劉 華，張建濤，陳海燕，衣艷君，劉家堯，張洪霞*

（1.中國(guó)科學(xué)院上海生命科學(xué)研究院植物生理生態(tài)研究所，上海 200032；2.青島農(nóng)業(yè)大學(xué)生命科學(xué)學(xué)院，山東 青島 266109）

為適應(yīng)周圍環(huán)境中的非生物脅迫和生物脅迫，植物可以通過(guò)改變自身不飽和脂肪酸含量來(lái)調(diào)整膜的流動(dòng)性，而脂肪酸不飽和水平的變化主要通過(guò)調(diào)節(jié)脂肪酸去飽和酶的活性來(lái)實(shí)現(xiàn)。在植物中，脂肪酸去飽和酶主要有5種：FAD2、FAD3、FAD6、FAD7和FAD8，它們又可分為ω-3型（FAD2、FAD6）和ω-6型（FAD3、FAD7、FAD8）兩大類，催化在脂肪酸鏈的特定位置形成雙鍵，從而產(chǎn)生特定的不飽和脂肪酸。在脅迫條件下，植物通過(guò)調(diào)節(jié)脂肪酸去飽和酶來(lái)調(diào)控膜的流動(dòng)性，從而維持適宜于蛋白發(fā)揮活性的環(huán)境。油酸（18∶1）和亞油酸（18∶2）含量的變化還參與調(diào)節(jié)曲霉的發(fā)育、孢子擴(kuò)散和霉菌毒素的產(chǎn)生。

在某些情況下，植物還受到重金屬的脅迫，生物病原菌及昆蟲(chóng)襲擊等，甚至同時(shí)受到多種脅迫。即使在最好的農(nóng)業(yè)生產(chǎn)條件下，這些脅迫仍然會(huì)大大降低作物生物量及產(chǎn)量。尤其是目前全球耕地逐漸減少、全球氣候變化，使研究者深入理解作物的抗逆機(jī)理，以期提高植物抗逆性。

1 不飽和脂肪酸及甘油脂的合成過(guò)程

植物細(xì)胞脂肪酸和甘油脂的合成有兩個(gè)途徑，即原核和真核途徑，分別由位于質(zhì)體和微粒體膜上的酶參與完成[1]。第一步去飽和反應(yīng)是由硬脂酸（18∶0）形成油酸，由位于質(zhì)體基質(zhì)中的硬脂酰-ACP去飽和酶（Stearoyl-ACPdesaturase，SAD）催化完成[1]，其產(chǎn)物一旦形成即可進(jìn)入原核途徑或真核途徑，進(jìn)一步完成甘油脂合成和脂酰鏈的去飽和。原核途徑是從質(zhì)體內(nèi)三磷酸甘油的?；_(kāi)始的。18∶1和16∶0是植物細(xì)胞在質(zhì)體基質(zhì)中合成的兩種主要脂肪酸，它們被從質(zhì)體中運(yùn)出來(lái)，在細(xì)胞質(zhì)中轉(zhuǎn)化成輔酶A酯（CoAesters），在內(nèi)質(zhì)網(wǎng)中進(jìn)行真核途徑反應(yīng)[1]。

2 脂肪酸去飽和酶編碼基因的功能和分類

目前人們已經(jīng)從擬南芥和其他植物中發(fā)現(xiàn)多種參與脂肪酸去飽和過(guò)程的酶及其編碼基因。脂肪酸去飽和酶有許多種，可以分為兩大類：一類在脂肪酸形成甘油脂之前引入第一個(gè)雙鍵時(shí)起作用，一類在初步形成甘油脂之后對(duì)脂肪酸基團(tuán)進(jìn)一步去飽和時(shí)起作用。其中前者僅包括18∶0-ACP去飽和酶，它是唯一的一個(gè)可溶性去飽和酶，后者包括FAD2、FAD3、FAD4、FAD5、FAD6、FAD7 和FAD8，它們都是膜整合蛋白。在后者脂肪酸去飽和酶中，按酶的分布位置可分為內(nèi)質(zhì)網(wǎng)膜型和質(zhì)體膜型。其中，F(xiàn)AD2與FAD3位于內(nèi)質(zhì)網(wǎng)膜上，負(fù)責(zé)去除質(zhì)體內(nèi)膜膜脂之外所有不飽和甘油脂的合成，而FAD4、FAD5、FAD6、FAD7和FAD8均分布于質(zhì)體膜上，負(fù)責(zé)質(zhì)體內(nèi)膜膜脂的進(jìn)一步去飽和[2]。其中FAD4和FAD5可以催化C16脂肪酸，而FAD2、FAD3、FAD6、FAD7和FAD8則可以催化C18脂肪酸去飽和。

催化C18脂肪酸進(jìn)一步去飽和的5種酶大體可分為兩類，一類稱為ω-6（或12）去飽和酶，包括FAD2與FAD6；另一類稱為ω-3（或15）去飽和酶，包括FAD3、FAD7和FAD8。這兩類酶除作用底物不同外還存在其他差異[3]。對(duì)于不同的ω-6去飽和酶，除定位不同外，電子供體系統(tǒng)也不同。對(duì)于不同的3種ω-3去飽和酶，按照定位不同可以將3種去飽和酶分成兩類，其中FAD7與FAD8都定位于質(zhì)體，功能十分相似，其唯一區(qū)別在于FAD8可受低溫誘導(dǎo)超量表達(dá)[4]。

