譚玉榮 王丹 高璇 劉進(jìn)平

（海南省熱帶生物資源可持續(xù)利用重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室 海南大學(xué)熱帶農(nóng)林學(xué)院，?？?570228）

非編碼RNA（Noncoding RNA，ncRNA）指含有1個少于100個氨基酸開放閱讀框（Open reading frame，ORF）的RNA［1］。轉(zhuǎn)錄本（主要是非編碼）估計覆蓋人類基因組的62%-75%［2］，占到具有潛在功能序列的 80%［3］。

一些ncRNA為所有細(xì)胞中組成型表達(dá)的管家ncRNA（Housekeeping ncRNA），如轉(zhuǎn)運(yùn) RNA（Transfer RNA，tRNA）、 核 糖 體 RNA（Ribosomal，rRNA）、小核 RNA（Small nuclear RNA，snRNA）、小核仁RNA（Small nucleolar RNA，snoRNA）等。除管家ncRNA之外的其他ncRNA大體上可分為小ncRNA（Small ncRNA）和長鏈ncRNA（Long noncoding RNA，lncRNA）。前者的序列長度短于100核苷酸，而后者指大于200個核苷酸長度的ncRNA［1］。小ncRNA包括微RNA（microRNA，miRNA）、內(nèi)源小干擾RNA（Endogenous small interfering RNA，endosiRNA）和PIWI-相關(guān)（或互作）小RNA（PIWI-associated small RNA或 PIWI-interacting RNA，piRNA）等［4-6］。關(guān)于lncRNA研究，國外有少量綜述發(fā)表，主要針對lncRNA機(jī)制進(jìn)行論述［7-11］。本文對植物lncRNA的分類、鑒定和研究、分子作用機(jī)制及其功能進(jìn)行全面綜述，并詳細(xì)論述其在植物中的功能，旨在為給研究者提供參考。

1 lncRNAs的分類

lncRNAs可以按照多種方法進(jìn)行分類，如按照轉(zhuǎn)錄本長度、與已注釋編碼蛋白質(zhì)基因相關(guān)性、與其他已知功能DNA因子的相關(guān)性、基于與編碼蛋白質(zhì)的RNA的相似性、與重復(fù)序列相關(guān)性、與生化途徑或穩(wěn)定性相關(guān)性、基于序列或結(jié)構(gòu)的保守性、基于在不同生物學(xué)狀態(tài)的表達(dá)、基于與亞細(xì)胞結(jié)構(gòu)的相關(guān)性、基于功能等分為多種類型［12］。Ulitsky［13］從進(jìn)化保守性角度將lncRNAs分為3類：第一類為保守lncRNAs（其外顯子-內(nèi)含子結(jié)構(gòu)和多個序列在物種間是保守）；第二類lncRNAs則在轉(zhuǎn)錄行為和某些RNA成分（傾向于RNA的5′端）是保守的，但絕大多數(shù)位點(diǎn)在外顯子-內(nèi)含子結(jié)構(gòu)和長度經(jīng)歷急劇變化；第三類lncRNAs則在啟動子序列和特定區(qū)域的轉(zhuǎn)錄行為保守外，其他區(qū)域沒有可識別的序列相似性和基因結(jié)構(gòu)的保守性。由于lncRNAs具有較低的序列同源性，是非保守的，難以用傳統(tǒng)的搜索算法如BLAST找到序列同源性RNA，但其二級結(jié)構(gòu)具有一定的保守性。因此，Sanbonmatsu［14］探討了使用二級結(jié)構(gòu)對lncRNAs進(jìn)行結(jié)構(gòu)分類的可能性。

本文主要根據(jù)lncRNAs相對于鄰近蛋白質(zhì)編碼基因的位置進(jìn)行粗略分類。其中長鏈非編碼自然反義轉(zhuǎn)錄本（Long noncoding natural antisense transcripts，lincNATs）從鄰近蛋白質(zhì)編碼基因的內(nèi)部或3′起始，向其反方向轉(zhuǎn)錄，至少與其中一個外顯子相重疊。而內(nèi)含子lncRNAs（Intronic lncRNAs）從鄰近蛋白質(zhì)編碼基因的內(nèi)含子起始向任意方向轉(zhuǎn)錄，但并不與外顯子相重疊就轉(zhuǎn)錄終止。啟動子lncRNAs（Promoter lncRNAs）為鄰近蛋白質(zhì)編碼基因的啟動子區(qū)轉(zhuǎn)錄本。長鏈基因間ncRNAs（Long intergenic ncRNAs，lincRNAs）為蛋白質(zhì)編碼基因之間的獨(dú)立轉(zhuǎn)錄單位，與蛋白質(zhì)編碼基因至少間隔1 kb［8］。

