周 磊，鄒立強，劉 偉，方志超，劉軍平

熱處理對蘑菇多酚氧化酶活性及結(jié)構(gòu)的影響

周 磊，鄒立強，劉 偉*，方志超，劉軍平

（南昌大學 食品科學與技術(shù)國家重點實驗室，江西 南昌 330047）

以蘑菇多酚氧化酶（polyphenol oxidase，PPO）為原料，研究不同溫度熱處理對PPO活性的影響。選取不同溫度（50、55、60、65 ℃）處理10 min后的PPO樣液，應(yīng)用圓二色光譜（circular dichroism，CD）和熒光光譜研究熱處理對PPO二級結(jié)構(gòu)和三級結(jié)構(gòu)的影響。結(jié)果表明：在各溫度下進行熱處理的PPO活性均隨著處理時間的 延長逐漸降低，熱處理溫度越高抑制效果越明顯；CD光譜表明熱處理后的PPO二級結(jié)構(gòu)發(fā)生了改 變，主要表現(xiàn)在α-螺旋含量下降，β-折疊含量升高，而β-轉(zhuǎn)角及無規(guī)卷曲含量則沒有太大的變化；熒光光譜表明熱處理后的PPO三級結(jié)構(gòu)發(fā)生改變，表現(xiàn)在最大熒光發(fā)射峰發(fā)生了明顯紅移。

多酚氧化酶；熱處理；二級結(jié)構(gòu)；三級結(jié)構(gòu)

多酚氧化酶（polyphenol oxidase，PPO）催化的酶促反應(yīng)是果蔬貯運及加工過程中引起褐變和品質(zhì)劣變的主要原因之一，其中褐變反應(yīng) 在很大程度上影響果蔬的感官和營養(yǎng)品質(zhì)。PPO普遍存在于真菌、植物、昆蟲的質(zhì)體中，在植物細胞組織中，PPO存在的位置因原料的種類、品種及成熟度的不同而有差異[1-2]。PPO可以使單酚羥基轉(zhuǎn)化為鄰苯二酚，也可以催化鄰苯二酚氧化成為醌類物質(zhì)，這種醌類物質(zhì)不穩(wěn)定，容易進一步形成黑色素[3]。PPO的抑制及鈍化一直是研究的熱點，應(yīng)用手段主要有：加熱法[4-8]、物理方法（如超靜高壓[9]、脈沖電場[10]）、化學方法（如亞硫酸鹽[11-12]、有機酸[13]）、以及多種處理手段相結(jié)合的方法（如超聲結(jié)合水楊酸[14]、高壓結(jié)合溫度[15]、加熱法結(jié)合抗壞血酸[16]）。在本課題組先前的研究中則發(fā)現(xiàn)動態(tài)高壓微射流能提高早酥梨PPO的活性[17]。

加熱法是抑制PPO酶活性簡單而有效的方法，Ndiaye等[4]報道了蒸汽熱燙對PPO的抑制以達到對芒果片的護色效果。Schweiggert等[5]報道了熱處理對辣椒粉中多酚氧化酶的抑制效果，發(fā)現(xiàn)PPO熱穩(wěn)定性較差，在80 ℃條件下加熱10 min后完全失活。Gouzi等[6]報道了熱抑制對蘑菇PPO動力學及熱力學方面的影響，在65 ℃條件下加熱4.8 min后蘑菇PPO基本失活。Chutintrasri等[7]對菠蘿片PPO的熱抑制及動力學進行了研究。Ciou等[8]研究了在加熱過程中由于菱角PPO而引起的褐變問題。

