国产日韩欧美一区二区三区三州_亚洲少妇熟女av_久久久久亚洲av国产精品_波多野结衣网站一区二区_亚洲欧美色片在线91_国产亚洲精品精品国产优播av_日本一区二区三区波多野结衣 _久久国产av不卡

?

水稻花粉育性相關(guān)基因研究進展

2019-07-08 03:30馬龍徐薇竇玲玲柯笑楠劉明月耿艷飛黃霞賈玉芳劉慶坡
江蘇農(nóng)業(yè)科學 2019年10期
關(guān)鍵詞:水稻

馬龍 徐薇 竇玲玲 柯笑楠 劉明月 耿艷飛 黃霞 賈玉芳 劉慶坡

摘要:花粉發(fā)育為水稻生殖發(fā)育不可或缺的過程之一,其育性高低對水稻育種以及經(jīng)濟產(chǎn)量具有重要意義。大量研究發(fā)現(xiàn),水稻花粉發(fā)育是嚴格受基因表達調(diào)控的生物學過程。基于此,本文綜述與水稻花粉育性相關(guān)的蛋白編碼基因和調(diào)控性miRNA的研究現(xiàn)狀,總結(jié)有關(guān)基因在調(diào)控水稻花粉育性方面的生物學功能及作用機制,并對該領(lǐng)域未來的發(fā)展趨勢作出分析與展望,從而為水稻分子設(shè)計育種提供理論參考。

關(guān)鍵詞:水稻;花粉發(fā)育;生殖發(fā)育;相關(guān)基因;miRNA;育種利用

中圖分類號: S511.03? 文獻標志碼: A? 文章編號:1002-1302(2019)10-0042-05

水稻是世界性主要糧食作物之一,為全球50%以上人口提供食物,同時也是重要的單子葉模式植物之一[1],因此對水稻的不斷深入研究具有重要理論和現(xiàn)實意義。隨著人口數(shù)量的不斷增長、生態(tài)環(huán)境的惡化、耕地面積的持續(xù)減少以及人們對食品安全的重視,在可預見的將來,糧食短缺及由此引發(fā)的其他問題將日益突顯。因此,培育出優(yōu)質(zhì)、高產(chǎn)、抗逆性強的水稻新品種顯得尤為重要,這要求研究者在了解水稻宏觀表型變化的基礎(chǔ)上更深入理解其分子調(diào)控機制等?;蚪M學育種及分子育種能夠高效地對植物生理學、遺傳學、生物技術(shù)及基因表達調(diào)控等研究進行有機整合,因此已成為解決當前問題的有效途徑。鑒于基因組學育種主要通過轉(zhuǎn)基因技術(shù)和分子標記技術(shù)等充分挖掘并利用有利基因[2],近幾十年來大量調(diào)控不同農(nóng)藝性狀的相關(guān)基因被相繼鑒定和克隆[3-4]。

水稻單產(chǎn)是受內(nèi)在遺傳和外部環(huán)境影響的綜合性狀,與植株器官形態(tài)構(gòu)建、光合效率、礦質(zhì)元素的高效利用以及授粉和授精過程、抗逆性等密切相關(guān)[5]。穗數(shù)、穗粒數(shù)、結(jié)實率和粒質(zhì)量等是構(gòu)成水稻稻谷產(chǎn)量的主要因素[6],其中穗數(shù)、穗粒數(shù)[7]、粒質(zhì)量[8-10]和株型等水稻產(chǎn)量性狀已被深入研究,且研究者已鑒定并克隆了許多相應的基因[11-12];而對水稻產(chǎn)量同樣具有決定作用的結(jié)實率相關(guān)功能基因鑒定及調(diào)控水稻單產(chǎn)形成內(nèi)在機制等方面的研究,進展相對比較緩慢[13]。迄今,已克隆到幾個調(diào)控水稻結(jié)實率的重要基因,且其中多數(shù)基因參與了水稻花粉的發(fā)育進程[6,13-16]。例如通過促進花粉管生長正向調(diào)節(jié)水稻結(jié)實率的PTB1基因[13]以及通過促進花粉管伸長和調(diào)控胞內(nèi)鈣離子平衡提高水稻穗籽粒結(jié)實率的OsCNGC13基因[16]等。盡管如此,對于通過調(diào)控水稻花粉發(fā)育進而影響結(jié)實率的內(nèi)在機制認識仍十分有限。此外,雄性不育的發(fā)現(xiàn)和利用為主要農(nóng)作物的雜種優(yōu)勢利用提供了保障,其中雜交水稻的培育為世界糧食生產(chǎn)發(fā)揮了舉足輕重的作用[17]。然而,雜交后代的結(jié)實率往往低于親本,且已成為利用雜種優(yōu)勢進行水稻產(chǎn)量性狀改良的一個主要瓶頸[13],因此對結(jié)實率相關(guān)基因的研究已成為水稻育種工作的主要熱點之一,其中花粉育性作為結(jié)實率的決定因素之一,其相關(guān)研究備受關(guān)注。

