閆 衡，韓舜愈，王 波，周小平,*

（1.甘肅農(nóng)業(yè)大學食品科學與工程學院，甘肅 蘭州 730070；2.甘肅出入境檢驗檢疫局綜合技術中心，甘肅 蘭州 730000）

紅葡萄酒中Vitisin A的合成及檢測

閆 衡1，韓舜愈1，王 波2，周小平2,*

（1.甘肅農(nóng)業(yè)大學食品科學與工程學院，甘肅 蘭州 730070；2.甘肅出入境檢驗檢疫局綜合技術中心，甘肅 蘭州 730000）

使用錦葵色素-丙酮酸混合溶液作為反應液合成錦葵色素衍生花色苷——Vitisin A，研究Vitisin A的高效液相色譜檢測方法，并優(yōu)化檢測條件。初步研究了Vitisin A合成過程中量的變化情況。結果表明，利用反相高效液相色譜法，采用CAPCELL PAK C18ACR色譜柱，乙腈-水（磷酸調pH值為1.5）溶液作為流動相，使用紫外檢測器在波長為507 nm條件下對Vitisin A進行檢測。使用質譜法對Vitisin A進行定性分析，將結果與譜庫信息進行對比。該方法同樣適用于檢測葡萄酒中的Vitisin A。

Vitisin A；錦葵色素；葡萄酒；高效液相色譜-串聯(lián)質譜

葡萄酒是目前世界上產(chǎn)量最大、普及最廣的單糖釀造酒，其質量指標可分為感官指標和理化指標兩大類。其中，色澤是葡萄酒重要感官指標之一?；ㄉ帐瞧咸丫浦兄饕娘@色物質[1-2]。近年來研究表明，葡萄酒中的單體花色苷主要包括矢車菊色素、飛燕草色素、芍藥色素、牽?；ㄉ睾湾\葵色素[3]。葡萄酒陳釀過程中可以促進酒中雜醇類物質的分解，不僅可以減少葡萄酒的青澀味，提升葡萄酒的口感，還有益于人體健康。但是，陳釀時間較長會導致葡萄酒中花色苷的分解。在對陳釀葡萄酒中花色苷的檢測的相關實驗中，僅檢測到錦葵色素衍生花色苷Vitisin A的存在[4]。

錦葵色素-3-O-葡萄糖苷又稱二甲花翠素-3-O-葡萄糖苷，是大多數(shù)葡萄酒的第一特征花色苷[5-6]。其結構如圖1A所示，與其他花色苷相比較，因其無鄰二羥基而抗氧化性最強[7]。故在葡萄酒環(huán)境下，錦葵色素的穩(wěn)定性強于其他單體花色素[8]。隨著酒體發(fā)酵的進行，單體錦葵色素葡萄糖苷會與葡萄糖發(fā)酵代謝的中間產(chǎn)物及其他物質發(fā)生環(huán)化、加成、聚合等多種反應，形成更為穩(wěn)定的呈色物質（花色苷衍生物），從而造成酒體顏色產(chǎn)生變化[9]。吡喃花色苷是葡萄酒中主要呈色物質之一[10]，包括Vitisins型、甲基吡喃花色苷、酚基吡喃花色苷等[11]。

Vitisin A是Vitisins類物質的主要成分，結構如圖1B所示，是在紅葡萄酒發(fā)酵及后熟過程中錦葵色素與烯醇化的丙酮酸反應所產(chǎn)生的一類羧基吡喃環(huán)花色苷，反應變化如圖1所示[12]。結構的改變使在一定pH值范圍內(nèi)Vitisin A更穩(wěn)定，且更耐受二氧化硫的漂白作用[13-14]。其色澤主要呈現(xiàn)橙紅色，因此使得酒體色澤呈現(xiàn)磚紅色[15]。在葡萄酒釀造及陳釀過程的環(huán)境條件下，Vitisin A要比其他花色苷表現(xiàn)出更深的顏色[16]。此外，與錦葵花色苷相比，Vitisin A對1,1-二苯基-2-三硝基苯肼（1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl，DPPH）自由基的清除能力更優(yōu)，有較強的抗氧化能力[17-19]；在對腫瘤壞死因子的抑制作用研究中還發(fā)現(xiàn)，Vitisin A在一定程度上能抑制腫瘤[20]。因此，研究錦葵色素及Vitisin A的分離檢測與合成變化對提高葡萄酒感官品質及營養(yǎng)價值具有非常重要的意義。

