楊路存 劉何春 周學(xué)麗 徐文華 周國英*
(1.中國科學(xué)院西北高原生物研究所,810008; 2.中國科學(xué)院藏藥研究重點實驗室,西寧 810008; 3.中國科學(xué)院大學(xué),北京 100049; 4.青海省鐵卜加草原改良試驗站,西寧 810008)
* 通信作者:E-mail:zhougy@nwipb.cas.cn
羌活(Notopterygiumincisum)nrDNAITS和cpDNArpl20-rps12序列分子進化特點的分析
楊路存1,2劉何春1,3周學(xué)麗4徐文華1,2周國英1,2*
(1.中國科學(xué)院西北高原生物研究所,810008;2.中國科學(xué)院藏藥研究重點實驗室,西寧 810008;3.中國科學(xué)院大學(xué),北京 100049;4.青海省鐵卜加草原改良試驗站,西寧 810008)
應(yīng)用PCR產(chǎn)物直接測序法分析了羌活居群間nrDNA(核糖體DNA)ITS序列和cpDNA(葉綠體DNA)rpl20-rps12的堿基差異,從而初步研究兩套植物基因組的變異速率。采用改良的CTAB法從硅膠干燥的羌活葉片中提取總DNA,并對nrDNA ITS和cpDNA rpl20-rps12區(qū)域進行擴增、純化、測序。nrDNAITS序列共有635 bp,有變異位點17處,變異位點百分率為2.68%,(G+C)含量為57.83%。cpDNA rpl20-rps12序列共有767 bp,有變異位點35處,變異位點百分率4.56%,(G+C)含量為33.06%。比較發(fā)現(xiàn),羌活nrDNAITS區(qū)域較cpDNA rpl20-rps12序列保守,變異速率較慢。通過對ITS和rpl20-rps12序列單倍型(haplotype)進行分析發(fā)現(xiàn),兩者得出的結(jié)論一致,即現(xiàn)有分布范圍經(jīng)歷了居群近期范圍擴張。因此,羌活nrDNA ITS序列適合該種的譜系地理學(xué)研究。
羌活;ITS序列;rpl20-rps12序列
羌活(Notopterygiumincisum)隸屬于傘形科(Umbelliferae)羌活屬(Notopterygium),是中國的特有種[1~2]。主要分布在青海、甘肅、四川[3]。生于海拔2 500~3 500 m的高山灌木林、亞高山灌叢、草叢及高山林緣地上。羌活與同屬的寬葉羌活(N.forbesii)同為藥材羌活的基源植物,以根莖及根入藥[4],是中、藏、羌醫(yī)藥體系中常用藥材,主要含揮發(fā)油和香豆素類成分。具有散寒、祛風、除濕、止痛功效,主治風寒感冒頭痛、風濕痹痛等癥,現(xiàn)代藥理研究表明對心腦血管疾病也有確切療效[5]。目前,用羌活的中(藏)成藥有200余種,用藥需求量非常大,長期僅靠野生采集滿足國內(nèi)外市場需求,以致資源已瀕臨滅絕,1987年即被國務(wù)院《中國野生藥材資源保護管理條例》列為Ⅲ級保護物種,2005年又載入《中國物種紅色名錄》[6]。目前,羌活植物化學(xué)[7~8]、藥理[9]、地理分布[3,10]、分類學(xué)[1~2]、環(huán)境土壤學(xué)[11]和馴化栽培[12~13]等方面的研究比較多,對其nrDNA ITS序列和cpDNA rpl20-rps12序列的研究尚屬首次。
隨著分子生物學(xué)技術(shù)的快速發(fā)展,用于分子系統(tǒng)學(xué)和譜系地理學(xué)研究的分子標記從RFLP、RAPD、SSR和ISSR過渡到核糖體DNA(nrDNA)的18S基因及ITS等非編碼區(qū),以及葉綠體DNA的編碼基因及非編碼區(qū)序列和部分線粒體DNA(mtDNA)的基因片段。目前應(yīng)用最廣泛的核基因組是nrDNAITS序列,它是核糖體DNA中介于18S和5.8S之間(ITS1)以及5.8S和26S之間(ITS2)的非編碼轉(zhuǎn)錄間隔區(qū),具有較高的重組率,成為植物譜系地理學(xué)(Phylogeography)研究和探討科內(nèi)屬間及屬下種間關(guān)系中最有效的手段之一[14~15]。