3 植物脂肪酸去飽和酶參與植物脅迫的響應(yīng)

由于植物自身不能移動(dòng)，這樣就不可避免地受到周圍環(huán)境的各種脅迫，所以植物必須有其他的方式來(lái)適應(yīng)惡劣的環(huán)境。在進(jìn)化過(guò)程中，植物形成了組成型和誘導(dǎo)型兩種方式來(lái)抵御環(huán)境的各種脅迫。脂肪酸是細(xì)胞膜極其重要的組成部分，軟木脂和角質(zhì)蠟還構(gòu)成了細(xì)胞與環(huán)境隔離的屏障[5]。在脅迫條件下，植物通過(guò)調(diào)控脂肪酸組成和飽和度改變膜的流動(dòng)性，并賦予自身誘導(dǎo)性脅迫耐受性。通過(guò)調(diào)節(jié)不飽和脂肪酸去飽和酶的活性改變脂肪酸不飽和程度來(lái)調(diào)節(jié)膜脂的流動(dòng)性是植物適應(yīng)脅迫的一個(gè)特征[6]。下面對(duì)各種脅迫分別進(jìn)行討論。

3.1 低溫

在低溫下，植物細(xì)胞膜由液晶相逐漸過(guò)渡到凝膠相，并伴隨著膜流動(dòng)性降低、離子滲漏和膜蛋白失活等現(xiàn)象。研究表明，葉綠體膜的飽和磷脂酰甘油（PG）的含量可能與細(xì)胞膜的相變溫度有關(guān)，從而與植物的低溫適應(yīng)性相關(guān)[5]。冷敏感植物的相變溫度高于耐冷性植物，這意味著植物的耐冷性與細(xì)胞膜的磷脂酰甘油的脂肪酸飽和度有關(guān)[7]。

高水平的葉綠體類脂多不飽和脂肪酸有助于維持植物在低溫下的存活和葉綠體膜的正常形成[8]。在遭受低溫脅迫時(shí)擬南芥fad5突變體和fad6突變體的幼苗變得枯黃，葉綠素含量減少到只有野生型的一半，同時(shí)類囊體膜的數(shù)量減少，葉綠體也變小。前者缺乏葉綠體ω-9脂肪酸脫氫酶活性，積累高含量的棕櫚酸（16∶0）；而后者則是缺乏ω-6脂肪酸脫氫酶活性，積累高含量的棕櫚烯酸（16∶1）和油酸（18∶1），葉綠體的半乳糖酯多不飽和脂肪酸的含量在這兩個(gè)突變體中都明顯減少。擬南芥fad2的突變體缺乏內(nèi)質(zhì)網(wǎng)（ER）定位的ω-6脫氫酶，質(zhì)體外膜脂的多不飽和脂肪酸含量顯著下降。該突變體在低溫（6℃）長(zhǎng)期培養(yǎng)時(shí)，植株最終枯萎并死亡。這些研究結(jié)果表明，在冷脅迫下，植物在冷適應(yīng)過(guò)程中積累多不飽和脂肪酸。此外冷適應(yīng)中，馬鈴薯在葉片膜甘油酯中積累亞油酸（18∶2），而非馴化的商業(yè)用馬鈴薯則沒(méi)有表現(xiàn)出這種特質(zhì)[9]。

三烯脂肪酸（Trienoic acid，TA），是膜脂中主要的多不飽和脂肪酸。已經(jīng)證明增加葉綠體膜TA的含量可以提高植物在早期生長(zhǎng)階段的耐低溫能力。在煙草中過(guò)表達(dá)擬南芥葉綠體ω-3脫氫酶基因FAD7或FAD8，可以在葉片中增加TA并減少二烯不飽和脂肪酸（Dienoic acid，DA）。野生型與轉(zhuǎn)基因煙草的對(duì)比結(jié)果表明，轉(zhuǎn)基因幼苗獲得耐冷性，而轉(zhuǎn)基因成熟的植株并沒(méi)有獲得耐冷性。而且AtFAD8葉綠體轉(zhuǎn)基因煙草的MDA含量明顯低于野生型植株，而抗氧化酶活性明顯高于野生型植株，表明煙草受到冷脅迫時(shí)細(xì)胞內(nèi)的活性氧含量會(huì)上升，而AtFAD8基因的導(dǎo)入通過(guò)增加轉(zhuǎn)基因煙草的抗氧化能力而提高煙草幼苗的耐冷害能力[10]。過(guò)表達(dá)內(nèi)質(zhì)網(wǎng)定位的ω-3脂肪酸脫氫酶FAD3基因時(shí)增加作為質(zhì)體外膜中的主要組成部分磷脂的TA水平，但是野生型和轉(zhuǎn)基因煙草之間的抗低溫和抗凍性并沒(méi)有顯著差異[11]。