需要說明的是，lncRNAs種類其實(shí)依賴于使用的檢測方法。最近在模式植物擬南芥和水稻的檢測到?jīng)]有多聚腺苷酸化的ncRNA，長度在50-300 nt，具有較低的蛋白編碼潛能，與已知的RNA序列沒有任何的相似性［15-16］。因此，可根據(jù)是否含有3′多聚腺苷酸［poly（A）］尾巴而將植物中的lncRNAs而分為多聚腺苷酸化lncRNAs（Polyadenylated lncRNAs）和非多聚腺苷酸lncRNAs（Nonpolyadenylated lncRNAs）兩種［8］。

2 lncRNAs的鑒定和研究

鑒定和發(fā)現(xiàn)lncRNAs的傳統(tǒng)方法有cDNA文庫（cDNA library）法和平鋪陣列（Tiling arrays）法，但隨著下一代測序（Next generation sequencing，NGS）技術(shù)的到來，上述方法由于沒有成本和技術(shù)優(yōu)勢而被淘汰［17］。目前鑒定和發(fā)現(xiàn)lncRNAs常用的方法有基因表達(dá)的高通量測序系列分析（High throughput sequencing serial analysis of gene expression，SAGE）、RNA 測 序（RNA sequencing，RNA-seq）、基因表達(dá)的帽子分析（Cap analysis of gene expression，CAGE）、低豐度轉(zhuǎn)錄本檢測/單細(xì)胞測序（Detection of low-abundance transcripts/single-cell sequencing）、RNA末端平行分析/未加帽轉(zhuǎn)錄本全基因組作圖/降解組測序（Parallel analysis of RNA-ends（PARE）/Genome-wide mapping of uncapped transcripts（GMUCT）/degradome-seq）、轉(zhuǎn)錄本亞型測序（Transcript isoform sequencing，TIF-seq）、全基因組連續(xù)測序（Global run-on sequencing，Gro-seq）、5′-溴尿嘧啶免疫共沉淀捕獲-深度測序分析（5′-bromouridine immunoprecipitation chase-deep sequencing analysis，bric-seq）等［17-18］。由于 RNA 測序法使用最為普遍也最為基礎(chǔ)，對該法大致程序簡述如下：在對某一物種的某一組織或樣本RNA測序后，如果該物種已經(jīng)對基因組測序，就將所得reads映射到基因組中，然后裝配成轉(zhuǎn)錄本。這種方法為基因組指導(dǎo)裝配（Genome-guided assembly），一般采用軟件Cufflinks；如果該物種尚未對基因組測序，就采用從頭裝配（de novoassembly）法，如采用軟件Trinity先裝配成轉(zhuǎn)錄本，然后再映射到基因組。之后將所有樣本的轉(zhuǎn)錄本進(jìn)行合并，經(jīng)多重過濾步驟移去低保真轉(zhuǎn)錄本和蛋白質(zhì)編碼基因，然后剩余的轉(zhuǎn)錄本就可進(jìn)行分類分析［17-18］。

典型的lncRNA與mRNA的生化結(jié)構(gòu)是相同的，都有一個5′帽子和3′ poly（A）尾巴，因而容易使用標(biāo)準(zhǔn)RNA-seq方法進(jìn)行測序［19］。以寡（dT）為基礎(chǔ)的富測序方法雖然可鑒定到大部分具有功能的lncRNAs，但是，由于非多聚腺苷酸化的ncRNA的發(fā)現(xiàn)，目前只需去除rRNA，包括非多聚腺苷酸化的轉(zhuǎn)錄本在內(nèi)的“總RNA”進(jìn)行測序［20］。