圖1 錦葵色素及Vitisin A結構及轉變[12]Fig.1 Structure and conversion of malvidin to vitisin A

目前，國外對Vitisin A的研究較多，主要集中在對葡萄酒中花色苷種類的定性及Vitisin A合成所需的反應物質及其穩(wěn)定性方面的研究。確定了Vitisin A的結構，并使用液相色譜-質譜法及核磁共振法對Vitisin A進行定性分析[14]，明確了Vitisin A是錦葵色素與丙酮酸反應的生成物，且生成量受反應物含量制約[12]。部分研究涉及到了Vitisin A功能活性的研究，但研究并不全面[17-20]。而國內(nèi)針對Vitisin A的學術報道鮮少出現(xiàn)。

國內(nèi)外對于花色苷的檢測標準并未有明確規(guī)定。實驗研究中常用方法主要有紙層析與薄層板層析[21-22]、紫外-可見光譜法[23]、高效液相色譜法[24-25]、花色苷水解法等[26]。其中，高效液相色譜法最為常見，可用于花色苷的定性和定量測定，但由于目前商業(yè)上可提供的花色苷標準物質有限，所以高效液相色譜多與質譜聯(lián)用進行花色苷的定性分析[3]。

本實驗使用錦葵色素純?nèi)芤?，針對Vitisin A合成過程中的變化進行研究，采用CAPCELL PAK C18ACR色譜柱、二極管陣列檢測器、反相色譜條件的高效液相色譜分析技術，對Vitisin A分離檢測方法進行研究，在不同紅葡萄酒中同時分離錦葵色素-3-O-葡萄糖苷及Vitisin A。并通過檢測錦葵色素-3-O-葡萄糖苷與丙酮酸反應生成Vitisin A含量以研究Vitisin A的變化規(guī)律。建立了檢測葡萄酒中Vitisin A含量的方法，并討論了Vitisin A合成過程中的變化趨勢，為葡萄酒中花色苷的進一步研究提供參考依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 材料、試劑與儀器

樣品酒來源于甘肅農(nóng)業(yè)大學，由甘肅農(nóng)業(yè)大學自種葡萄采用傳統(tǒng)釀造工藝釀成，釀成后4 ℃保藏。葡萄品種及釀造時間如表1所示。

表1 葡萄酒樣品信息Table1 Information about the sample grape wines used in this study

錦葵色素-3-O-葡萄糖苷標準品（純度98%） 美國Chromadex公司；蒸餾水 廣州屈臣氏食品飲料有限公司；甲醇、乙腈（均為色譜純） 德國Merck公司。

Ultimate 3000型雙三元二維液相色譜儀 美國Dionex公司；1290-6460超高效液相色譜儀-串聯(lián)四極桿質譜聯(lián)用儀 美國Agilent公司；CP224S型分析天平 德國Sartorius公司；100～1 000 μL移液器、20～200 μL移液器德國Witeg公司；0.45 μm有機相濾膜 上海安譜科學儀器有限公司。

1.2 方法

1.2.1 溶液配制與樣品處理

標準貯備液配制：準確稱量10.0 mg錦葵色素-3-O-葡萄糖苷標準品轉移至10 mL容量瓶中，用V（甲醇）∶V（水）=1∶1（磷酸調pH 1.5）溶液溶解并定容，充分搖勻，配制成1 000 mg/L錦葵色素-3-O-葡萄糖苷標準儲備液，4 ℃冷藏保存。

標準工作液配制：將1 000 mg/L錦葵色素-3-O-葡萄糖苷標準貯備液準確量取1.5 mL，用V（甲醇）∶V（水）= 1∶1（磷酸調pH 1.5）溶液定容至10 mL容量瓶中，配制成150 mg/L錦葵色素-3-O-葡萄糖苷標準工作液，4 ℃條件下冷藏待用。

Vitisin A合成反應液配制：準確量取150 mg/L錦葵色素標準工作液5 mL，添加20 μL丙酮酸，使用V（甲醇）∶V（水）=1∶1（磷酸調pH 2.0）溶液定容至10 mL，于室溫條件下避光放置反應。

樣品處理：葡萄酒樣品經(jīng)0.45 μm膜過濾后直接進樣分析。

1.2.2 實驗條件

液相色譜條件：色譜柱：CAPCELL PAK C18ACR（4.6 mm×150 mm，5 μm）；流動相：A為乙腈-水（60∶40，V/V）；B為乙腈-水（5∶95，V/V）（均使用磷酸調pH 1.5）；進樣體積：10 μL；流速：1.0 mL/min；柱溫：35 ℃；檢測波長：507 nm；梯度洗脫程序見表2。