然而，目前有關(guān)PPO熱處理的報道主要集中在PPO活性、熱力學及動力學方面，關(guān)于熱處理對蘑菇PPO結(jié)構(gòu)的影響報道較少。光譜技術(shù)是研究蛋白質(zhì)的構(gòu)象與其功能關(guān)系的有效途徑，其中圓二色光譜（circular dichroism，CD）可以靈敏地反映蛋白質(zhì)構(gòu)象的變化，已經(jīng)被廣泛的應(yīng)用于蛋白質(zhì)的構(gòu)象研究中[9,13,18]。蛋白質(zhì)的內(nèi)源熒光是由蛋白質(zhì)分子內(nèi)部色氨酸（tryptophan，Trp）和酪氨酸（tyrosine，Tyr）殘基 激發(fā)所產(chǎn)生，當?shù)鞍踪|(zhì)于280 nm波長下激發(fā)，Trp與Tyr能同時發(fā)生感應(yīng)，因此可以反映蛋白質(zhì)的三級結(jié)構(gòu)。Sun等[19]運用熒光光譜考察了高壓對蘑菇PPO三級結(jié)構(gòu)的影響，Liu Wei等[13]運用熒光光譜考察了檸檬酸對蘑菇PPO三級結(jié)構(gòu)的影響。本實驗運用CD和熒光光譜研究熱處理對蘑菇PPO二、三級結(jié)構(gòu)的影響，從機理上分析PPO活性變化的原因，為進一步研究熱處理對PPO的抑制機理提供一定的理論依據(jù)。酶學性質(zhì)與酶的構(gòu)象變化有著密切的關(guān)系，了解熱處理對PPO結(jié)構(gòu)的改變有利于更好地利用熱處理來控制PPO的活性，對果蔬的貯藏和運輸具有重要意義。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

蘑菇PPO（酶活力 700 U/mg） 美國Worthington Biochemical公司。

鄰苯二酚、磷酸二氫鈉、磷酸氫二鈉 天津市大茂化學試劑廠。

1.2 儀器與設(shè)備

PC-1600紫外光譜儀 上海美 譜達公司；MOS-450型圓二色光譜 法國Bio-Logic公司；F-7000型熒光光度計 日本日立公司；超純水系統(tǒng) 美國Millipore公司；數(shù)顯恒溫水浴鍋 江蘇省榮華有限公司。

1.3 方法

1.3.1 PPO溶液的熱處理

PPO熱穩(wěn)定性的實驗參照Gouzi等[6]的方法，作了部分修改：準確稱取25.00 mg PPO溶解于100 mL 50 mmol/L、pH 6.8的磷酸緩沖液配制成PPO溶液。熱處理在恒溫水浴中進行，設(shè)定溫度梯度為50、55、60、65 ℃。將2 mL的PPO溶液加入到在固定溫度下預(yù)熱后的試管中，加熱固定的時間后取出，立即于冰水浴中冷卻至常溫。50 ℃條件下樣品的處理時間分別為10、20、30、40、50、60 min；55 ℃條件下樣品的處理時間分別為5、10、15、20、25、30 min；60、65 ℃條件下樣品的處理時間分別為5、10、15、20 min。

1.3.2 PPO活性的測定

PPO活性的測定參照Liu Wei等[20]的方法。反應(yīng)底物包括2.7 mL 50 mmol/L、pH 6.8的磷酸緩沖溶液與0.2 mL 2 mmol/L的鄰苯二酚溶液，底物溶液預(yù)先在水浴鍋（37 ℃）內(nèi)恒溫20 min。迅速將反應(yīng)底物與0.1 mL熱處理后的PPO混合，立即于420 nm波長處測定其吸光度，待反應(yīng)5 min后再測定一次吸光度。每個樣品的活性平行測定3 次。

酶活力單位的定義：1 min內(nèi)，每毫升酶液吸光度變化0.001定義為1 個酶活力單位（U）。

1.3.3 熱處理對PPO失活曲線的分析

酶的熱失活動力學數(shù)據(jù)分析可用一級方程來描述：

式中：At為處理t min后的相對酶活力/%；k為失活速率常數(shù)/min-1。

上述一級反應(yīng)方程式可進行轉(zhuǎn)變，得到公式：

式中：A0是原酶活力/（U/mL）；At是處理t min后的相對酶活力/%；k是失活速率常數(shù)/min-1。根據(jù)上述公式作圖并計算出各 溫度處理的PPO的k值。