鑒定lncRNAs生理功能最常用的方法有超表達(dá)（Overexpression）和基因敲低（Knockdown）［21］，以此來確定該lncRNA對植物表型、其他基因表達(dá)和代謝途徑的影響。此外，進(jìn)行定位研究的方法有熒光原位雜交（Fluorescence in situ hybridization，F(xiàn)ISH）；研究RNA和蛋白質(zhì)互作的方法有RNA免疫共沉淀（RNA immunoprecipitation，RIP）、高通量測序交聯(lián)免疫沉淀（High-throughput sequencing cross-linking immunoprecipitation，HITSCLIP）、光活化的核苷酸增強(qiáng)交聯(lián)和免疫共沉淀（Photoactivatable ribonucleotide-enhanced cross-linking and immunoprecipitation，PAR-CLIP）；研究RNA和DNA互作的方法有RNA純化染色質(zhì)分離（Chromatin isolation by RNA purification，ChIRP）、RNA反義純化（RNA antisense purification，RAP）和RNA靶標(biāo)捕獲雜交分析（Capture hybridization analysis of RNA targets，CHART）；研究RNA和RNA互作的方法有RNA-RAP、雜交分子的交聯(lián)、連接和測序（Crosslinking，ligation and sequencing of hybrids，CLASH）；研究lncRNA二級結(jié)構(gòu)的方法有引物延伸選擇性2′羥基?；磻?yīng)（Selective 2′ -hydroxyl acylation by primer extension，SHAPE）、片段化測序（Fragmentation sequencing，frag-seq）和RNA結(jié)構(gòu)平行分析（Parallel analysis of RNA structure，PARS）。此外，核糖體分型（Ribosome profiling）能對轉(zhuǎn)錄本與核糖體直接結(jié)合進(jìn)行可視化，因而可進(jìn)行翻譯全局分析。這種方法可以檢查某些lncRNAs是否進(jìn)行翻譯［17-18，22］。顯然，由于實(shí)驗(yàn)方法并不一定是高通量的方法，為了提高研究的速度和精確度，有必要在實(shí)驗(yàn)驗(yàn)證之前，對lncRNAs的鑒定、結(jié)構(gòu)、保守性、相互作用（與其他RNA、蛋白質(zhì)或DNA）、共表達(dá)和細(xì)胞定位進(jìn)行生物信息學(xué)分析。關(guān)于lncRNAs研究的生物信息學(xué)工具和數(shù)據(jù)庫可參看相關(guān)綜述［18，23-24］。

3 lncRNAs的分子作用機(jī)制

lncRNAs的分子作用機(jī)制主要來自于對人和動物的研究。lncRNAs可作為與其互作分子的招募者、系結(jié)者、引導(dǎo)者、誘捕者和信號分子，通過表觀遺傳調(diào)控、轉(zhuǎn)錄調(diào)控、轉(zhuǎn)錄后調(diào)控和翻譯調(diào)控而發(fā)揮其功能［24-25］。

在轉(zhuǎn)錄調(diào)控方面，lncRNAs可以與轉(zhuǎn)錄因子相結(jié)合，從而激活靶基因并穩(wěn)定轉(zhuǎn)錄因子與DNA序列的結(jié)合，也可以通過改變轉(zhuǎn)錄因子的定位來影響下游基因的表達(dá)，或者結(jié)構(gòu)與DNA類似，具有與DNA結(jié)合形成雙鏈的位點(diǎn)，從而誘捕轉(zhuǎn)錄因子來調(diào)節(jié)他們的亞細(xì)胞定位和基因表達(dá)。但一些轉(zhuǎn)錄因子能通過影響lncRNAs啟動子區(qū)反過來調(diào)控lncRNAs的轉(zhuǎn)錄［24-25］。

LncRNAs能夠?qū)RNA剪接與穩(wěn)定性發(fā)揮作用。例如，反義lncRNAs可與正義RNA結(jié)合，隱藏其剪接位點(diǎn)，從而改變剪接變異體之間的平衡［25］。LncRNAs可作為miRNA的前體，也可調(diào)控miRNA的功能，通過掩蓋靶mRNA的miRNA結(jié)合位點(diǎn)來抑制miRNA的功能，或者lncRNAs上有與miRNA反應(yīng)元件（miRNA response elements，MREs），因而可作為其競爭性內(nèi)源RNA（Competing endogenous RNA，ceRNA），直接誘捕miRNA，防止其與靶mRNA結(jié)合。但靶miRNA也能調(diào)控lncRNAs的表達(dá)豐度并降低 lncRNAs的穩(wěn)定性［24］。LncRNAs作為潛在的內(nèi)源性靶模擬體（Potential endogenous target mimics，eTMs）在擬南芥和水稻的研究中也有報道［26］。

lncRNA還可能具有與增強(qiáng)子RNAs（Enhancer RNAs，eRNAs）——一種自DNA序列的增強(qiáng)子區(qū)域雙向轉(zhuǎn)錄的新型的ncRNAs——類似的轉(zhuǎn)錄激活調(diào)控功能［24］。