在高等植物中,花粉發(fā)育是一個非常復雜的生物學過程。在一系列相關(guān)基因的協(xié)同作用下,小孢子母細胞在花粉囊中進行減數(shù)分裂產(chǎn)生小孢子,并進一步發(fā)育成花粉粒;當花粉囊裂開時,成熟的花粉粒被釋放出來[18]。馮九煥等以秈稻品種IR36為材料,對水稻花粉發(fā)育過程及其藥壁組織進行了系統(tǒng)觀察,詳細地描繪了其超微結(jié)構(gòu)特征,并依據(jù)不同時期特點將水稻花粉發(fā)育過程劃分為8個時期[19-20]。Itoh等也將該過程分成8個時期,其中前4個時期是花藥孢子體發(fā)育時期,后4個時期是花粉發(fā)育時期[1,21]。在此基礎(chǔ)上,后來的研究者進一步將水稻花藥發(fā)育過程由原來的8時期細分為14時期[22-23],這些時期不同生物過程的循序漸進最終保證了花粉的完整發(fā)育。目前,基因表達調(diào)控機制等研究最深入的主要涉及水稻絨氈層和花粉壁等發(fā)育過程?;诖?,本文主要綜述當前與水稻花粉育性相關(guān)蛋白編碼基因和miRNA的研究進展并初步闡釋其在水稻花粉育性調(diào)控中的作用及機制,以期加深相關(guān)研究人員和育種工作者對花粉育性相關(guān)基因及生物學功能、調(diào)控途徑等方面的認識,從而為相關(guān)基因的進一步育種利用等提供參考。

1 水稻花粉育性相關(guān)蛋白編碼基因

水稻的成熟花粉是由2或3個細胞組成的雄配子體,廣義的花粉概念則包括從小孢子到成熟花粉的各個階段[24],每個階段都是在特定基因協(xié)作下完成的。任何參與花粉形成過程的基因發(fā)生突變,均可導致花藥花粉異常,最終導致雄性不育[25]。近年來,隨著研究的不斷深入,研究者已陸續(xù)鑒定并克隆了多個與水稻花粉敗育及花粉缺失等相關(guān)的功能基因(表1)。

1.1 花粉敗育相關(guān)基因

花粉敗育是指受內(nèi)外環(huán)境因素影響導致花粉不能正常發(fā)育起到生殖作用的現(xiàn)象,其主要原因是花粉母細胞不能正常減數(shù)分裂以及絨氈層細胞作用失常。絨氈層細胞是花藥發(fā)育過程中短暫存在的并位于花藥最內(nèi)層的細胞,它直接包裹著小孢子母細胞及分化后的小孢子[48]。絨氈層細胞的細胞質(zhì)中富含線粒體、內(nèi)質(zhì)網(wǎng)、高爾基體等細胞器,代謝非常旺盛[49]。研究發(fā)現(xiàn),絨氈層細胞的降解是一個細胞程序性死亡的過程,在此過程中會釋放大量在絨氈層細胞內(nèi)合成的物質(zhì),用于小孢子及其外壁的發(fā)育[40,50]。因而,絨氈層和花粉的發(fā)育是受一系列基因調(diào)控的復雜生理進程,時序上嚴格匹配。

1.1.1 絨氈層發(fā)育和PCD相關(guān)調(diào)控基因 目前,研究者利用突變體克隆了一些絨氈層發(fā)育相關(guān)基因,包括Udt1和TDR等。UDT1為bHLH轉(zhuǎn)錄因子,主要作用于細胞減數(shù)分裂早期,其T-DNA或Tos17插入突變體表現(xiàn)為雄性不育[37]。突變體udt1的絨氈層不能分化和液泡化,并且性母細胞不能分化成小孢子,中間層細胞不退化,因而花粉囊內(nèi)不能產(chǎn)生正常花粉[51]。TDR也是bHLH類轉(zhuǎn)錄因子。在水稻花藥發(fā)育過程中,TDR通過觸發(fā)絨氈層PCD而調(diào)控花粉壁發(fā)育[40]。突變體tdr的絨氈層和中層降解延遲,花粉粒皺縮,且TDR可直接與2個下游基因OsCP1和OsC6互作[40],其中OsCP1編碼一個半胱氨酸蛋白酶,在花藥發(fā)育中發(fā)揮重要作用[51];OsC6是一個脂質(zhì)轉(zhuǎn)移蛋白基因,在水稻未成熟花藥的絨氈層細胞中特異表達[43],該基因可通過抑制水稻烏氏體和花粉外壁發(fā)育而使其發(fā)生缺陷,并且降低花粉育性。Zhang等發(fā)現(xiàn),TDR突變后還可導致花藥表皮蠟質(zhì)和花粉壁的形成異常[52-53]。進一步分析發(fā)現(xiàn),TDR能結(jié)合OsADF基因啟動子的E-box基序并調(diào)控其表達,進而通過參與ADF(花藥發(fā)育相關(guān)的F-box蛋白)介導的蛋白水解途徑調(diào)節(jié)絨氈層細胞的發(fā)育和花粉形成[54]。