3.2 高溫

與低溫相反，降低葉綠體膜TA水平可以顯著地提高植物對(duì)高溫的耐受性。在轉(zhuǎn)基因煙草中，共抑制沉默葉綠體ω-3脫氫酶基因，導(dǎo)致葉綠體膜TA含量降低，而DA含量增加，抗高溫性（36℃）提高，并且這種抗高溫性是持久的。此外，在高溫條件下，在野生型植株中發(fā)現(xiàn)葉綠體膜的光合蛋白發(fā)生熱變性，而在TA下降的轉(zhuǎn)基因植物中沒(méi)有發(fā)現(xiàn)這一現(xiàn)象。高溫對(duì)種子發(fā)育中存儲(chǔ)油脂的脂肪酸組成的影響也已被廣泛研究，例如，高溫條件下，大豆種子的甘油酯組成發(fā)生改變，包括18∶1增加和多不飽和脂肪酸（18∶2+18∶3）減少，這被認(rèn)為是一種類似于植物葉片適應(yīng)溫度升高的機(jī)制[12]。

3.3 鹽和干旱

作為細(xì)胞屏障的膜內(nèi)部的疏水性脂質(zhì)，可以阻礙許多離子和大分子通過(guò)。此外，膜的完整性和整合膜蛋白（例如光合作用蛋白）功能的維持依賴于膜的結(jié)構(gòu)和膜的流動(dòng)性。非耐鹽植物受到鹽脅迫時(shí)普遍表現(xiàn)出18∶3含量的下降，這表明18∶3的減少反映了鹽脅迫所造成的損害。轉(zhuǎn)基因沉默F(xiàn)AD7基因的煙草中，18∶3的含量減少，鹽和干旱的耐受性也降低。轉(zhuǎn)基因煙草植株和轉(zhuǎn)基因煙草懸浮細(xì)胞的試驗(yàn)表明，過(guò)表達(dá)ω-3脫氫酶以增加18∶3含量，可以提高植物對(duì)鹽和干旱的耐受性[13]。這表明，植物對(duì)鹽和干旱的耐受性很大程度上依賴于本身固有的不飽和脂肪酸，和/或者保持或調(diào)整不飽和脂肪酸的能力。另有試驗(yàn)證明，F(xiàn)AD6為擬南芥幼苗發(fā)育早期抗鹽所必須。與野生型相比，擬南芥fad6突變體對(duì)鹽脅迫的抗性下降。另外，fad6突變體在高鹽條件下，細(xì)胞氧化損傷更嚴(yán)重[14]。轉(zhuǎn)基因藍(lán)藻和酵母的研究進(jìn)一步證實(shí)不飽和脂肪酸在鹽脅迫上的重要性。藍(lán)藻突變體6803缺乏ω-6和ω-3脫氫酶的活性（desA-/desD-），只含有單不飽和脂肪酸，突變體植株鹽脅迫的耐受性明顯降低，光合作用在鹽脅迫后的恢復(fù)明顯減弱。酵母只能生成單不飽和脂肪酸，將向日葵（Helianthus annuus）的兩個(gè)ω-6脫氫酶基因FAD2-1和FAD2-3引入到酵母，可以催化生成DA，增加膜的脂肪酸不飽和度和膜的流動(dòng)性，并提高酵母對(duì)鹽的耐受性和冷凍的耐受性[15]。

干旱脅迫造成脂肪酸降解，比如抑制脂質(zhì)的合成，刺激脂肪的酶解和過(guò)氧化，從而造成膜脂含量降低。對(duì)干旱脅迫下的油菜葉片類脂的脂肪酸組成進(jìn)行分析發(fā)現(xiàn)，主要集中在葉綠體的單半乳糖甘油二酯（MGDG）的18∶3和18∶2組分都有所減少[16]。干旱脅迫下，番茄類囊體膜脂ω-3脂肪酸去飽和酶基因（LeFAD7）對(duì)番茄起一定的保護(hù)作用。轉(zhuǎn)正義LeFAD7基因的番茄植株類囊體膜脂中亞麻酸（18∶3）含量升高，亞油酸（18∶2）含量下降，導(dǎo)致膜脂脂肪酸不飽和度升高[17]。

3.4 重金屬

重金屬能夠迅速地抑制植物地上和地下部分的生長(zhǎng)，降低植物光合作用的效率，并使其衰老。重金屬對(duì)植物的影響，直接表現(xiàn)為從類囊體膜釋放進(jìn)行光合作用的蛋白質(zhì)和脂質(zhì)成分，以及葉綠素鎂離子被重金屬離子替換[18]。

辣椒幼苗在含鎘溶液中培養(yǎng)時(shí)，MGDG較低，MGDG/DGDG比例降低，并且在葉片中卵磷脂（PC）、磷脂酰乙醇胺（PE）和PG磷脂積累增強(qiáng)，但是在根中，PC、MGDG和DGDG的含量下降，葉片的不飽和脂肪酸（18∶2+18∶3）含量下降，但是脂肪酸的主要組分沒(méi)有發(fā)生變化[19]。此外，生長(zhǎng)在重金屬污染的土壤中的番茄幼苗的葉綠體脂肪酸組成發(fā)生改變，而根中的脂肪酸組成則沒(méi)有變化[20]。重金屬似乎并沒(méi)有抑制植物質(zhì)體外的ω-3脫氫酶，因?yàn)榉迅?8∶3的比例和葉片磷脂部分并沒(méi)有減少。Cu2+處理玉米幼苗，根中總不飽和脂肪酸的含量減少，然而，極性不飽和脂肪酸成分總的變化趨勢(shì)是增加不飽和度。這些結(jié)果表明，C18不飽和脂肪酸可能有維持細(xì)胞膜功能的作用，使植物在Cu2+（或Cu2+）脅迫下生長(zhǎng)。Cu2+脅迫機(jī)制也和根的總磷脂水平降低以及MGDG/DGDG比例下降有關(guān)，而MGDG/DGDG比例變化可改變膜的通透性和流動(dòng)性。在植株的地上部分，PC和MGDG的不飽和度增加，磷酸肌醇（PI）和PG的含量降低。而且在植株的地上部分，一些脂（PI、MGDG和DGDG）的豐度也會(huì)減少，這些變化可能是負(fù)責(zé)改變細(xì)胞的光合膜[21]。

