-1531.
[16]BUSCH S, SCHWIER E U, NAHLIK K, et al.An eight subunit COP9 signalosome with an intact JAMM motif is required for fungal fruit body formation[J].Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2007, 104(19): 8089-8094.
[17]BUSCH S, ECKERT S E, KRAPPMANN S, et al.The COP9 signalosome is an essential regulator of development in the filamentous fungusAspergillusnidulans[J].Molecular Microbiology, 2003, 49(3): 717-730.
[18]BRODHUN F, G?BEL C, HORNUNG E, et al.Identification of PpoA fromAspergillusnidulansas a fusion protein of a fatty acid heme dioxygenase/peroxidase and a cytochrome P450[J].The Journal of Biological Chemistry, 2009, 284(18): 11792-11805.
[19]WANG J, HU Q, CHNE H, et al.Role of individual subunits of theNeurosporacrassaCSN complex in regulation of deneddylation and stability of cullin proteins[J].PLoS Genetics, 2010, 6(12): e1001232.
[20]ZHOU Z, WANG Y, CAI G, et al.NeurosporaCOP9 signalosome integrity plays major roles for hyphal growth, conidial development, and circadian function[J].PLoS Genetics, 2012, 8(5): e1002712.
[21]HE Q, LIU Y.Degradation of theNeurosporacircadian clock protein FREQUENCY through the ubiquitin proteasome pathway[J].Biochemical Society Transactions, 2005, 33(Pt5): 953-956.
[22]CHEN F, ZHOU J, SHI Z, et al.Effect of acetyl-CoA synthase gene over expression on physiological function ofSaccharomycescerevisiae[J].WeiShengWuXueBao, 2010, 50(9): 1172-1179.
[23]LICURSI V, SALVI C, DE CESARE V, et al.The COP9 signalosome is involved in the regulation of lipid metabolism and of transition metals uptake inSaccharomycescerevisiae[J].The FEBS Journal, 2014, 281(1): 175-190.
[24]MAYTAL-KIVITY V, PIRAN R, PICK E, et al.COP9 signalosome components play a role in the mating pheromone response ofS.Cerevisiae[J].EMBO Reports, 2002, 3(12): 1215-1221.
[25]LIU C, POWELL KA, MUNDT K, et al.Cop9/signalosome subunits and Pcu4 regulate ribonucleotide reductase by both checkpoint-dependent and independent mechanisms[J].Genes and Development, 2003, 17(9): 1130-1140.
[26]SANCHEZ A, ROGUEV A, KROGAN N J, et al.Genetic interaction landscape reveals critical requirements forSchizosaccharomycespombeBrc1 in DNA damage response mutants[J].G3 (Bethesda), 2015, 5(5): 953-962.
[27]BAYNE E H, BIJOS D A, WHITE S A, et al.A systematic genetic screen identifies new factors influencing centromeric heterochromatin integrity in fission yeast[J].Genome Biology, 2014, 15(10): 481.
[28]GAVIN A C, B?SCHE M, KRAUSE R, et al.Functional organization of the yeast proteome by systematic analysis of protein complexes[J].Nature, 2002, 415(6868): 141-147.
[29]PICK E, GOALN A, ZIMBLER J Z, et al.The minimal deneddylase core of the COP9 signalosome excludes the Csn6 MPN- domain[J].PLoS One, 2012, 7(8): e43980.
[30]CIRIGLIANO A, STIRPE A, MENTA S, et al.Yeast as a tool to select inhibitors of the cullin deneddylating enzyme Csn5[J].Journal of Enzyme Inhibition and Medicinal Chemistry, 2016, 31(6): 1632-1637.
[31]ZHOU C, WEE S, RHEE E, et al.Fission yeast COP9 signalosome suppresses cullin activity through recruitment of the deubiquitylating enzyme Ubp12p[J].Molecular Cell, 2003, 11(4): 927-938.
[32]VON ZESKA KRESS M R, HARTING R, BAYRAM ?, et al.The COP9 signalosome counteracts the accumulation of cullin SCF ubiquitin E3 RING ligases during fungal development[J].Molecular Microbiology, 2012, 83(6): 1162-1177.
[33]BECKMANN E A, K?HLER A M, MEISTER C, et al.Integration of the catalytic subunit activates deneddylase activity in vivo as final step in fungal COP9 signalosome assembly[J].Molecular Microbiology, 2015, 97(1): 110-124.
[34]PICK E, PINTARD L.In the land of the rising sun with the COP9 signalosome and related Zomes.Symposium on the COP9 signalosome, Proteasome and eIF3[J].EMBO Reports, 2009, 10(4): 343-348.
[35]MEISTER C, GULKO M K, K?HLER A M, et al.The devil is in the details: comparison between COP9 signalosome (CSN) and the LID of the 26S proteasome[J].Current Genetics, 2016, 62(1): 129-136.
[36]MAYTAL-KIVITY V, PICK E, PIRAN R, et al.The COP9 signalosome-like complex inS.cerevisiaeand links to other PCI complexes[J].The International Journal of Biochemistry and Cell Biology, 2003, 35(5): 706-715.
[37]CHRISTMANN M, SCHMALER T, GORDON C, et al.Control of multicellular development by the physically interacting deneddylases DEN1/ DenA and COP9 signalosome[J].PLoS Genetics, 2013, 9(2): e1003275.
[38]SCHINKE J, KOLOG GULKO M, CHRISTMANN M, et al.The DenA/DEN1 interacting phosphatase DipA controls septa positioning and phosphorylation-dependent stability of cytoplasmatic DenA/DEN1 during fungal development[J].PLoS Genetics, 2016, 12(3): e1005949.
[39]GERKE J, BRAUS G H.Manipulation of fungal development as source of novel secondary metabolites for biotechnology[J].Applied Microbiology and Biotechnology, 2014, 98(20): 8443-8455.
[40]GERKE J, BAYRAM O, FEUSSNER K, et al.Breaking the silence: protein stabilization uncovers silenced biosynthetic gene clusters in the fungusAspergillusnidulans[J].Applied and Environmental Microbiology, 2012, 78(23):8234-8244.
[41]HELMSTAEDT K, SCHWIER E U, CHRISTMANN M, et al.Recruitment of the inhibitor Cand1 to the cullin substrate adaptor site mediates interaction to the neddylation site[J].Molecular Biology of the Cell, 2011, 22(1): 153-164.