水稻花藥絨氈層細胞的程序性死亡是受一系列基因嚴格調(diào)控的過程。除正向調(diào)控因子TDR等外,Niu等克隆了1個在絨氈層細胞特異表達的bHLH類轉(zhuǎn)錄因子EAT1基因,該基因的突變體eat1表現(xiàn)為絨氈層降解延遲,不能形成正常的花粉粒,導致花藥干癟;深入研究發(fā)現(xiàn),EAT1作用于TDR的下游,可通過直接調(diào)控天冬氨酸蛋白酶基因OsAP25和OsAP37的表達,促進植物絨氈層細胞的程序性死亡[39]。Yi等利用 T-DNA插入突變體鑒定到一個調(diào)控絨氈層PCD的基因DTC1,其突變體dtc1表現(xiàn)為雄性不育,花藥發(fā)育缺陷,絨氈層增大不退化,中層降解延遲;進一步分析發(fā)現(xiàn),DTC1可通過抑制OsMT2b的活性氧清除活性,調(diào)控絨氈層的PCD進程[38]。

1.1.2 花粉壁發(fā)育相關(guān)調(diào)控基因 花粉壁是花粉不可缺少的重要部分,也是花粉育性重要的決定因子之一。Ueda等從水稻Tos17插入突變體庫中鑒定到一個花粉敗育的突變體cap1,該突變體的雜合體有1/2的花粉粒發(fā)生干癟畸變,且畸形花粉粒內(nèi)所有的細胞質(zhì)內(nèi)充物、細胞核和內(nèi)孢細胞壁幾乎全部缺失,因而不能萌發(fā);利用原位雜交等技術(shù)研究發(fā)現(xiàn),CAP1主要在發(fā)育的花粉粒、絨氈層和藥室內(nèi)壁中表達;進一步分析發(fā)現(xiàn),該突變體花粉?;冎饕怯蒐-阿拉伯糖(L-arabinose)毒性積累所致或由UDP-L-arabinose(源于 L- 阿拉伯糖1-磷酸鹽轉(zhuǎn)變)缺乏而抑制細胞壁代謝造成[29]。此外,Moon等鑒定到一個主要在成熟花粉粒中表達的編碼糖基化轉(zhuǎn)移酶的基因OsGT1,其T-DNA插入突變體osgt1的花粉在減數(shù)分裂階段正常但在成熟期活力丟失;進一步觀察發(fā)現(xiàn),該突變體的花粉內(nèi)壁結(jié)構(gòu)遭到破壞,且其淀粉、蛋白含量顯著下降[42]。因此,花粉壁發(fā)育缺陷將導致水稻花粉育性降低。

1.1.3 其他基因 除了絨氈層和花粉壁發(fā)育相關(guān)基因外,人們利用花粉突變體還克隆到一些其他調(diào)控基因,比如rip1和Osabcg15。rip1是Han等從水稻T-DNA插入突變體庫中篩選到的一個花粉特異突變體,其花粉中線粒體、高爾基體、脂肪體、質(zhì)體和內(nèi)質(zhì)網(wǎng)的發(fā)育都表現(xiàn)為延遲;在體外培養(yǎng)條件下,該突變體的花粉不能萌發(fā),而野生型對照的花粉萌發(fā)率>90%,表明RIP1基因是水稻花粉發(fā)育晚期的調(diào)節(jié)因子,是花粉成熟和萌發(fā)所必需的[26]。另外,Wu等利用秈稻恢復系縉恢一號獲得一個不能產(chǎn)生有活力花粉的突變體Osabcg15,該突變體的花藥短窄且白化,花藥表皮異常、中層增大、烏氏體發(fā)育異常、絨氈層不完全退化、沒有外壁,花粉粒收縮[32]。Niu等深入分析發(fā)現(xiàn),OsABCG15可能在孢子花粉素合成或孢子花粉素從絨氈層細胞向花藥室轉(zhuǎn)移的過程中發(fā)揮關(guān)鍵作用[33]。

1.2 花粉缺失相關(guān)基因

除花粉敗育外,花粉缺失是另一個影響水稻正常生殖發(fā)育的主要因素。Jung等曾鑒定到一個蠟質(zhì)缺陷的花藥突變體Wda1,該突變體所有細胞壁層的超長鏈脂肪酸合成受阻,花藥外層的角質(zhì)臘層缺失,小孢子的發(fā)育嚴重遲緩,導致花粉外壁的形成發(fā)生缺陷,最終造成花粉缺失[27]。同樣地,Jiang等鑒定到一個無花粉突變體基因Osnop,該基因只在花粉發(fā)育和花粉管萌發(fā)時表達,因而控制水稻雄配子的發(fā)育[30],但是它在水稻花粉成熟時的具體調(diào)控機制尚不清楚。