葉綠體DNA(cpDNA)多數(shù)具有單親遺傳的特性,在遺傳過程中不易發(fā)生重組,并且沒有基因的重疊、缺失或假基因的現(xiàn)象,擁有獨立的進化路線,不依賴其他數(shù)據(jù),可以通過自身數(shù)據(jù)構(gòu)建分子系統(tǒng)來推測物種的進化歷史[16~17]。而rpl20-rps12屬于葉綠體非編碼區(qū)域,有較高的突變頻率,且這些突變不受自然選擇等其他因素的影響,屬于中性突變,可以保留經(jīng)長期的變遷的植物的遺傳結(jié)構(gòu)(如過去的遷移路線、建群的原動力等),經(jīng)過長年累月的變化可以提供豐富的信息,是植物系統(tǒng)地理學(xué)研究的首選分子標記[18]。本文分析了羌活12個居群,116個個體的nrDNAITS和cpDNA rpl20-rps12序列區(qū)域,研究該種nrDNAITS和cpDNA rpl20-rps12序列的分子特點和變異情況,并從這兩個序列初步確定該種形成現(xiàn)有分布范圍的成因。
1.1 材料
用于本實驗的12個居群為2014年6~9月份分別采自青海、四川和甘肅3省區(qū),基本包括了我國羌活主要產(chǎn)區(qū)。采樣時每個居群選取成年植株6~15株,根據(jù)隨機取樣原則,取樣的羌活株距在50 m以上。野外采集新鮮、完整的植物幼嫩葉片,置于盛有硅膠的塑膠袋中干燥保存。采樣編號及地點見表1。
表1 12個羌活居群的采樣表
1.2 實驗方法
1.2.1 基因組DNA的提取與檢測
依據(jù)改良的CTAB法從硅膠干燥的葉片中提取總DNA。通過測定紫外光吸收值來確定DNA濃度和純度。利用0.8%瓊脂糖凝膠電泳檢查DNA完整性。
1.2.2 PCR擴增與DNA測序
采用通用引物“ITS1”(5′-AGAAGTCGTAACAAGGTTTCCGTAGG-3′)和“ITS4”(5′-TCCTCCGCTTATTGATATGC-3′);“rpl20”(5′-TTTGTTCTACGTCTCCGAGC-3′)和“rps12”(5′-GTCGAGGAACATGTACTAGG-3′)分別擴增nrDNA ITS序列和cpDNA rpl20-rps12序列。擴增反應(yīng)在Eppendorf Mastercycler Gradient PCR儀上進行,反應(yīng)體系為25 μL,內(nèi)含25 mmol·L-1MgCl22 μL、2.5 mmol·L-1dNTPs 2 μL、10 μmol·L-1引物各0.6 μL、25 ng模板、10×buffer 2.5 μL和1U Taq DNA聚合酶(TaKaRa)。nrDNA ITS擴增程序為:95℃預(yù)變性3 min;35個循環(huán):95℃變性0.5 min,51℃退火0.5 min,72℃延伸0.5 min;最后72℃延伸10 min。cpDNA rpl20-rps12擴增程序為:95℃預(yù)變性3 min;35個循環(huán):95℃變性0.5 min,52℃退火0.5 min,72℃延伸0.5 min;最后72℃延伸10 min。
將PCR擴增產(chǎn)物經(jīng)電泳檢測純化后由上海美吉生物醫(yī)藥科技有限公司測序。
1.3 數(shù)據(jù)處理
序列對位排列用ClustalX軟件自動完成后[19],并手工適當校正。用DnaSP軟件統(tǒng)計變異位點[20],單倍型(haplotype)類型和變異位點百分率,以及核苷酸多樣性,并將nrDNAITS、和cpDNA rpl20-rps12序列進行比較。Tajima’s D和Fu’s Fs兩種無限突變位點模型的中性檢驗方法及歧點分布(Mismatch distribution)分析也在DnaSP程序中完成,來檢驗羌活居群間是否經(jīng)歷了近期居群范圍擴張。用MEGA4.1軟件進行核苷酸組成分析,采用Kitmura-2-Parameter distance雙參數(shù)模型(Kimura,1980)計算遺傳距離,并用鄰接(Neighbour-Joining,NJ)法構(gòu)建系統(tǒng)樹,通過1 000次重復(fù)獲得的自展檢驗(bootstrap)數(shù)值標記在分支上[21]。