表2 梯度洗脫程序Table2 Gradient elution program

使用該條件定期對反應液進行檢測，當單體系反應液色譜圖中出現(xiàn)第2物質峰時表明有新物質生成，采用液相色譜-質譜聯(lián)用技術對反應溶液進行定性分析，將結果同葡萄與葡萄酒中花色苷高效液相色譜-串聯(lián)質譜的分子離子與碎片離子峰譜庫信息[9]進行比對，確定反應生成物性質。

質譜條件：正離子掃描（m/z 100～600），毛細管電壓：3.50 kV；裂解電壓：125 V；鞘氣溫度：350 ℃；鞘氣流量：11 L/min；脫溶劑氣溫度：300 ℃；脫溶劑氣流量：7 L/min。

1.3 數(shù)據(jù)處理

花色苷含量采用峰面積表示法，以色譜圖中花色苷響應峰面積值表征花色苷含量，進行同種花色苷含量的比較。

2 結果與分析

2.1 Vitisin A的合成及定性

由錦葵色素溶液與丙酮酸溶液組成反應體系合成Vitisin A，反應液在0、7、14、21、28、35、42、49、56、63、75、86、176 d后分別進行檢測，其檢測結果顯示，反應14 d后出現(xiàn)新物質峰，其相應面積隨時間延長而增加，反應176 d后檢測得最大值。圖2為反應液反應初期與實驗結束時檢測所得色譜圖?？梢悦黠@看出，新物質出峰時間晚于錦葵色素，約為21.3 min；錦葵色素含量顯著減少，其響應峰面積由最初的38.48 mAU·min降至11.65 mAU·min。由于該反應體系初期僅存在錦葵色素與反應前體丙酮酸，故該新物質很有可能為錦葵色素衍生花色苷Vitisin A。

對反應液進行質譜分析，圖2中峰2的質譜圖如圖3所示。該物質分子離子[M＋H]＋為m/z 561.1，碎片離子為m/z 398.9，是由分子離子失去了一個質量數(shù)為m/z 162.2的碎片（脫水六碳糖基）而得，在本系統(tǒng)中，很有可能為葡萄糖基。檢測結果同葡萄與葡萄酒中花色苷高效液相色譜-質譜的分子離子與碎片離子峰譜庫信息相符，故判定，生成物為Vitisin A。

圖2 反應液色譜圖Fig.2 Chromatogram of the reaction solution

圖3 Vitisin A ESI＋-MSS圖及結構Fig.3 ESI+-MS spectrum and structure of vitisin A

根據(jù)質譜信息推測，質量數(shù)為m/z 162.2的碎片離子可能為葡萄糖基，Vitisin A斷裂過程中與葡萄糖基相連的鍵更易斷裂，裂解為一碎片離子與一葡萄糖基，裂解圖如圖4所示。

圖4 Vitisin A裂解圖Fig.4 Cleavage map of vitisin A

2.2 高效液相色譜條件選擇

花色苷為極性化合物，溶于極性溶劑，在低pH值條件下保持相對穩(wěn)定。本實驗選用CAPCELL PAK C18ACR色譜柱，乙腈、水混合液作為流動相可對花色苷進行較好分離，且重復性較好。因此，本實驗在上述色譜條件基礎上，對流動相pH值及檢測波長進行進一步優(yōu)化。

2.2.1 流動相pH值的選擇

在pH值較高時（pH＞2.5），花色苷中常有非花色烊陽離子形式存在的干擾，而在pH為1.5時，約96%的花色苷呈紅色花色烊陽離子結構。本實驗對比了流動相pH 1.5與pH 2.5時2014年赤霞珠釀造酒中各花色苷出峰情況，色譜圖及相鄰峰分離度如圖5、表3所示。

分離度和拖尾因子計算如公式（1）、（2）所示：

式（1）中：Rs為分離度；tR1、tR2分別為相鄰峰1、峰2的保留時間；W1、W2分別為峰1、峰2的基線寬度。

式（2）中：T為拖尾因子；h為峰高；W0.05h為0.05峰高處的峰寬：d1為峰頂點至峰前沿之間的寬度。

圖5 不同pH值條件下葡萄酒色譜圖Fig.5 Chromatograms of grape wine at different pH values

表3 不同pH值條件下相鄰峰分離度及拖尾因子Table3 The resolution and tailing factor of adjacent peaks at different pH values