3.5 脂肪酸去飽和酶響應(yīng)非生物脅迫

非生物脅迫改變植物細(xì)胞膜脂脂肪酸組成的變化主要是通過(guò)調(diào)控脂肪酸去飽和酶的活性來(lái)實(shí)現(xiàn)的。大量研究表明，溫度對(duì)脂肪酸去飽和酶表達(dá)的調(diào)控發(fā)生在轉(zhuǎn)錄和轉(zhuǎn)錄后水平調(diào)控。比如，馬鈴薯冷馴化過(guò)程中就涉及一個(gè)Δ-9硬脂酰基載體蛋白脫氫酶（SAD）冷馴化的響應(yīng)[11]。在冷馴化的馬鈴薯葉片中，SAD的轉(zhuǎn)錄本增加，18∶2的含量增加，而在非冷馴化的栽培種中則沒(méi)有增加。而ω-6去飽和酶和ω-3去飽和酶的調(diào)控則是發(fā)生在轉(zhuǎn)錄后水平，研究發(fā)現(xiàn)，大豆（Glycine max）細(xì)胞在懸液低溫條件培養(yǎng)時(shí)，ω-6去飽和酶和ω-3去飽和酶的活性顯著增加。大豆種子特異表達(dá)的ω-6去飽和酶基因異構(gòu)體GmFAD2-1受溫度調(diào)控，而這種調(diào)控被證明也是一種轉(zhuǎn)錄后調(diào)控[22]。酵母外源表達(dá)蛋白試驗(yàn)表明，在較高溫度下，相比FAD2-1B型，F(xiàn)AD2-1A型穩(wěn)定較差，蛋白質(zhì)周轉(zhuǎn)率較高。此外，在兩個(gè)FAD2-1序列中確定一個(gè)特定的絲氨酸位點(diǎn)，在高溫下，該殘基的磷酸化可能會(huì)下調(diào)酶的活性。研究還表明，當(dāng)種子發(fā)育處于溫暖環(huán)境時(shí)，GmFAD2-1A和GmFAD2-1B轉(zhuǎn)錄本的減少與種子類脂18∶2含量的減少相關(guān)[23]。

在低溫脅迫時(shí)，植物體內(nèi)位于質(zhì)體上的ω-3去飽和酶表達(dá)的調(diào)控通過(guò)多種方式進(jìn)行，有的發(fā)生在轉(zhuǎn)錄水平，有的則發(fā)生在翻譯或者是翻譯后水平。有報(bào)道在低溫條件下，玉米中定位于質(zhì)體的ω-3去飽和酶基因的轉(zhuǎn)錄本增多，表明該基因調(diào)控是在轉(zhuǎn)錄水平上。與此相反，在低溫時(shí)，小麥定位于ER的ω-3脫氫酶活性增加，但是ω-3脫氫酶的轉(zhuǎn)錄本豐度沒(méi)有顯著變化。這表明，低溫對(duì)小麥的ER的ω-3酶的調(diào)控是在翻譯或翻譯后水平上的。在擬南芥定位于ER的ω-3脫氫酶FAD3的表達(dá)受植物激素的協(xié)同和拮抗作用影響，并且在植物發(fā)育過(guò)程中，組織表達(dá)的特異性發(fā)生改變[24]。在擬南芥中，葉綠體ω-3去飽和酶FAD8的轉(zhuǎn)錄在高溫下發(fā)生顯著變化，而FAD7的表達(dá)和溫度沒(méi)有關(guān)系[4]，但是進(jìn)一步研究發(fā)現(xiàn)FAD7參與光響應(yīng)過(guò)程。將基因FAD7或FAD8引入到ω-3脫氫酶fad7fad8雙突體變中，分析顯示，在轉(zhuǎn)基因植物中，F(xiàn)AD7表達(dá)受溫度調(diào)控。FAD7基因表達(dá)調(diào)控并不僅僅是在轉(zhuǎn)錄水平，進(jìn)一步研究表明，擬南芥FAD7酶在高溫下會(huì)特異地變得不穩(wěn)定，而這種調(diào)控是一種翻譯后調(diào)控機(jī)制。另一方面，在亞麻種子中，兩個(gè)調(diào)控18∶3含量的ω-3脫氫酶基因已確定[25]。在冷脅迫下，兩個(gè)基因（LuFAD3A和LuFAD3B）的轉(zhuǎn)錄本積累，18∶3的含量增加。相比溫暖（30℃）的環(huán)境，種子在較冷的環(huán)境（20℃）發(fā)育時(shí)，種子類脂的18∶3含量顯著增加，并與大豆種子的三個(gè)微囊ω-3去飽和酶基因（GmFAD3A、GmFAD3B、GmFAD3C）的轉(zhuǎn)錄本增多相關(guān)[26]。