此外,研究者還克隆了許多其他造成花粉缺失的相關(guān)基因。例如絨氈層PCD的必需調(diào)控因子基因OsTDF1[55]、絨氈層決定基因OsTDL1A[56]、控制水稻花器官尤其花粉發(fā)育及水稻籽粒糊粉層α淀粉酶活性的基因OsGAMYB[44]、調(diào)控水稻孢子花粉素合成并參與誘導絨氈層降解的?;o酶A合成酶基因OsACOS12[57-58]以及影響花粉發(fā)育過程中淀粉合成,進而影響花粉缺失的基因OsPGM[59]等,這些基因的發(fā)現(xiàn)與功能研究加深了人們對水稻花粉發(fā)育分子機制的了解。

2 水稻miRNA與花粉育性

miRNA是一類長20~24個核苷酸的內(nèi)源單鏈非編碼小分子RNA,通過與靶基因互補結(jié)合來介導mRNA的降解或在翻譯水平上抑制其表達,進而調(diào)控植物的生長發(fā)育及環(huán)境適應性等[45]。例如,miRNA可參與調(diào)控水稻根系的生長發(fā)育[46]、水稻營養(yǎng)生長與生殖生長轉(zhuǎn)換[47]以及水稻衰老期葉片發(fā)育[60]等不同生物學過程。

近年來,隨著基因組學和生物信息學的迅猛發(fā)展,在不同物種中鑒定到越來越多的具有不同調(diào)控功能的miRNA。截至目前,在miRBase數(shù)據(jù)庫中已注冊有來自223個不同物種的28 645個前體miRNA(pre-miRNA),共表達35 828個成熟序列,其中從水稻基因組中鑒定到592個前體miRNA和713個成熟miRNA(http://www.mirbase.org,release 21)[61]。大量研究發(fā)現(xiàn),同一miRNA在植物不同生長發(fā)育時期具有不同的表達模式,且在同一時期表達的miRNA也具有明顯的多樣性;miRNA與其作用靶基因組成調(diào)控網(wǎng)絡(luò)參與植物生長發(fā)育的調(diào)節(jié)過程,進而在植物生命周期中發(fā)揮重要作用[62-64]。

花粉發(fā)育是開花植物生命周期中最重要的時期之一。近年來,隨著高通量測序等技術(shù)的應用,有關(guān)miRNA參與調(diào)控水稻花粉發(fā)育的研究不斷展開并取得一定進展。Wei等系統(tǒng)探究了水稻花粉發(fā)育過程中miRNA的表達情況,共鑒定到292個已知miRNA和75個新miRNA,其中202個已知miRNA在花粉發(fā)育過程有所表達,且其中103個的表達明顯富集,而新鑒定的75個miRNA中半數(shù)以上在花粉發(fā)育中呈現(xiàn)出組織特異性或者在發(fā)育時期特異表達[65]。在比較同源四倍體和二倍體水稻花粉發(fā)育過程中miRNA的表達譜時,Li等發(fā)現(xiàn),相對于二倍體,四倍體水稻有321個差異表達的miRNA,且同源四倍體水稻花粉和胚囊中miRNA的表達譜也截然不同,每個miRNA平均有3個與花粉發(fā)育有關(guān)的作用靶基因[66];此外,與轉(zhuǎn)座因子相關(guān)的siRNA在四倍體水稻胚囊中上調(diào)表達,而在花粉發(fā)育過程中發(fā)生下調(diào)[67]。由此可見,miRNA可能確實參與了水稻花粉發(fā)育的生物學調(diào)控過程,但其與靶基因互作進而調(diào)控水稻花粉育性的內(nèi)在分子機制等仍需進一步深入闡明。

雜交水稻的育種及大范圍推廣應用,對世界糧食供給作出了巨大貢獻,因此對水稻雜交育種的研究始終是育種家的一個重要關(guān)注點。目前以細胞質(zhì)雄性不育系(CMS)為基礎(chǔ)的三系雜交和以細胞核雄性不育系為基礎(chǔ)的兩系雜交是雜交水稻的主要2種育種方式,其中雄性不育系的研究是水稻雜交育種的重點所在。在水稻中,miR156通過作用于靶基因SPL來參與水稻雄配子體的形成過程[68]。以水稻光周期/溫敏性核雄不育系WuxiangS(WXS)為材料,Zhang等研究了其育性轉(zhuǎn)換時期miRNA的表達模式,共鑒定出497個已知miRNA和273個新miRNA,在可育和不育WXS材料間共發(fā)現(xiàn)26個表達量存在顯著差異的miRNA,其中11個表達量下調(diào),15個表達量上調(diào);進一步分析發(fā)現(xiàn),水稻miR156a-j和miR164d等調(diào)控的靶基因多與花粉育性相關(guān),表明miRNA確實參與了WXS花粉發(fā)育及育性轉(zhuǎn)換進程;此外,在水稻不育材料WXS的育性轉(zhuǎn)換期發(fā)現(xiàn),miR5967與其靶基因(一種鈣離子結(jié)合蛋白基因)互作,通過參與調(diào)控鈣離子信號轉(zhuǎn)導途徑,在WXS育性轉(zhuǎn)換過程發(fā)揮一定的調(diào)控作用[69]。