由圖5和表3可見，當流動相pH 1.5時赤霞珠葡萄酒中所有色譜峰峰寬均小于流動相pH 2.5條件下的色譜峰，分離度較高。同時，流動相pH 1.5時，色譜峰峰形更優(yōu)，拖尾因子較小。因此本實驗選擇在流動相pH 1.5條件下對花色苷進行分離。

2.2.2 Vitisin A檢測波長優(yōu)化

使用DIONEX UltimateTM3000二維液相色譜對反應液進行全波段掃描，光電二極管陣列檢測器掃描范圍為200～700 nm，得時間（X軸），檢測波長（Y軸）Vitisin A光譜吸收等高圖如圖6所示。由圖6可以看出，Vitisin A有4 個最大吸收峰，分別為204、235、300 nm。最高吸收峰出現(xiàn)在檢測波長204 nm處，但該區(qū)域低紫外檢測區(qū)域，檢測過程中基線不穩(wěn)，次高峰出現(xiàn)在檢測波長為235 nm時，易受到干擾物質影響且噪音大，故選擇第3高峰對應檢驗波長507 nm。

圖6 Vitisin A紫外-可見吸收圖譜Fig.6 UV-Vis spectra of vitisin A

2.3 樣品中Vitisin A的檢測

圖7 3 種葡萄酒樣品色譜圖Fig.7 Chromatograms of three kinds of grape wine

用上述方法對3 種供試葡萄酒樣進行了檢測，如圖7所示。結果顯示，葡萄酒中均檢測出Vitisin A，且與其他花色苷基本分離，且重復性良好。表明此方法可以用于對葡萄酒中的Vitisin A進行直接檢測。3 種葡萄酒中錦葵色素及Vitisin A響應面積值如表4所示，其中，赤霞珠葡萄酒中錦葵色素及Vitisin A含量均為最高，黑比諾葡萄酒與蛇龍珠葡萄酒中較少。由此推斷，Vitisin A的含量可能是與葡萄酒中錦葵色素含量多少有關。

表4 3 種葡萄酒中錦葵色素及Vitisin A響應面積值Table4 Response area values of malvidin and vitisin A in three kinds of grape wine mAU·min

2.4 Vitisin A合成過程中的變化規(guī)律

圖8 花色苷含量變化趨勢圖Fig.8 Time course of anthocyanin formation/depletion during the synthesis of vitisin A

自反應液配制起定期對反應液中錦葵色素與Vitisin A進行檢測，兩種花色苷檢測結果及含量變化趨勢如圖8所示。伴隨著反應物錦葵色素含量的大量減少，生成物Vitisin A的含量顯著升高，實驗結束時Vitisin A生成量響應面積為2.45 mAU·min。反應物錦葵色素含量顯著減少，由38.48 mAU·min降至11.78 mAU·min。

從變化趨勢來看，2 種花色苷趨勢相同，方向相反。兩種花色苷含量變化前期較快，Vitisin A大量合成，與此同時，錦葵色素迅速減少；隨著時間推移，含量變化速率不斷減小，Vitisin A生成速度及錦葵色素減少速度均降低，可能是由于反應液中錦葵色素及丙酮酸的濃度降低，制約了Vitisin A的合成；第10周后，Vitisin A含量變化極小，合成速率接近為0。與此同時，錦葵色素的含量仍然不斷減小，是因為錦葵色素在該環(huán)境體系下穩(wěn)定性差，不斷分解為其他物質。從總變化量上來看，共消耗錦葵色素26.70 mAU·min，Vitisin A總生成量為2.45 mAU·min，比值約為0.1，以峰面積增減趨勢可以看出，每生成1 mAU·min Vitisin A需消耗約10 mAU·min錦葵色素。

2.5 不同年份赤霞珠葡萄酒中錦葵色素及Vitisin A含量的檢測

圖9 花色苷響應面積值隨陳釀時間的變化趨勢圖Fig.9 Time course of anthocyanins formation/depletion during the aging of red wine

對酒中錦葵色素及Vitisin A進行檢測，錦葵色素與Vitisin A的響應面積值隨陳釀時間的變化趨勢如圖9所示。錦葵色素在陳釀初期含量大量減少，在陳釀2a的葡萄酒中含量幾乎為0。而Vitisin A含量則呈現(xiàn)先增長后降低的趨勢，在陳釀2a的葡萄酒中檢測到Vitisin A含量達最大值。在酒體中幾乎不存在錦葵色素時仍能檢測到Vitisin A的存在，表明Vitisin A的穩(wěn)定性強于錦葵色素。