4 不飽和脂肪酸和生物脅迫

4.1 病原菌

研究表明，葉綠體游離油酸的水平調(diào)節(jié)植物病原菌防御反應(yīng)，包括細(xì)胞程序性死亡和系統(tǒng)獲得抗性。SAD是細(xì)胞質(zhì)酶，催化硬脂酸（18∶0）生成油酸（18∶1），這一生化反應(yīng)是調(diào)節(jié)細(xì)胞多不飽和脂肪酸含量的關(guān)鍵步驟。擬南芥SA抑制突變子（ssi2）是一個(gè)SAD突變體，即FAB2[6]。ssi2突變體的18∶0增高，18∶1降低，并且組成型激活水楊酸（SA）依賴途徑和抑制茉莉酸（JA）依賴途徑。ssi2突變體表現(xiàn)出植株矮小，組成型表達(dá)致病性相關(guān)（PR）的基因，積累高水平的SA，自發(fā)性的細(xì)胞凋亡程度增加，易感灰霉病，對(duì)假單孢桿菌（Pseudomonas syringae）、霜霉病疫病（Peronospora parasitica）和黃瓜花葉病毒的抗性增強(qiáng)等特點(diǎn)。抑制（硬脂）脂肪酸脫氫酶缺乏癥（sfd）類的突變體，例如在擬南芥ssi2突變體的背景下，編碼質(zhì)體甘油三磷酸轉(zhuǎn)移酶（act1）的基因缺失后，能夠挽救ssi2突變體所有的表型，提高18∶1的水平，恢復(fù)防御反應(yīng)。這表明受甘油酯代謝調(diào)節(jié)的18∶1參與調(diào)節(jié)擬南芥防御基因表達(dá)。有趣的是，所有的sfd/ssi2突變體的16∶3的含量都降低，但是18∶3的含量不變。這表明，16∶3的減少可促進(jìn)ssi2的抗病原菌表型[27]。

脅迫可以激活脂酸酶水解植物細(xì)胞膜脂，釋放18∶3，為脂氧合酶及以后通過(guò)羥脂（Octadecanoid）途徑生成茉莉酸和茉莉酸甲酯提供底物，而茉莉酸和茉莉酸甲酯參與接受傷害和病原菌防御的下游反應(yīng)。脂肪酸去?；崦甘懿≡趾?或環(huán)境的脅迫激活。研究表明兩個(gè)磷脂酶A1和A2都參與18∶3動(dòng)員形成膜脂[28]。DAD1編碼一種新的葉綠體A1磷脂酶，可以從磷脂釋放18∶3[29]。另一種擬南芥磷脂酶受紫外線B誘導(dǎo)[30]，也參與了羥脂合成的起始。番茄葉片中，磷脂酶A1和A2的活性受傷害、系統(tǒng)傷害信號(hào)的處理及激發(fā)子寡糖處理的誘導(dǎo)，這意味著它們參與了脂質(zhì)介導(dǎo)的蟲(chóng)食和病原菌侵害的信號(hào)反應(yīng)[31]。有證據(jù)表明，一些液泡蛋白質(zhì)（Patatin）多基因家族成員也可作為?；舅饷福鼓べ|(zhì)不飽和脂肪酸脫酯化，為羥脂合成提供最初底物。葉綠體半乳糖脂的脫酯化被證明受干旱脅迫、冷和衰老誘導(dǎo)[32]。一個(gè)葉綠體的半乳糖酯水解酶的?；饣钚砸驯淮_定，該酶可以將質(zhì)體的半乳糖酯脫脂化。豇豆（Vigna unguiculata）Vupat1基因，編碼一個(gè)patatin樣蛋白，并具有半乳糖?；饷富钚訹22]。Vupat1的表達(dá)在干旱脅迫下增加，可能參與缺水脅迫下葉綠體膜的降解。

4.2 植物病原菌的相互作用

植物來(lái)源的脂肪酸通過(guò)調(diào)控病原菌、致病真菌的發(fā)育和霉菌毒素的合成調(diào)控孢子的擴(kuò)散。A.nidulans、A.flavus和A.parasiticus所有孢子結(jié)構(gòu)的發(fā)育均受18∶2和光的影響[6]。A.nidulans代謝18∶2形成一系列造孢（Sporogenic）分子，稱為psi因子。A.nidulans無(wú)性孢子（Conidia）與有性孢子（Ascospores）的比例是受18∶2和18∶1影響，并受來(lái)源于18∶2和18∶1的psi因子影響[33]。亞油酸和來(lái)自孢子的氫過(guò)氧化亞油酸（Hydroperoxylinoleic）衍生物的含量升高會(huì)增加A.flavus、A.parasiticus和A.nidulans的無(wú)性孢子的產(chǎn)生數(shù)量。支持18∶2作為一個(gè)孢子產(chǎn)生的信號(hào)作用的試驗(yàn)來(lái)自A.parasiticus，A.parasiticus ω-6（Δ-12）脫氫酶突變體，無(wú)法催化18∶1生成18∶2，阻礙多不飽和脂肪酸合成。相比野生型，該脫氫酶突變體表現(xiàn)出孢子萌發(fā)延遲，生長(zhǎng)減少1/2，孢子減少和完全喪失菌核病的發(fā)育。這些結(jié)果與前期報(bào)道的A.nidulans ΔodeA缺失突變體表型類似。ΔodeA缺失突變體也缺失ω-6脫氫酶，在這種突變體中，總脂肪酸含量中多不飽和脂肪酸（18∶2和18∶3）的含量減少，而18∶1含量增加，從而導(dǎo)致odeA突變菌株分生孢子產(chǎn)量和菌絲生長(zhǎng)減少，而這些影響在黑暗培養(yǎng)時(shí)尤為明顯[33]。