盡管近年來,人們已陸續(xù)發(fā)掘到一些與水稻花粉育性相關(guān)的miRNA,但在深入揭示其生物學功能及調(diào)控機制等方面進展十分緩慢。Zhou等發(fā)掘到一個與調(diào)控水稻光溫敏雄性不育有關(guān)的miRNA——P/TMS12-1,在農(nóng)墾58S和培矮64S中超量表達該miRNA可顯著恢復其花粉育性;生物信息學分析顯示,P/TMS12-1擁有10個潛在靶基因[70],但它到底與哪個(些)靶基因互作進而調(diào)控水稻花粉育性尚不清楚??傊居允且粋€復雜的基因網(wǎng)絡(luò)調(diào)控過程,其間參與的基因遠遠不止目前所發(fā)掘的。因此,要想充分理解水稻花粉育性的分子機制,仍需要在原有基礎(chǔ)上進一步發(fā)掘新基因,并通過轉(zhuǎn)基因技術(shù)等探明其生物學功能。

3 總結(jié)與展望

水稻花粉發(fā)育是一個連續(xù)的、復雜的生物學過程,該過程受一系列基因精細調(diào)控,涉及此過程的任何基因發(fā)生突變都將影響花粉的正常發(fā)育。近年來,研究者已陸續(xù)克隆了許多相關(guān)基因,并且對其相應功能進行了研究,其中包括花粉發(fā)育調(diào)控基因Wda1[30]、花粉半不育基因pss1[31,71]、花粉缺失基因Osnop[55]、花粉管堵塞基因PTB1[13]以及絨氈層相關(guān)基因OsTDL1A[56]、絨氈層發(fā)育調(diào)控基因Udt1[72]和TDR[40]等。盡管如此,人們對于花粉發(fā)育分子機制的認識仍很有限。例如,Deveshwar等以水稻花粉發(fā)育的4個不同時期(包括減數(shù)分裂前期、減數(shù)分裂期、單核細胞期和三核細胞期)為研對象,利用基因芯片和測序技術(shù)對其轉(zhuǎn)錄組進行分析,結(jié)果發(fā)現(xiàn),至少22 000個基因在花粉發(fā)育不同時期有所表達,其中減數(shù)分裂期最多(18 090個),三核細胞期最少(15 465個);此外,通過比較水稻營養(yǎng)生長期和生殖生長期的基因表達情況發(fā)現(xiàn),在花粉發(fā)育期特異表達的基因約有1 000個,但在上述發(fā)現(xiàn)的基因中約1/2的生物學功能未知[73]。表明對于水稻花粉發(fā)育的網(wǎng)絡(luò)機制,仍有太多未知領(lǐng)域需進一步探索。此外,與水稻花粉發(fā)育相關(guān)miRNA的發(fā)掘及功能研究才起步不久,在花粉發(fā)育過程中miRNA自身的表達調(diào)控機制尚不清楚,其如何與靶基因互作以及如何影響其他miRNA和蛋白編碼基因的表達等是充分理解花粉育性迫切需要解決的問題。隨著高通量測序技術(shù)的發(fā)展以及基因編輯等技術(shù)的應用,越來越多的miRNA和蛋白編碼基因的生物學功能將被逐步闡明,這必將為人們充分理解水稻花粉育性的調(diào)控機制奠定堅實基礎(chǔ)。

參考文獻:

[1]Itoh J,Nonomura K,Ikeda K,et al. Rice plant development:from zygote to spikelet[J]. Plant & Cell Physiology,2005,46(1):23-47.

[2]Lombardo L,Coppola G,Zelasco S. New technologies for insect-resistant and herbicice-tolerant plants[J]. Trends in Biotechnology,2016,34(1):49-57.

[3]Takeda S,Matsuoka M. Genetic approaches to crop improvement:responding to environmental and population changes[J]. Nature Reviews Genetics,2008,9(6):444-457.

[4]Varshney R K,Hoisington D A,Tyagi A K. Advances in cereal genomics and applications in crop breeding[J]. Trends in Biotechnology,2006,24(11):490-499.

[5]Zhang Q F. Strategies for developing green super rice[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America,2007,104(42):16402-16409.

[6]Zhang K,Song Q,Wei Q,et al. Down-regulation of OsSPX1 caused semi-male sterility,resulting in reduction of grain yield in rice[J]. Plant Biotechnology Journal,2016,14(8):1661-1672.