1.3.4 CD光譜掃 描及分析

利用MOS-450型圓二色光譜儀進行CD波譜采集。參照Liu Wei[20]和Yi Jianyong[9]等的方法，作了部分修改。取0.35 mL經(jīng)各溫度（50、55、60、65 ℃）熱處理10 min后的PPO置于樣品池后立即掃描，掃描波長范圍為250～190 nm，在室溫（25±1）℃條件下重復(fù)掃描4 次，取其平均值，用磷酸鹽溶液（50 mmol/L、pH 6.8）作空白溶液。CD數(shù)據(jù)用平均殘基橢圓率θ表示，單位為（mdeg·cm2）/dmol。采用SELCON 3程序分析蘑菇PPO中α-螺旋、β-折疊、β-轉(zhuǎn)角和無規(guī)卷曲等二級結(jié)構(gòu)的含量[9]，其中蘑菇PPO的平均殘基量為 113.7。用快速傅里葉轉(zhuǎn)換將4 次掃描所得結(jié)果的平均值進行平滑處理。

1.3.5 熒光光 譜掃描

利用 F-7000型熒光光度計在室溫（25±1）℃條件下測定蘑菇PPO溶液的熒光光譜。參照Liu W ei等[20]的方法，做了部分修改。發(fā)射和激發(fā)光路的狹縫寬度均設(shè)為5 nm，激發(fā)波長λex設(shè)定為 280 nm，掃描波長λem范圍設(shè)定為290～450 nm，取2.5 mL經(jīng)各溫度（50、55、60、65 ℃）熱處理10 min后的PPO置于樣品池后立即掃描，用磷酸鹽溶液（50 mmol/L、pH 6.8）作空白溶液。

1.4 數(shù)據(jù)分析及處理

采用SAS軟件進行顯著性分析。

2 結(jié)果與分析

2.1 不同溫度熱處理對PPO相對酶活性的影響

圖1 不同溫度熱處理對PPO相對酶活性的影響Fig.1 Effect of heat treatment on relative activity of PPO

如圖1所示，在各處理溫度（50、5 5、60、65 ℃）條件下隨處理時間延長，PPO的相對酶活性逐漸下降，抑制效果越明顯。當熱處理溫度為50 ℃時PPO的活性變化相對緩慢，處理30 min后相對酶活力為57.7%；55 ℃處理30 min后相對酶活力為13.3%，PP O顯著失活；60 ℃處理10 min后相對酶活力為29.7%；熱處理溫度為65 ℃時PPO的活性 變化最快，處理10 min后相對酶活力僅為9.1%，PPO基本失活。根據(jù)圖1計算出各曲線的斜率并得出失活速率常數(shù)（k），k值隨溫度的升高而變大， 50、55、60、65 ℃對應(yīng)的k 值分別為0.01 4、0.071、0.159、0.262 min-1。由此可見， 在一定溫度范圍內(nèi)，PPO的k值與熱處理溫度呈正相關(guān)性，熱處理溫度越 高抑制效果越明顯，熱穩(wěn)定性越差。

在之前的研究[13]中也發(fā)現(xiàn)隨著熱處理溫度升高抑制效果增強，且隨著處理時間的延長抑制效果越明顯，k值隨溫度的升高而變大。Gouzi等[6]報道了熱處理對蘑菇PPO粗酶液熱處理的抑制效果：熱處理溫度越高抑制效果越明顯，45、50、55 ℃加熱30 min后相對酶活性依次降低，在60 ℃條件下加熱30 min后PPO則完全失活；k值隨溫度升高而變大，50、55、60、65 ℃時分別為0.009、0.018、0.059、0.480 min-1，這與本研究結(jié)果相似。易建勇等[21]也報道了熱處理溫度越高蘑菇PPO的抑制效果越明顯，失活速率常數(shù)隨著溫度的升高而變大。不同種類的PPO其熱穩(wěn)定性存在差異，Gnangui等[22]等報道了山藥PPO的熱穩(wěn)定性，50、55、60、65 ℃時其失活速率常數(shù)分別為0.025、0.028、0.046、0.057 min-1，除50 ℃外其k值均小于蘑菇PPO，故在55、60、65 ℃條件下其熱穩(wěn)定性比蘑菇PPO更好；Rapeanu等[23]等研究發(fā)現(xiàn)維多利亞葡萄PPO在55、60、65 ℃時其k值 分別為0.017 2、0.055 9、0.200 0 min-1，均小于蘑菇PPO的k值，其熱穩(wěn)定性好于蘑菇PPO。