試驗(yàn)表明，18∶2維持培養(yǎng)的A.flavus和A.parasiticus黃曲霉毒素的產(chǎn)生，而18∶3下游的衍生中間體氫過(guò)氧化亞油酸（Hydroperoxylinoleic）衍生物和其他羥脂分子抑制或刺激黃曲霉毒素的產(chǎn)生[33]。實(shí)驗(yàn)證明，低18∶2含量的花生品系一貫含有較高黃曲霉毒素，而18∶2含量正常或較高品系的黃曲霉毒素含量多種多樣。有趣的是，檢測(cè)18∶1含量正常和高18∶1含量的回交衍生花生的黃曲霉毒素的水平，發(fā)現(xiàn)18∶1含量高的花生的黃曲霉毒素含量平均是正?；ㄉ狞S曲霉毒素含量的兩倍?；ㄉ?8∶1的含量高，相應(yīng)18∶2含量水平減少，說(shuō)明脂肪酸與真菌培養(yǎng)的黃曲霉毒素產(chǎn)量有關(guān)[34]。

4.3 脂肪酸去飽和酶應(yīng)對(duì)生物脅迫

擬南芥葉綠體ω-3脂肪酸去飽和酶基因FAD7和FAD8的表達(dá)受傷害和致病菌侵襲誘導(dǎo)，并造成TA和JA積累[25]。有研究表明，來(lái)自葉綠體的TA在病原菌抗性產(chǎn)生早期發(fā)揮重要作用[27]。擬南芥葉綠體缺乏ω-3去飽和酶雙突變體fad7fad8，沒(méi)有葉綠體膜TA的積累。在這些突變體中，伴隨著NADPH氧化酶催化氧迸發(fā)產(chǎn)生的活性氧大大減少，而氧迸發(fā)是一個(gè)病原菌防御信號(hào)的早期事件，這表明，TA，特別是葉綠體產(chǎn)生的18∶3，是一種有效的NADPH氧化酶激活子。番茄Spr2（Suppressor of prosysteminmediated response 2）基因已被證明編碼葉綠體ω-3脂肪酸去飽和酶（LeFAD7），功能上和擬南芥FAD7最類似，都可以催化16∶2和18∶2脫氫。這個(gè)基因催化生成番茄葉片大多數(shù)的TA，該基因突變導(dǎo)致18∶3含量比野生型少10%，并相應(yīng)增加DA的含量。Spr2突變體破壞茉莉酸的積累和可傳播的傷害信號(hào)的產(chǎn)生，并降低對(duì)煙草天峨幼蟲(chóng)的防御[35]。這些結(jié)果表明，傷害反應(yīng)和反食草動(dòng)物防御反應(yīng)依賴于茉莉酸的前體-葉綠體的18∶3。

脂肪酸去飽和酶對(duì)病原菌脅迫的反應(yīng)可能非常迅速。大豆接種細(xì)菌病原菌Pseudomonas syringae的表達(dá)譜表明，ω-3脂肪酸去飽和酶是葉綠體中94個(gè)特異的響應(yīng)抵御反應(yīng)基因中的一個(gè)，在接種后8 h表達(dá)受到顯著調(diào)節(jié)。在歐芹（Petroselinum crispum）中，質(zhì)體定位的ω-3去飽和酶基因在寡肽誘導(dǎo)劑處理葉片時(shí)被迅速并短暫誘導(dǎo)。相同誘導(dǎo)劑處理栽培歐芹葉片細(xì)胞時(shí)（來(lái)自致病卵菌Phytophthora sojae）也出現(xiàn)一個(gè)快速而短暫的微囊體ω-6基因轉(zhuǎn)錄激活[36]。在誘導(dǎo)劑處理植物和細(xì)胞時(shí)還檢測(cè)到大量多不飽和脂肪酸（16∶2、18∶2和18∶3）積累。