3 結 論

本實驗使用由錦葵色素-3-O-葡萄糖苷標準工作液與丙酮酸溶液配制而成的混合反應液，合成錦葵色素衍生花色苷Vitisin A。并在使用高效液相色譜儀，采用CAPCELL PAK C18ACR色譜柱，乙腈-水（磷酸調pH值為1.5）溶液作為流動相，使用紫外檢測器在檢測波長為507 nm條件下對反應液及葡萄與葡萄酒中Vitisin A與其他花色苷進行檢測，使用液相色譜-質譜聯(lián)用技術對Vitisin A進行定性，初步建立了高效液相色譜檢測葡萄酒中Vitisin A的方法，并在實際樣品中得以驗證。通過對合成過程中錦葵色素及Vitisin A的檢測，分析了Vitisin A合成過程中的變化趨勢，以峰面積變化趨勢可以判定，Vitisin A的生成量及生成速率受錦葵色素及丙酮酸含量制約，其生成量與錦葵色素消耗量響應峰面積之比約為1∶10。在對陳釀時間不同的葡萄酒中錦葵色素與Vitisin A的檢測實驗中發(fā)現(xiàn)，Vitisin A含量在酒體中先增加后減少，其穩(wěn)定性強于錦葵色素。

本實針對葡萄酒中錦葵色素及Vitisin A的研究，為檢測葡萄酒中單體花色苷及其衍生色素的檢測分析提供了有力的證據(jù)，為今后研究葡萄酒中花色苷的進一步研究做出貢獻。

[1] 王鋒, 鄧潔紅, 譚興和, 等. 花色苷及其共色作用研究進展[J]. 食品科學, 2008, 29(2): 472-476.

[2] 陳曦, 周小平, 韓舜愈, 等. HPLC測定葡萄和葡萄酒中花色苷[J]. 光譜實驗室, 2013, 30(4): 1704-1709.

[3] 盧鈺, 董現(xiàn)義, 杜景乎, 等. 花色苷研究進展[J]. 山東農(nóng)北大學學報:自然科學版, 2004, 35(2): 315-320.

[4] ROMERO C, BAKKER J. Effect of storage temperature, pyruvate on kinetics of anthocyanin degradation, Vitisin A de. rivative formation and color characteristics of modei solutions[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2000, 48: 2135-2141.

[5] 徐琳. 單寧對紅葡萄酒顏色和花色苷的影響[D]. 北京: 中國農(nóng)業(yè)大學, 2007.

[6] 梁振昌. 葡萄果皮花色苷構成特點、遺傳規(guī)律及其在果實成熟過程中的變化[D]. 北京: 中國科學院, 2008.

[7] 劉一健, 孫劍鋒, 王頡. 葡萄酒酚類物質的研究進展[J]. 中國釀造, 2009, 28(8): 5-9.

[8] ROMERO C, BAKKER J. Anthocyanin and colour evolution during maturation of four port wines: effect of pyruvic acid addition[J]. Journal of the Science of Food and Agriculture, 2000, 81: 252-260.

[9] GARCIA-PUENTE E R, ALCALDE-EON C, SANTOS-BUELGA C, et al. Behaviour and characterization of the colour during red wine making and maturation[J]. Analytica Chimica Acta, 2006, 563(1/2): 215-222.

[10] RENTZSCH M, SEHWARZ M, WINTERHALTER P. Pyranoanthocyanins-an overview on structures, occurrence, and pathways of formation[J]. Trends in Food Science and Technology, 2007, 18: 526-534.

[11] OLIVEIRA J, AZEVEDO J, SILVA A M S, et al. Pyranoanthocyanin dimers: a new family of turquoise blue anthocyanin-derived pigments found in port wine[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2010, 58(8): 5154-5159.

[12] MORATAA A, CALDERONA E, GONZALEZA M C. Formation of the highly stable pyranoanthocyanins (vitisins A and B) in red wines by the addition of pyruvic acid and acetaldehyde[J]. Food Chemistry, 2007, 100: 1144-1152.

[13] HE J, CARVALHO A, MATEUS N, et al. Spectral features and stability of oligomeric pyranoanthocyanin-fl avanol pigments isolated from red wines[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2010, 58(16): 9249-9258.

[14] BAKKER J, TIMBERLAKE C F. Isolation, identi fication and characterization of new color-stable anthocyanins occurring in some red wines[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 1997, 45(1): 35-43.