2.2 熱處理對PPO酶液CD光譜的影響

由圖2可知，CD光譜在208 nm及222 nm兩處有負的吸收峰，表明蘑菇PPO含較多的α-螺旋。各溫度熱處理后的PPO在200～230 nm波段的負橢圓值變大，這表明 熱處理后PPO的二級結(jié)構(gòu)發(fā)生了 變化。利用程序SELCON3計算出蘑菇多酚氧化酶二級結(jié)構(gòu)的含量，如表1所示，未處理的PPO其α-螺旋、β-折疊、β-轉(zhuǎn)角和無規(guī)卷曲的含量分別為37.2%、11.8%、26.0%、25.0%。經(jīng)50、55、60、65 ℃熱處理10 min后其α-螺旋含量分別下降至30.2%、29.1%、29.4%、25.8%；β-折疊含量分別增加至19.0%、20.2%、17.3%、20.5%；β-轉(zhuǎn)角和無規(guī)卷曲的含量則無太大變化。熱處理后的PPO相對酶活性變化較小時其二級結(jié)構(gòu)也會有較 大變化，如50 ℃處理10 min后其PPO相對酶活力為79.6%，而α-螺旋含量從37.2%下降至30.2%，β-折疊含量則從11.8%增加至19.0%。由此可見，PPO在熱處理后即使活性變化不大，其二級結(jié)構(gòu)也會發(fā)生較大的變化。總體而言，蘑菇PPO經(jīng)熱處理后其二級結(jié)構(gòu)發(fā)生明顯改變，其中α-螺旋含量的下降導致酶活性中心的構(gòu)象遭到破壞，從而使PPO失活[9]。Yi?Jianyong等[9]研究了高壓對PPO二級結(jié)構(gòu)的影響，經(jīng)不同壓力處理后的PPO其α-螺旋含量下降，β-折疊含量增加。同樣的變化出現(xiàn)在先前的研究[13]中，PPO經(jīng)檸檬酸處理后其α-螺旋含量下降，β-折疊含量增加，β-轉(zhuǎn)角和無規(guī)卷曲的含量變化則較小。已有文獻報道了蘑菇酪氨酸酶經(jīng)高溫處理后α-螺旋有所損失[18]，但β-折疊、β-轉(zhuǎn)角及無規(guī)卷曲的變化情況及各含量的數(shù)值未報道。PPO的種類不同其二級結(jié)構(gòu)元件的含量存在差異，但經(jīng)過不同手段處理后活性發(fā)生下降的PPO其α-螺旋含量也會降低，如Kanade等[24]報道未經(jīng)處理的扁豆PPO其α-螺旋含量為29%，十二烷基硫酸鈉以及酸性條件均可導致其活性下降、α-螺旋含量降低，這與本實驗結(jié)果類似。

圖2 不同溫度處理10 min后PPO酶液的CD光譜Fig.2 CD spectra of PPO subjected to heat treatmen t at different temperatures for 10 min

表1 熱處理后PPO二級結(jié)構(gòu)的含量Table 1 Secondary structure contents of heat-treated PPO %

本研究發(fā)現(xiàn)熱處理能使PPO α-螺旋含量下降，β-折疊含量增加，這可能是熱處理導致α-螺旋向β-折疊發(fā)生轉(zhuǎn)變，在部分研究中已提出了相關(guān)觀點。如有研究[25]報道玉米蛋白的這一變化，玉米蛋白自組裝后α-螺旋向β-折疊發(fā)生轉(zhuǎn)變；Sugiyama等[26]則利用原子力顯微鏡和透射電鏡研究了這一轉(zhuǎn)變。