2.1nrDNAIT和cpDNArpl20-rps12目的片段的擴增
PCR擴增體系對不同居群羌活nrDNAITS和cpDNA rpl20-rps12片段進行擴增,得到單一片段條帶,電泳顯示條帶非常清晰,沒有拖帶和非特異條帶(圖1)。
圖1 nrDNAITS區(qū)域(A)和cpDNA rpl20-rps12區(qū)域(B)PCR擴增電泳結(jié)果Fig.1 The results of PCR amplification on ITS(A) and cpDNA rpl20-rps12(B) region
2.2羌活各居群間nrDNAITS和cpDNArpl20-rps12序列及分析
對羌活116個個體nrDNA ITS區(qū)域進行測序,并用ClustalX進行對位排列。經(jīng)對位排列,獲得我國主要羌活產(chǎn)地12個居群的ITS序列,堿基長度均為635 bp。合并相同的序列共得到15個單倍型(haplotype,H),其中H1是分布最廣的單倍型(分布于Q1,Q2,G1,G2,G3,G4,S2,S4居群中),其次是H3(分布于Q3,Q4,S1,S2,S3,S4居群中),H13和H14分別為Q9,S3,S5居群和S5,S8居群所共享,H8為Q9,S3居群所共享,其它特有的單倍型(H2,H4,H5,H7,H8,H9,H10,H11,H12,H15)分布到各自相應(yīng)的居群中。羌活的cpDNA rpl20-rps12序列,堿基長度767 bp。合并相同的序列共得到12個單倍型,其中單倍型H1是分布最廣的單倍型,它分布于全部12個居群中,其次是單倍型H6和H9,分別被5個和4個居群所共享,其它特有的單倍型(H2,H3,H4,H5,H7,H8,H10,H11,H12)分布到各自相應(yīng)的居群中。
羌活nrDNA ITS序列的(G+C)含量為57.83%,變異位點百分率為2.68%。在635 bp的堿基序列中,有17處變異位點,其中1處為插入/缺失(位于26 bp位點處,表2),16處為堿基置換。羌活nrDNA ITS序列(G+C)含量(57.83%)明顯高于rpl20-rps12序列的(G+C)含量(33.06%)。cpDNA rpl20-rps12序列變異位點百分率為4.56%,而nrDNA ITS序列變異位點百分率是2.68%,cpDNA rpl20-rps12序列變異位點百分率遠大于nrDNA ITS序列的變異位點百分率(表3)。
cpDNA rpl20-rps12的核苷酸多樣性也遠大于nrDNA ITS序列的核苷酸多樣性。
表2羌活I(lǐng)TS片段15種單倍型進行序列比對的變異位點
Table2Variablesitesofthealignedsequencesamong15haplotypesoftheITSfragmentofN.incisum
單倍型HaplotypeVariablesites126112555555566663660900225669112289723467873889H1GGGGGTAAAGGTACGCGH2····A············H3······G··A·······H4······G··········H5······G···T·····TH6····A·G··········H7····A·GG·········H8··AA·············H9A·A··············H10······GG·········H11······G·T··CTTTTTH12·—A··············H13··A··············H14··A··A···········H15······G··········