[15] CARVALHO A, OLIVEIRA J, de FREITAS V, et al. A theoretical interpretation of the color of two classes of pyranoanthocyanins[J]. Journal of Molecular Structure: THEOCHEM, 2010, 948(1/2/3): 61-64.

[16] ROMERO C, BAKKERJ. Effect of storage temperature, pyruvate on kinetics of anthocyanin degradation, vitisin A de. rivative formation and color characteristics of modei solutions[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2000, 48: 2135-2141.

[17] GOUPY P, BAUTISTA-ORTIN A B, FULCRAND H, et al. Antioxidant activity of wine pigments derived from anthocyanins: hydrogen transfer reactions to the DPPH radical and inhibition of the heme-induced peroxidation of linoleic acid[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2009, 57(13): 5762-5770.

[18] MUSELIK J, GARCIA-ALONSO M, MARTIN-LOPEZ M P, et al. Measurement of antioxidant activity of wine catechins, procyanidins, anthocyanins and pyranoanthocyanins[J]. International Journal of Molecular Sciences, 2007, 8(8): 797-809.

[19] JORDHEIM M, AABY K, FOSSEN T, et al. Molar absorptivities and reducing capacity of pyranoanthocyanins and other anthocyanins[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2007, 55(26): 10591-10598.

[20] GARCIA-ALONSO M, RIMBACH G, RIVAS-GONZALO J C, et al. Antioxidant and cellular activities of anthocyanins and their corresponding vitisins A-studies in platelets, monocytes, and human endothelial cells[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2004, 52(11): 3378-3384.

[21] 余華. 玫瑰茄紅色素主要呈色物質分離提純的研究[J]. 食品科學, 2005, 26(2): 79-82.

[22] 朱永紅, 趙博, 吳彥蕾. 食品中合成測速快速檢測方法研究進展[J].食品科學與營養(yǎng), 2014(3): 34-41.

[23] 楊華鋒, 楊勇, 董勤, 等. 紫外-可見光譜技術在葡萄酒品質評價中的應用[J]. 釀酒科技, 2012(11): 58-64.

[24] 林麗, 李進, 丁成麗. 高效液相色譜法測定黑果枸杞果實中花色苷的含量[J]. 食品科學, 2013, 34(6): 164-166.

[25] 王衛(wèi)東, 李超, 許時嬰. 高效液相色譜-串聯(lián)質譜法分離鑒定黑莓花色苷[J]. 食品科學, 2009, 30(14): 230-234.

[26] 張秀麗, 李勁濤, 楊軍. 植物花色苷定性定量研究方法[J]. 西華師范大學學報: 自然科學版, 2006, 27(3): 300-303.

Synthesis and Detection of Vitisin A in Red Grape Wine

YAN Heng1, HAN Shunyu1, WANG Bo2, ZHOU Xiaoping2,*
(1. College of Food Science and Engineering, Gansu Agricultural University, Lanzhou 730070, China; 2. Central Laboratory of Technical Center, Gansu Entry-Exit Inspection and Quarantine Bureau, Lanzhou 730000, China)

This study aimed to develop an HPLC method for detecting vitisin A in red grape wine under optimized testing conditions. Malvidin-pyruvate mixed solution was used as the reaction liquid to synthesize vitisin A derived from malvidin. The preliminary study demonstrated the quantitative changes of vitisin A during the synthesis process. The optimal chromatographic conditions for vitisin A separation were determined by using a CAPCELL PAK C18ACR acidproof column with acetonitrile-water (adjusted to pH 1.5 with phosphoric acid) as the mobile phase, and the UV detector wavelength was set at 507 nm. Mass spectrometry was used to conduct the qualitative analysis of vitisin A, and the results were compared with those from the mass spectral library. The method is suitable for detecting both synthetic and natural vitisin A in red grape wine.

vitisin A; malvidin; grape wine; high performance liquid chromatography-mass spectrometry-mass spectrometry (HPLC-MS-MS)

TS262.6

A

1002-6630（2015）20-0139-06

10.7506/spkx1002-6630-201520026

2014-12-05

質檢行業(yè)公益性科研專項（201310071）

閆衡（1989—），女，碩士研究生，研究方向為葡萄酒色素。E-mail：yanheng89@126.com

*通信作者：周小平（1965—），男，高級工程師，碩士，研究方向為食品藥品中有毒有害物質檢驗檢測。E-mail：zhxp1123@163.com