2.3 熱處理對PPO酶液熒光光譜的影響

圖3 不同溫度處理10 min后PPO酶液的熒光光譜Fig.3 Fluorescence emission spectra of PPO subjected to heat treatment at different temperatures for 10 min

圖3 為不同溫度處理10 min后PPO酶液在激發(fā)波長λex為280 nm條件下掃描得到的熒光光譜，可見，不同溫度處理后的PPO熒光光譜的熒光強度略有下降，但并不明顯。最大熒光發(fā)射峰則發(fā)生明顯的紅移，經(jīng)50、55、60、65 ℃熱處理10 min后，最大熒光發(fā)射峰從343.6 nm分別移動至349.6、350.2、350.2、350.4 nm，這比本課題組先前研究[13]報道的PPO經(jīng)60 mmol/L的檸檬酸處理后最大熒光發(fā)射峰紅移（341 nm→344 nm）的效果更加明顯。本實驗中，熱處理后的PPO相對酶活性變化較小時其最大熒光發(fā)射峰也會發(fā)生明顯的紅移，如50 ℃處理10 min后PPO相對酶活力為79.6%，最大熒光發(fā)射峰從343.6 nm移動至349.6 nm。由此可 見，PPO在熱處理后即使活性變化不大，PPO酶液熒光光譜也會發(fā)生較大的變化。Yi Jianyong等[9]報道了PPO經(jīng)高壓處理后活性 下降，熒光強度降低，最大熒光發(fā)射峰發(fā)生紅移；Hu Wanfeng等[18]發(fā)現(xiàn)蘑菇酪氨酸酶經(jīng)過一定溫度和時間的超臨界CO2處理后其熒光光譜的最大發(fā)射峰也發(fā)生了移動。蛋白質(zhì)熒光光譜的變化對應(yīng)著蛋白質(zhì)三級結(jié)構(gòu)的改變[27]，發(fā)射波長在320～350 nm時，蛋白質(zhì)熒光光譜主要表現(xiàn)為色氨酸的特征，通過掃描所得到的最大熒光發(fā)射峰以及峰強度受到發(fā)射基團和周圍溶液環(huán)境的影響[28]。最大熒光發(fā)射峰的紅移及熒光強度的下降表明PPO分子中一些色氨酸殘基周圍環(huán)境的疏水性降低，PPO發(fā)生部分去折疊，芳香族氨基酸暴露在分子表面[9]。經(jīng)不同溫度熱處理后的PPO 最大熒光發(fā)射峰明顯紅移，三級結(jié)構(gòu)發(fā)生改變。

3 結(jié) 論

在各溫度下進行熱處理的PPO隨處理時間增長其活性逐漸降低，在一定溫度范圍內(nèi)，PPO的失活速率常數(shù)（k）與熱處理溫度呈正相關(guān)性，熱處理溫度越高抑制效果越明顯；經(jīng)不同溫度熱處理10 min后PPO二級結(jié)構(gòu)發(fā)生變化，主要表現(xiàn)在α-螺旋含量下降，β-折疊含量增加，β-轉(zhuǎn)角和無規(guī)卷曲的含量則無太大變化；經(jīng)不同溫度熱處理10 min后PPO三級結(jié)構(gòu)發(fā)生改變，最大熒光發(fā)射峰發(fā)生明顯的紅移。

[1] GARCíA S C, BUZALEH A M. Polyphenoloxidase: an enzyme widespread in fruits[J]. Biochemical Education, 1994, 22(3): 152-153.

[2] DICKO M H, HILHORST R, GRUPPEN H, et al. Comparison of content in phenolic compounds, polyphenol oxidase, and peroxidase in grains of fifty sorghum varieties from burkina faso[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2002, 50(13): 3780-3788.

[3] ISMAYA W T, ROZEBOOM H J, WEIJN A, et al. Crystal structure of Agaricus bisporus mushroom tyrosinase: identity of the tetramer subunits and interaction with tropolone[J]. Biochemistry, 2011, 50(24): 5477-5486.