表3 羌活cpDNA rpl20-rps12片段12種單倍型進行序列比對的變異位點
運用MEGA軟件對羌活nrDNAITS序列和cpDNA rpl20-rps12所得單倍型進行系統(tǒng)發(fā)育樹重建。由圖2可知,由nrDNAITS序列構(gòu)建的NJ樹分為四支,H2、H3、H4、H5、H15聚為一支,H1、H6、H7、H8、H11、H12、H13、H14、H15聚為一支,H10為一支,H9為另一支。由圖3可知,cpDNA rpl20-rps12序列構(gòu)建的NJ樹分為兩支,H1、H2、H3、H4、H5、H9聚為一支,H6、H7、H8、H10、H11、H12聚為一支。
采用nrDNA ITS和cpDNA rpl20-rps12序列對羌活的野生種群進行種群歷史變動分析,釆用單倍型錯配分布、無限突變位點模型的中性檢驗值Tajima’s D和Fu’s Fs等方法同時調(diào)查羌活的種群歷史變動錯配分布。分析結(jié)果顯示,羌活種群單倍型和堿基差異呈明顯的單峰分布(圖4),較為保守的Tajima’s D(nrDNA ITS:-1.447 04,P<0.05;cpDNA rpl20-rps12:-2.102 63,P<0.05)顯著偏離中性平衡,F(xiàn)u and Li’s D*(nrDNA ITS:-4.260 68,P<0.02;cpDNA rpl20-rps12:-3.518 20,P<0.02)和 Fu and Li’s F*(nrDNA ITS:-3.84182,P<0.02;cpDNA rpl20-rps12:-3.567 84,P<0.02)均為顯著的負值,支持羌活種群經(jīng)歷了種群選擇或擴張事件。
圖2 基于ITS序列的15種單倍型的NJ樹Fig.2 NJ tree based on the 15 haplotypes of ITS sequences
圖3 基于cpDNA rpl20-rps12序列的12種單倍型的NJ樹Fig.3 NJ tree based on the 12 haplotypes of cpDNA rpl20-rps12 sequences
Table4ComparisonsbetweennrDNAITSandcpDNArpl20-rps12sequencesforN.incisum
序列名稱Nameofsequence長度Length(bp)變異位點百分率Percentageofvariablesites(%)(G+C)含量(G+C)content(%)nrDNAITS6352.6857.83cpDNArpl20-rps127674.5633.06
一般而言,在大多數(shù)的被子植物中由于葉綠體DNA是母性遺傳、非重組的并且由于進化速度比較慢[22],因此常被用來研究群體遺傳學(xué)和系統(tǒng)地理學(xué)中的遺傳瓶頸和奠基者效應(yīng),并且用于測量遺傳漂變[16]。而核DNA(nDNA)的進化較快,可用于解決屬下不同種和種內(nèi)的系統(tǒng)發(fā)育和分類問題,并且可解決由于葉綠體變異的水平太低而不能闡明居群的關(guān)系的問題[23]。因此,在植物譜系地理學(xué)的研究中采用葉綠體和核基因組聯(lián)合分析來徹底的闡明調(diào)查物種的遺傳結(jié)構(gòu)。
本研究中,應(yīng)用PCR產(chǎn)物直接測序法分析了羌活居群間nrDNA(核糖體DNA)ITS序列和cpDNA(葉綠體DNA) rpl20-rps12的堿基差異,初步確定了兩套植物基因組的變異速率,即羌活nrDNA ITS序列較cpDNA rpl20-rps12 序列保守,變異速率較慢,這與上面的研究結(jié)果不一致,但與段義忠等[24]對窄葉鮮卑花的研究結(jié)果一致。