響應(yīng)病原菌脅迫時(shí)，脂肪酸去飽和酶受到轉(zhuǎn)錄和翻譯后水平調(diào)控。擬南芥ssi2/fab2突變體是一個(gè)SAD缺陷突變體，該基因的酶活對(duì)正常的病原菌防御反應(yīng)非常關(guān)鍵。但是，fab2突變體背景下檢測(cè)到的低水平的18∶1表明，因?yàn)槠渌臄M南芥SAD中的4個(gè)基因還有酶活活力。在含有高18∶1的植物中，SAD亞型的轉(zhuǎn)錄水平減少。在ssi2中過(guò)表達(dá)其中一個(gè)活性較低的S-ACP-DES1基因，恢復(fù)植物18∶1的水平，并恢復(fù)所有ssi2的表型。因此，擬南芥18∶1含量調(diào)節(jié)是在SAD的轉(zhuǎn)錄和翻譯后水平上的[27]。在茄子（Solanum melongena）和其他茄屬植物中表達(dá)酵母SAD增加在葉片中16∶1、18∶1和不飽和脂肪酸16∶3含量。轉(zhuǎn)基因茄子表達(dá)SAD可以抗黃萎病。其他轉(zhuǎn)SAD茄屬物種，顯示Erisyphe graminis、Phytophthora capsicci，Pseudomonas syringae和煙草花葉病毒的抗性。

5 前 景

通過(guò)分子遺傳學(xué)和轉(zhuǎn)基因擬南芥的手段進(jìn)行相關(guān)研究，擴(kuò)展對(duì)植物抵抗生物脅迫和非生物脅迫誘導(dǎo)機(jī)制的認(rèn)識(shí)，并以此為基礎(chǔ)運(yùn)用于抗逆作物培育以促進(jìn)生產(chǎn)。目前作物改良僅依靠分子育種或轉(zhuǎn)基因方法捕獲、表達(dá)、過(guò)表達(dá)或沉默單一的候選基因。對(duì)于農(nóng)作物，提高其持久的抗逆性需要同時(shí)改變多個(gè)基因的調(diào)控來(lái)實(shí)現(xiàn)。雖然鑒定關(guān)鍵抗逆相關(guān)基因的過(guò)程正在進(jìn)行，但是基因表達(dá)譜結(jié)果表明，即使單一脅迫引起的植物反應(yīng)也是一個(gè)復(fù)雜過(guò)程[36]。因此，以有效方法使作物抵御脅迫仍是未來(lái)的挑戰(zhàn)。

另一方面，植物響應(yīng)生物脅迫和非生物脅迫的機(jī)制非常復(fù)雜。在脅迫抗性植物中，膜脂不飽和度程度，主要是18∶3的含量，在低溫、鹽、病原菌的脅迫下增加，而高溫和重金屬脅迫下降低?？繂我环较虻母淖兡げ伙柡投炔荒苁怪参锬褪芑虻挚顾忻{迫。病原菌侵害還涉及膜脂經(jīng)脂酸酶水解釋放18∶3的過(guò)程。膜脂脂肪酸組成在很大程度上取決于整個(gè)復(fù)雜的脂肪酸去飽和酶和脂酸酶的活性，在植物生長(zhǎng)發(fā)育中，還需要設(shè)法調(diào)節(jié)其在器官和組織上的精細(xì)表達(dá)。

[1]Roughan P G,Slack C R.Cellular organization of glycerolipid metabolism[J].Annu Rev Plant Physiol,1982,33:97-132.

[2]Ohlrogge J B,Browse J A.Lipid biosynthesis[J].Plant Cell,1995(7):957-970.

[3]Zhuang H,Hamilton Kemp T R,Andersen R A,et al.The impact of alteration of polyunsaturated fatty acid levels on C6-aldehyde formation of Arabidopsis thaliana leaves[J].Plant Physiol,1996,111:805-812.

[4]Gibson S,Arondel V,Iba K,et al.Cloning of a temperature regulated gene encoding a chloroplast ω-3 desaturase from Arabidopsis thaliana[J].Plant Physiol,1994,106:1615-1621.

[5]Beisson F,Li Y,Bonaventure G,et al.The acyltransferase GPAT5 is required for the synthesis of suberin in seed coat and root of Arabidopsis[J].Plant Cell,2007,19:351-368.

[6]Kachroo P,Shanklin J,Shah J,et al.A fatty acid desaturase modulates the activation of defense signaling pathways in plants[J].Proc Natl Acad Sci USA,2001,98:9448-9453.

[7]Murata N,Ishizaki N O,Higashi S,et al.Genetically engineered alteration in the chilling sensitivity of plants[J].Nature,1992,356:710-713.

[8]Routaboul J M,Fischer S F,Browse J.Trienoic fatty acids are required to maintain chloroplast function at low temperatures[J].Plant Physiol,2000,124:1697-1705.

[9]Vega S E,Del Rio A H,Bamberg J B,et al.Evidence for the up-regulation of stearoyl-ACP(Δ9)desaturase gene expression during cold acclimation[J].Am J Potato Res,2004,81:125-135.

[10]Kodama H,Horiguchi G,Nishiuchi T,et al.Fatty acid desaturation during chilling acclimation is one of the factors involved in conferring low-temperature tolerance to young tobacco leaves[J].Plant Physiol,1995,107:1177-1185.

[11]Hamada T,Kodama H,Takeshita K,et al.Characterization of transgenic tobacco with an increased α-linolenic acid level[J].Plant Physiol,1998,118:591-598.

[12]Hou G,Ablett G R,Pauls K P,et al.Environmental effects on fatty acid levels in soybean oil[J].J Am Oil Chem Soc,2006,83:759-763.

[13]Im Y J,Han O,Chung G C,et al.Antisense expression of an Arabidopsis omega-3 fatty acid desaturase gene reduces salt/drought tolerance in transgenic tobacco plants[J].Mol Cells,2002,13:264-271.