[4] NDIAYE C, XU Shiying, WANG Zhang. Steam blanching effect on polyphenoloxidase, peroxidase and colour of mango (Mangifera indica L.) slices[J]. Food Chemistry, 2009, 113(1): 92-95.

[5] SCHWEIGGERT U, SCHIEBER A, CARLE R. Inactivation of peroxidase, polyphenoloxidase, and lipoxygenase in paprika and chili powder after immediate thermal treatment of the plant material[J]. Innovative Food Science and Emerging Technologies, 2005, 6(4): 403-411.

[6] GOUZI H, DEPAGNE C, CORADIN T. Kinetics and thermodynamics of the thermal inactivation of polyphenol oxidase in an aqueous extract from Agaricus bisporus[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2012, 60(1): 500-506.

[7] CHUTINTRASRI B, NOOMHORM A. Thermal inactivation of polyphenoloxidase in pineapple puree[J]. LWT-Food Science and Technology, 2006, 39(5): 492-495.

[8] CIOU J Y, LIN H H, CHIANG P Y, et al. The role of polyphenol oxidase and peroxidase in the browning of water caltrop pericarp during heat treatment[J]. Food Chemistry, 2011, 127(2): 523-527.

[9] YI Jianyong, JIANG Bin, ZHANG Zhong, et al. Effect of ultrahigh hydrostatic pressure on the activity and structure of mushroom (Agaricus bisporus) polyphenoloxidase[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2012, 60(2): 593-599.

[10] ZHONG Kui, WU Jihong, WANG Zhengfu, et al. Inactivation kinetics and secondary structural change of PEF-treated POD and PPO[J]. Food Chemistry, 2007, 100(1): 115-123.

[11] ZHAO Zhengang, ZHU Licai, YU Shujuan, et al. Partial purification and characterization of polyphenol oxidase from sugarcane (Saccharum offi cinarum L.)[J]. Sugar Industry-Zucker industrie, 2011, 136(5): 296-301.

[12] PALMA-OROZCO G, ORTIZ-MORENO A, DORANTESáLVAREZ L, et al. Purification and partial biochemical characterization of polyphenol oxidase from mamey (Pouteria sapota)[J]. Phytochemistry, 2011, 72(1): 82-88.

[13] LIU Wei, ZOU Liqiang, LIU Junping, et al. The effect of citric acid on the activity, thermodynamics and conformation of mushroom polyphenoloxidase[J]. Food Chemistry, 2013, 140(1/2): 289-295.

[14] YANG Zhenfeng, CAO Shifeng, CAI Yuting, et al. Combination of salicylic acid and ultrasound to control postharvest blue mold caused by Penicillium expansum in peach fruit[J]. Innovative Food Science and Emerging Technologies, 2011, 12(3): 310-314.

[15] TEREFE N S, YANG Y H, KNOERZER K, et al. High pressure and thermal inactivation kinetics of polyphenol oxidase and peroxidase in str awberry puree[J]. Innovative Food Science and Emerging Technologies, 2010, 11(1): 52-60.

[16] CHOW Y N, LOUARME L, BONAZZI C, et al. Apple polyphenoloxidase inactivation during heating in the presence of ascorbic acid and chlorogenic acid[J]. Food Chemistry, 2011, 129(3): 761-767.

[17] LIU Wei, LIU J ianhua, XIE Mingyong, et al. Characterization and high-pressure microfluidization-induced activation of polyphenoloxidase from Chinese pear (Pyrus pyrifolia Nakai)[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2009, 57(12): 5376-5380.

[18] HU Wanfeng, ZHANG Yan, WANG Yuanyuan, et al. Aggregation and homogenization, surface charge and structural change, and inactivation of mushroom tyrosinase in an aqueous system by subcritical/supercritical carbon dioxide[J]. Langmuir, 2010, 27(3): 909-916.