nrDNA ITS序列共發(fā)現(xiàn)15個單倍型,其中H1是分布最廣的單倍型,分布于12個居群中的8個居群中,且青藏高原東南部邊緣的居群遺傳多樣性較高。這與葉綠體rpl20-rps12序列單倍型所得出的結(jié)果較相近。nrDNA ITS和cpDNA rpl20-rps12序列所得到的兩種中性檢驗值均為負值(nrDNA ITS:-1.447 04,P<0.05;cpDNA rpl20-rps12:-2.102 63,P<0.05),羌活nrDNA ITS和cpDNA rpl20-rps12基因區(qū)間序列數(shù)據(jù)的歧點分布(mismatch distribution)分析結(jié)果表明,觀測值與期望值之間比較,得到了一個明顯的單峰分布曲線圖,表明羌活居群可能經(jīng)歷過居群近期范圍擴張。雖然nrDNA ITS序列變異位點較少,但其反應(yīng)的居群間的進化關(guān)系與葉綠體基因組一致,nrDNA ITS序列可以推測出羌活居群擴張的大致時間,因此nrDNAITS序列適合羌活以居群進化歷史為主要目的的譜系地理學(xué)研究。
1.溥發(fā)鼎,王萍莉,鄭中華,等.重訂羌活屬的分類[J].植物分類學(xué)報,2000,38(5):430-436.
2.王幼平,溥發(fā)鼎,王萍莉,等.中國特有屬——羌活屬的系統(tǒng)分類研究[J].云南植物研究,1996,18(4):424.
3.周毅,蔣舜媛,馬小軍,等.羌活資源危機和保護[J].中草藥,2003,34(10):12.
4.中華人民共和國國家藥典委員會.中華人民共和國藥典一部[M].北京:化學(xué)工業(yè)出版社,2010:170-171.
5.徐惠波,孫曉波.羌活揮發(fā)油的藥理作用研究[J].中草藥,1991,22(1):28-30.
6.汪松,解焱.中國物種紅色名錄:第1卷[M].北京:高等教育出版社,2004:8507.
7.劉衛(wèi)根,王亮生,徐文華,等.不同商品等級羌活中有機酸和香豆素類化合物的測定[J].中成藥,2012,34(011):2181-2186.
8.劉衛(wèi)根,王亮生,周國英,等.羌活不同部位有機酸和香豆素類化合物含量的比較研究[J].藥物分析雜志,2012,32(011):1950-1956.
9.張明發(fā),沈雅琴.羌活藥理學(xué)研究[J].藥學(xué)服務(wù),2008(5):28-30.
10.馬玉林,李建民,馬莉,等.藥用植物羌活的研究進展[J].安徽農(nóng)業(yè)科學(xué),2010,38(24):13092-13093.
11.蔣舜媛,孫輝,黃雪菊,等.羌活和寬葉羌活的環(huán)境土壤學(xué)研究[J].中草藥,2005,36(6):917-921.
12.董生健.野生羌活馴化栽培技術(shù)[J].中藥材,2010(1):38-39.
13.方子森,陳小莉,張恩和.野生羌活的生態(tài)環(huán)境與馴化栽培[J].中草藥,2004,35(9):1071-1073.
14.趙一之,成文連,尹俊,等.用rDNA的ITS序列探討綿刺屬的系統(tǒng)位置[J].植物研究,2003,23(4):402-406.
15.Baldwin B G,Sanderson M J,Porter J M,et al.The Its Region of Nuclear Ribosomal DNA-a Valuable Source of Evidence on Angiosperm Phylogeny[J].Annals of the Missouri Botanical Garden,1995,82(2):247-277.
16.Petit R J,Pineau E,Demesure B,et al.Chloroplast DNA footprints of postglacial recolonization by oaks[J].Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America,2003,94(18):9996-10001.