[7]Ashikari M,Sakakibara H,Lin S,et al. Cytokinin oxidase regulates rice grain production[J]. Science,2005,309(5735):741-745.

[8]Wang Y X,Xiong G S,Hu J,et al. Copy number variation at the GL7 locus contributes to grain size diversity in rice[J]. Nature Genetics,2015,47(8):944-948.

[9]Si L Z,Chen J Y,Huang X E,et al. OsSPL13 controls grain size in cultivated rice[J]. Nature Genetics,2016,48(4):447-456.

[10]Wang S K,Li S,Liu Q,et al. The OsSPL16-GW7 regulatory module determines grain shape and simultaneously improves rice yield and grain quality[J]. Nature Genetics,2015,47(3):949-954.

[11]Huang X Z,Qian Q,Liu Z B,et al. Natural variation at the DEP1 locus enhances grain yield in rice[J]. Nature Genetics,2009,41(4):494-497.

[12]Jiao Y Q,Wang Y H,Xue D W,et al. Regulation of OsSPL14 by OsmiR156 defines ideal plant architecture in rice[J]. Nature Genetics,2010,42(6):541-544.

[13]Li S C,Li W B,Huang B,et al. Natural variation in PTB1 regulates rice seed setting rate by controlling pollen tube growth[J]. Nature Communications,2013,4:2793.

[14]Kwon C T,Kim S H,Kim D,et al. The rice floral repressor Early Flowering 1 affects spikelet fertility by modulating gibberellin signaling[J]. Rice,2015,8(1):58.

[15]Lu G W,Coneva V,Casaretto J A,et al. OsPIN5b modulates rice (Oryza sativa) plant architecture and yield by changing auxin homeostasis,transport and distribution[J]. Plant Journal,2015,83(5):913-925.

[16]Xu Y,Yang J,Wang Y H,et al. OsCNGC13 promotes seed-setting rate by facilitating pollen tube growth in stylar tissues[J]. PLoS Genetics,2017,13(7):e1006906.

[17]胡 駿,黃文超,朱仁山,等. 水稻雄性不育與雜種優(yōu)勢的利用[J]. 武漢大學學報(理學版),2013,59(1):1-9.

[18]Ma H. Molecular genetic analyses of microsporogenesis and microgametogenesis in flowering plants[J]. Annual Review of Plant Biology,2005,56:393-434.

[19]馮九煥,盧永根,劉向東,等. 水稻花粉發(fā)育過程及其分期[J]. 中國水稻科學,2001,15(1):21-28.

[20]盧永根,馮九煥,劉向東,等. 水稻(Oryza sativa L.)花粉及花藥壁發(fā)育的超微結(jié)構(gòu)研究[J]. 中國水稻科學,2002,16(1):30-38.

[21]譚何新,文鐵橋,張大兵. 水稻花粉發(fā)育的分子機理[J]. 植物學通報,2007,24(3):330-339.

[22]Zhang D B,Luo X E,Zhu L. Cytological analysis and genetic control of rice anther development[J]. Journal of Genetics and Genomics,2011,38(9):379-390.

[23]Zhang D B,Wilson Z A. Stamen specification and anther development in rice[J]. Chinese Science Bulletin,2009,54(14):2342-2353.

[24]王 洋. 水稻育性突變體的篩選和育性相關(guān)基因OsMSH4及PSS1的克隆與功能研究[D]. 南京:南京農(nóng)業(yè)大學,2013.

[25]Glover J,Grelon M,Craig S,et al. Cloning and characterization of MS5 from Arabidopsis:a gene critical in male meiosis[J]. Plant Journal,1998,15(3):345-356.

[26]Han M J,Jung K H,Yi G,et al. Rice immature pollen 1 (RIP1) is a regulator of late pollen development[J]. Plant & Cell Physiology,2006,47(11):1457-1472.

[27]Jung K H,Han M J,Lee D Y,et al. Wax-deficient anther1 is involved in cuticle and wax production in rice anther walls and is required for pollen development[J]. The Plant Cell,2006,18(11):3015-3032.

[28]Yamagata Y,Yamamoto E,Aya K,et al. Mitochondrial gene in the nuclear genome induces reproductive barrier in rice[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America,2010,107(4):1494-1499.

[29]Ueda K,Yoshimura F,Miyao A,et al. COLLAPSED ABNORMAL POLLEN1 gene encoding the arabinokinase-like protein is involved in pollen development in rice[J]. Plant Physiology,2013,162(2):858-871.

[30]Jiang S Y,Cai M N,Ramachandran S. The Oryza sativa no pollen (Osnop) gene plays a role in male gametophyte development and most likely encodes a C2-GRAM domain-containing protein[J]. Plant Molecular Biology,2005,57(6):835-853.

[31]Zhou S R,Wang Y,Li W C,et al. Pollen semi-sterility1 encodes a kinesin-1-like protein important for male meiosis,anther dehiscence,and fertility in rice[J]. The Plant Cell,2011,23(1):111-129.