[19] SUN N, LEE S, SONG K B. Effect of high-pressure treatment on the molecular properties of mushroom polyphenoloxidase[J]. LWT-Food Science and Technology, 2002, 35(4): 315-318.

[20] LIU Wei, LIU Jianhua, LIU Chengmei, et al. Activation and conformational changes of mushroom polyphenoloxidase by high pressure microfluidization treatment[J]. Innovative Food Science and Emerging Technologies, 2009, 10(2): 142-147.

[21] 易建勇, 姜斌, 董鵬, 等. 高靜壓和熱處理對蘑菇多酚氧化酶的鈍化動力學分析[J]. 農(nóng)業(yè)機械學報, 2 012, 43(9): 136-142.

[22] GNANGUI S N, DUé E A, KOUADIOJ P E N, et al. Effect of heat treatment on edible yam (Dioscorea cayenensis-rotundata cv Longb?) polyphenol oxidase activity: kinetic and thermodynamic analysis[J]. Journal of Animal and Plant Sciences, 2009, 2(3): 128-137.

[23] RAPEANU G, VAN LOEY A, SMOUT C, et al. Biochemical Characterization and process stability of polyphenoloxidase extracted from Victoria grape (Vitis vinifera ssp. sativa)[J]. Food Chemistry, 2 006, 94(2): 253-261.

[24] KANADE S R, PAUL B, RAO A G A, et al. The conformational state of polyphenol oxidase from field bean (Dolichlos lablab) upon SDS and acid-pH activation[J]. The Biochemical Journal, 2006, 395(3): 551-562.

[25] WANG Y, PADUA G W. Nanoscale characterization of zein selfassembly[J]. Langmuir, 2012, 28(5): 2429-2435.

[26] SUGIYAMA Y, INOUE Y, MU NEYUKI E, et al. AFM and TEM observations of α-helix to β-sheet conformational change occurring on carbon nanotubes[J]. Journal of Electron Microscopy, 2006, 55(3): 143-149.

[27] ZHOU Linyan, WU Jihong, HU Xiaosong, et al. Alterations in the activity and structure of pectin methylesterase treated by high pressure carbon dioxide[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2009, 57(5): 1890-1895.

[28] WEEMAES C, LUDIKHUYZE L, BROECK I, et al. High pressure inactivation of polyphenoloxidases[J]. Journal of Food Science, 1998, 63(5): 873-877.

Effect of Heat Treatment on Activity and Conformation of Mushroom Polyphenol Oxidase

ZHOU Lei, ZOU Li-qiang, LIU Wei*, FANG Zhi-chao, LIU Jun-ping
(State Key Laboratory of Food Science and Technology, Nanchang University, Nanchang 330047, China)

The effect of heat treatment on the relative activity of polyphenol oxidase (PPO) from mushroom was investigated. The changes of secondary and tertiary structure of PPO after heat treatment at various temperatures (50, 55, 60 and 65 ℃) for 10 min were analyzed by circular dichroism (CD) spectroscopy and flu orescence emission spectroscopy. The results showed that the relative activity of PPO decreased gradually with increasing treatment time at each investig ated temperature. CD spectral analysis also showed that the secondary structure of PPO was changed after the heat treatment, which was reflected by a decrease of α-helix content and an increase of β-sheet content. However, no obvious difference was observed for β-turn and random coil contents. Meanwhile, fluorescence emission spectral analysis showed that the tertiary structure of PPO was changed after the heat treatment with an apparent red shift in the maximum peak wavelength.

polyphenoloxidase; heat treatment; secondary structure; tertiary structure

Q554.1

A

1002-6630（2014）17-0160-05

10.7506/spkx1002-6630-2014 17031

2013-10-10

江西省青年科學家培養(yǎng)對象計劃項目（20112BCB23003）

周磊（1990—），男，碩士研究生，研究方向為食品加工與安全。E-mail：ncuskzhoulei@163.com

*通信作者：劉偉（1972—），男，教授，博士，研究方向為食品高新技術(shù)與資源綜合利用。E-mail：liuwei@ncu.edu.cn