[14]Zhang J T,Zhu J Q,Zhu Q,et al.Fatty acid desaturase-6(Fad6)is required for salt tolerance in Arabidopsis thaliana[J].Biochemical and Biophysical Research Communications,2009,390:469-474.

[15]Rodríguez Vargas S,Sánchez García A,Martínez Rivas J M,et al.Fluidization of membrane lipids enhances the tolerance of Sacch-aromyces cerevisiae to freezing and salt stress[J].Appl Environ Microbiol,2007,73:110-116.

[16]Daklma W S,Zarrouk M,Cherif A.Effects of drought stress on lipids in rape leaves[J].Phytochemistry,1995,40:1383-1386.

[17]Gigon A,Matos A R,Laffray D,et al.Effect of drought stress on lipid metabolism in the leaves of Arabidopsis thaliana(Ecotype Columbia)[J].Ann Bot,2004,94:345-351.

[18]Maksymiec W.Signaling responses in plants to heavy metal stress[J].Acta Physiol Plant,2007,29:177-187.

[19]Jemal F,Zarrouk M,Ghorbal M H.Effect of cadmium on lipid composition of pepper[J].Biochem Soc Trans,2000,28:907-910.

[20]Verdoni N,Mench M,Cassagne C,et al.Fatty acid composition of tomato leavesasbiomarkersofmetalcontaminated soils[J].Environ Toxicol Chem,2001,20:382-388.

[21]Chaffai R,Elhammadi M A,Seybou T N,et al.Altered fatty acid profile of polar lipids in maize seedlings in response to excess copper[J].J Agron Crop Sci,2007,193:207-217.

[22]Cheesbrough T M.Changes in enzymes for fatty acid synthesis and desaturation during acclimation of developing soybean seeds to altered growth temperature[J].Plant Physiol,1989,90:760-764.

[23]Byfield G E,Upchurch R G.Effect of temperature on Δ-9 stearoyl-ACP and ω-6 desaturase gene expression and fatty acid content in developing soybean seeds[J].Crop Sci,2007,47:1698-1704.

[24]Horiguchi G,Fuse T,Kawakami N,et al.Temperature-dependent translational regulation of the ER omega-3 fatty acid desaturase gene in wheat root tips[J].Plant J,2000,24:805-813.

[25]Matsuda O,Sakamoto H,Hashimoto T,et al.A temperaturesensitive mechanism that regulates posttranscriptional stability of a plastidial ω-3 fatty acid desaturase(FAD8)in Arabidopsis leaf tissues[J].J Biol Chem,2005,280:3597-3604.

[26]Byfield G E,Upchurch R G.Effect of temperature on microsomal omega-3 linoleate desaturase gene expression and linolenic acid content in developing soybean seeds[J].Crop Sci,2007,47:2445-2452.

[27]Chandra Shekara A C,Venugopal S C,Barman S R,et al.Plastidial fatty acid levels regulate resistance gene-dependent defense signaling in Arabidopsis[J].Proc Natl Acad Sci USA,2007,104:7277-7282.

[28]Padham A K,Hopkins M T,Wang T W,et al.Characterization of a plastid triacylglycerol lipase from Arabidopsis[J].Plant Physiol,2007,143:1372-1384.

[29]Ishiguro S,Kawai Oda A,Ueda J,et al.The defective in anther dehiscence1 gene encodes a novel phospholipase A1 catalyzing the initial step of jasmonic acid biosynthesis,which synchronizes pollen maturation,anther dehiscence,and flower opening in Arabidopsis[J].Plant Cell,2001,13:2191-2209.

[30]Lo M,Taylor C,Wang L,et al.Characterization of an ultraviolet B-induced lipase in Arabidopsis[J].Plant Physiol,2004,135:947-958.

[31]Narváez Vásquez J,Florin Christensen J,Ryan C A.Positional specificity of a phospholipase A activity induced by wounding,systemin,and oligosaccharide elicitors in tomato leaves[J].Plant Cell,1999,11:2249-2260.

[32]Dhondt S,Geoffroy P,Stelmach B A,et al.Soluble phospholipase A2 activity is induced before oxylipin accumulation in tobacco mosaic virus infected tobacco leaves and is contributed by patatin-like enzymes[J].Plant J,2000,23:431-440.

[33]Calvo A M,Wilson R A,Bok J W,et al.Relationship between secondary metabolism and fungal development[J].Microbiol Mol Biol Rev,2002,66:447-459.

[34]Xue H Q,Isleib T G,Payne G A,et al.Aflatoxin production in peanut lines selected to represent a range of linoleic acid concentrations[J].J Food Prot,2005,68:126-132.

[35]Li C,Liu G,Xu C,et al.The tomato suppressor of prosysteminmediated response gene encodes a fatty acid desaturase required for the biosynthesis of jasmonic acid and the production of a systemic wound signal for defense gene expression[J].Plant Cell,2003,15:1646-1661.

[36]Zou J,Rodriguez Zas S,Aldea M,et al.Expression profiling soybean response to Pseudomonas syringae reveals new defenserelated genes and rapid HR-specific downregulation of photosynthesis[J].Mol Plant-Microbe Interact,2005,18:1161-1174.