[32]Wu L A,Guan Y S,Wu Z G,et al. OsABCG15 encodes a membrane protein that plays an important role in anther cuticle and pollen exine formation in rice[J]. Plant Cell Reports,2014,33(11):1881-1899.

[33]Niu B X,,F(xiàn)u F R,He M,et al. The ATP-binding cassette transporter OsABCG15 is required for anther development and pollen fertility in rice[J]. Journal of Integrative Plant Biology,2013,55(8):710-720.

[34]Zhao G C,Shi J X,Liang W Q,et al. Two ATP binding cassette G transporters,rice ATP binding cassette G26 and ATP binding cassette G15,collaboratively regulate rice male reproduction[J]. Plant Physiology,2015,169(3):2064-2079.

[35]Hong L L,Tang D,Shen Y,et al. MIL2(MICROSPORELESS2) regulates early cell differentiation in the rice anther[J]. New Phytologist,2012,196(2):402-413.

[36]Yi J,Kim S R,Lee D Y,et al. The rice gene DEFECTIVE TAPETUM AND MEIOCYTES 1 (DTM1) is required for early tapetum development and meiosis[J]. Plant Journal,2012,70(2):256-270.

[37]Jung K H,Han M J,Lee Y S,et al. Rice undeveloped tapetum1 is a major regulator of early tapetum development[J]. The Plant Cell,2005,17(10):2705-2722.

[38]Yi J,Moon S,Lee Y S,et al. Defective tapetum cell death 1 (DTC1) regulates ROS levels by binding to metallothionein during tapetum degeneration[J]. Plant Physiology,2016,170(3):1611-1623.

[39]Niu N N,Liang W Q,Yang X J,et al. EAT1 promotes tapetal cell death by regulating aspartic proteases during male reproductive development in rice[J]. Nature Communications,2013,4:1445.

[40]Li N,Zhang D S,Liu H S,et al. The rice tapetum degeneration retardation gene is required for tapetum degradation and anther development[J]. The Plant Cell,2006,18(11):2999-3014.

[41]Shi X,Sun X H,Zhang Z G,et al. GLUCAN SYNTHASE-LIKE 5 (GSL5) plays an essential role in male fertility by regulating callose metabolism during microsporogenesis in rice[J]. Plant and Cell Physiology,2015,56(3):497-509.

[42]Moon S,Kim S R,Zhao G C,et al. Rice GLYCOSYLTRANSFERASE1 encodes a glycosyltransferase essential for pollen wall formation[J]. Plant Physiology,2013,161(2):663-675.

[43]Tsuchiya T,Toriyama K,Ejiri S,et al. Molecular characterization of rice genes specifically expressed in the anther tapetum[J]. Plant Molecular Biology,1994,26(6):1737-1746.

[44]Kaneko M,Inukai Y,Ueguchi-Tanaka M,et al. Loss-of-function mutations of the rice GAMYB gene impair α-amylase expression in aleurone and flower development[J]. The Plant Cell,2004,16(1):33-44.

[45]Tang J Y,Chu C C. MicroRNAs in crop improvement:fine-tuners for complex traits[J]. Nature Plants,2017,3(7):17077.

[46]Ma X X,Shao C G,Wang H Z,et al. Construction of small RNA-mediated gene regulatory networks in the Roots of rice(Oryza sativa)[J]. BMC Genomics,2013,14:510.

[47]Meng Y J,Shao C G,Wang H Z,et al. Construction of gene regulatory networks mediated by vegetative and reproductive stage-specific small RNAs in rice (Oryza sativa)[J]. New Phytologist,2013,197(2):441-453.

[48]李興旺. 水稻絨氈層細胞程序性死亡調(diào)控育性的分子機理研究[D]. 武漢:華中農(nóng)業(yè)大學,2011.

[49]Bedinger P. The remarkable biology of pollen[J]. The Plant Cell,1992,4:879-887.

[50]Aya K,Ueguchi-Tanaka M,Kondo M,et al. Gibberellin modulates anther development in rice via the transcriptional regulation of GAMYB[J]. The Plant Cell,2009,21(5):1453-1472.

[51]Lee S,Jung K H,An G H,et al. Isolation and characterization of a rice cysteine protease gene,OSCP1,using T-DNA gene-trap system[J]. Plant Molecular Biology,2004,54(5):755-765.

[52]Zhang D S,Liang W Q,Yin C S,et al. OsC6,encoding a lipid transfer protein,is required for postmeiotic anther development in rice[J]. Plant Physiology,2010,154(1):149-162.

[53]Zhang D S,Liang W Q,Yuan Z,et al. Tapetum degeneration retardation is critical for aliphatic metabolism and gene regulation during rice pollen development[J]. Molecular Plant,2008,1(4):599-610.

[54]Li L,Li Y,Song S,et al. An anther development F-box (ADF) protein regulated by tapetum degeneration retardation (TDR) controls rice anther development[J]. Planta,2015,241(1):157-166.