17.Fujii N,Ueda K.,Watano Y,et al.Intraspecific sequence variation of chloroplast DNA inPedicularischamissonisSteven(Scrophulariaceae) and geographic structuring of the Japanese “Alpine” plants[J].Journal of Plant Research,1997,110(1098):195-207.
18.Gao Q B,Zhang D J,Duan Y Z,et al.Intraspecific divergences ofRhodiolaalsia(Crassulaceae) based on plastid DNA and internal transcribed spacer fragments[J].Botanical Journal of the Linnean Society,2009,168(2):204-215.
19.Thompson J D,Gibson T J,Plewniak F,et al.The Clustal-X windows interface:flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analyses tools[J].Nucleic Acids Research,1997,25 :4876-4882.
20.Rozas J,Sanchez-DelBarrio J C,Messeguer X,et al.DnaSP,DNA polymorphism analyses by the coalescent and other methods[J].Bioinformatics,2003,19(18):2496-2497.
21.Tamura K,Dudley J,Nei M,et al.MEGA4:Molecular evolutionary genetics analysis(MEGA) software version 4.0[J].Molecular Biology and Evolution,2007,24(8):1596-1599.
22.Reboud X,Zeyl C.Organelle Inheritance in Plants[J].Heredity,1994,72:132-140.
23.Wolfe K,Li W,Sharp P.Rates of nucleotide substitution vary greatly among plant mitochondrial,chloroplast,and nuclear DNAs[J].Proceedings of the National Academy of Sciences,1987,84:9054-9058.
24.段義忠,張得鈞,高慶波,等.窄葉鮮卑花(Sibiraeaangustata)nrDNAITS和cpDNAtrnL-F序列分子進化特點的分析[J].植物研究,2010,30(2):146-151.
CharacteristicofMolecularEvolutionofNotopterygiumincisumBasedonnrDNAITSandcpDNArpl20-rps12SequenceAnalysis
YANG Lu-Cun1,2LIU He-Chun1,3ZHOU Xue-Li4XU Wen-Hua1,2ZHOU Guo-Ying1,2*
(1.Northwest Institute of Plateau Biology,Chinese Academy of Sciences,Xining 810008;2.Key Laboratory of Tibetan Medicine Research,Chinese Academy of Sciences,Xining 810008;3.University of Chinese Academy of Sciences,Beijing 100049;4.Tiebujia Grassland Improvement Experiment Station,Xining 810008)
We analyzed the differences between the nrDNAITS and cpDNA rpl20-rps12 sequences inNotopterygiumincisumby PCR direct sequencing. Total DNA was extracted from silica-dried leaves ofN.incisumusing modified CTAB method. With the extracted DNA as template, nrDNA ITS and cpDNA rpl20-rps12 regions were amplified, then purified and sequenced. The length of nrDNA ITS sequence ofN.incisumwas 635 bp, of which 17 were variable sites with a percentage of 2.68%, the(G+C) content was 57.83%. The length of cpDNA rpl20-rps12 sequence ofN.incisumwas 767 bp, of which 35 was variable site with a percentage of 4.56%, the(G+C) content was 33.06%. The nrDNAITS region ofN.incisumwas more conserved and evolved more slowly than the cpDNA rpl20-rps12sequence. The present distribution range ofN.incisumexperienced range expansion by the haplotype analysis of this species, which consisted with the conclusion resulting from cpDNA genome. Therefore, the nrDNA ITS sequence of rpl20-rps12 was fit to the phylogeographic study of this species.
Notopterygiumincisum;ITSsequence;rpl20-rps12 sequence
青海省青年基金項目(珍稀瀕危藥用植物羌活的瀕危機制研究[2013-Z-942Q])
楊路存(1981—),女,博士,助理研究員,主要從事藥用植物分子生態(tài)學(xué)研究工作。
2015-06-30
Q949.763.3
A
10.7525/j.issn.1673-5102.2016.02.019