[55]Cai C F,Zhu J,Lou Y,et al. The functional analysis of OsTDF1 reveals a conserved genetic pathway for tapetal development between rice and Arabidopsis[J]. Science Bulletin,2015,60(12):1073-1082.

[56]Zhao X A,de Palma J,Oane R,et al. OsTDL1A binds to the LRR domain of rice receptor kinase MSP1,and is required to limit sporocyte numbers[J]. Plant Journal,2008,54(3):375-387.

[57]Yang X J,Liang W Q,Chen M J,et al. Rice fatty acyl-CoA synthetase OsACOS12 is required for tapetum programmed cell death and male fertility[J]. Planta,2017,246(1):105-122.

[58]Li Y L,Li D D,Guo Z L,et al. OsACOS12,an orthologue of Arabidopsis acyl-CoA synthetase5,plays an important role in pollen exine formation and anther development in rice[J]. BMC Plant Biology,2016,16(1):256.

[59]Lee S K,Eom J S,Hwang S K,et al. Plastidic phosphoglucomutase and ADP-glucose pyrophosphorylase mutants impair starch synthesis in rice pollen grains and cause male sterility[J]. Journal of Experimental Botany,2016,67(18):5557-5569.

[60]Xu X B,Bai H Q,Liu C P,et al. Genome-Wide analysis of MicroRNAs and their target genes related to leaf senescence of rice[J]. PLoS One,2014,9(12):e114313.

[61]Kozomara A,Griffiths-Jones S. miRBase:annotating high confidence microRNAs using deep sequencing data[J]. Nucleic Acids Research,2014,42:D68-D73.

[62]Singh S,Parihar P,Singh R,et al. Heavy metal tolerance in plants:role of transcriptomics,proteomics,metabolomics and ionomics[J]. Frontiers in Plant Science,2015,6:1143.

[63]Li S X,Liu J X,Liu Z Y,et al. HEAT-INDUCED TAS1 TARGET1 mediates thermotolerance via heat stress transcription factor a1a-directed pathways in Arabidopsis[J]. The Plant Cell,2014,26(4):1764-1780.

[64]Shriram V,Kumar V,Devarumath R M,et al. MicroRNAs as potential targets for abiotic stress tolerance in plants[J]. Frontiers in Plant Science,2016,7:817.

[65]Wei L Q,Yan L F,Wang T. Deep sequencing on genome-wide scale reveals the unique composition and expression patterns of microRNAs in developing pollen of Oryza sativa[J]. Genome Biology,2011,12(6):R53.

[66]Li X,Shahid M Q,Wu J W,et al. Comparative small RNA analysis of pollen development in autotetraploid and diploid rice[J]. International Journal of Molecular Sciences,2016,17(4):499.

[67]Li X,Shahid M Q,Xia J,et al. Analysis of small RNAs revealed differential expressions during pollen and embryo sac development in autotetraploid rice[J]. BMC Genomics,2017,18:129.

[68]Yamaguchi A,Wu M F,Yang L,et al. The MicroRNA-Regulated SBP-Box transcription factor SPL3 is a direct upstream activator of LEAFY,F(xiàn)RUITFULL,and APETALA1[J]. Developmental Cell,2009,17(2):268-278.

[69]Zhang H Y,Hu J H,Qian Q,et al. Small RNA profiles of the rice PTGMS line wuxiang S reveal miRNAs involved in fertility transition[J]. Frontiers in Plant Science,2016,7:514.

[70]Zhou H,Liu Q J,Li J,et al. Photoperiod- and thermo-sensitive genic male sterility in rice are caused by a point mutation in a novel noncoding RNA that produces a small RNA[J]. Cell Research,2012,22(4):649-660.

[71]Li W,Jiang L,Zhou S,et al. Fine mapping of pss1,a pollen semi-sterile gene in rice(Oryza sativa L.)[J]. Theoretical and Applied Genetics,2007,114(5):939-946.

[72]Liu Z H,Bao W J,Liang W Q,et al. Identification of gamyb-4 and analysis of the regulatory role of GAMYB in rice anther development[J]. Journal of Integrative Plant Biology,2010,52(7):670-678.

[73]Deveshwar P,Bovill W D,Sharma R,et al. Analysis of anther transcriptomes to identify genes contributing to meiosis and male gametophyte development in rice[J]. BMC Plant Biology,2011,11:78.

猜你喜歡
水稻
水稻和菊花
機插秧育苗專用肥——機插水稻育苗基質(zhì)
有了這種合成酶 水稻可以耐鹽了
水稻種植60天就能收獲啦
油菜可以像水稻一樣實現(xiàn)機插
中國“水稻之父”的別樣人生
海水稻產(chǎn)量測評平均產(chǎn)量逐年遞增
對水稻機插秧技術(shù)推廣的思考
有些地方的水稻待收割(上)