RNA結(jié)合蛋白（RNA-binding proteins，RBPs）是指能與細(xì)胞內(nèi)單、雙鏈RNA結(jié)合，形成核糖核蛋白（Ribonucleoprotein，RNP）復(fù)合體。而大多數(shù)的lncRNA的調(diào)控活性需要lncRNA-RBP的相互作用。lncRNAs可釋放由RBPs與其他蛋白形成的復(fù)合體，也可介導(dǎo)RBPs降解或增加，lncRNA-RBP互作可誘導(dǎo)RBP介導(dǎo)的組蛋白修飾或者通過影響RBPs活性來激活或阻遏啟動子［24-25，27］。此外，lncRNA轉(zhuǎn)錄后RNA修飾會影響到lncRNA二級結(jié)構(gòu)及其能否裝配入 RNP 復(fù)合體［28-29］。

lncRNA還可介導(dǎo)染色質(zhì)相關(guān)蛋白招募，增強(qiáng)或抑制染色質(zhì)相關(guān)蛋白向靶DNA位點(diǎn)加載，從而影響表觀遺傳和基因表達(dá)。此外，通過堿基互補(bǔ)配對的RNA-DNA三鏈結(jié)構(gòu)可使lncRNA-DNA直接互作［24］。lncRNA也可影響DNA甲基化（DNA methylation）和染色質(zhì)重塑復(fù)合體（Chromatin remodeling complex）來實(shí)現(xiàn)其調(diào)控功能［30］。

4 lncRNAs在植物中的功能

lncRNAs的生物學(xué)功能最早來自于20世紀(jì)80年代對果蠅雙胸復(fù)合體（Bithorax complex）的遺傳分析［31］和1991年對哺乳動物和果蠅X失活與性染色體劑量補(bǔ)償遺傳機(jī)制的研究［32-33］。植物中雖然鑒定出大量 lncRNAs，如擬南芥［34-40］、水稻［41-42］、小麥［43-44］、玉米［45-46］、谷子［47］、棉花［48-49］、蒺藜苜蓿［50］、桃樹［51］、楊樹［52-54］、獼猴桃［55］、白菜［56］、黃瓜［57］、向日葵［58］、江南卷柏（Selaginella moellendorffii）［59］、沙棘（Hippophae rhamnoides）［60］及芒草（Miscanthus lutarioriparius）［61］等，但其確定的生物學(xué)功能的報道相對較少。

4.1 參與春化作用誘導(dǎo)開花

擬南芥FLOWERING LOCUS C（FLC）為開花阻抑蛋白，而冬季低溫和春化作用可誘導(dǎo)表觀遺傳開關(guān)，引發(fā)Polycomb Repressive Complex 2（PRC2）在FLC位點(diǎn)富集組蛋白三甲基化，使FLC表達(dá)沉默，從而使某些植物經(jīng)冬季低溫后在春天開花。一個稱為COLD ASSISTED INTRONIC NONCODING RNA（COLDAIR）的lincRNA（1.1 kb）可在春化介導(dǎo)的表觀遺傳控制下招募PRC2到FLC，并沉默F(xiàn)LC表達(dá)。COLDAIR從FLC第一內(nèi)含子轉(zhuǎn)錄，其表達(dá)受低溫誘導(dǎo)，20 d低溫處理后表達(dá)水平達(dá)到最大值，然后返回基礎(chǔ)水平。RNA免疫沉淀技術(shù)表明，在冷處理過程中COLDAIR和PRC2復(fù)合體一個組分之間能直接互作。當(dāng)利用RNA干擾敲低COLDAIR后，即使春化作用后植物仍表現(xiàn)晚開花表型［62］。

此外，由抑制FLC啟動子產(chǎn)生的另外一個稱為COLDWRAP的lncRNA，可與Polycomb結(jié)合，也是通過春化作用使FLC處于穩(wěn)定的阻遏狀態(tài)所必需的。COLDAIR和COLDWRAP都是春化作用在FLC位點(diǎn)形成阻遏作用的基因內(nèi)染色質(zhì)環(huán)所必需［63］。

COOLAIR是FLC基因反義鏈轉(zhuǎn)錄產(chǎn)生的lncRNAs，也受長時間的低溫誘導(dǎo)產(chǎn)生［64-65］。低溫誘導(dǎo)時COOLAIR在Polycomb沉默的特征性組蛋白 3賴氨酸 27的三甲基化（H3K27me3）大量積累之前產(chǎn)生，而冷處理過程中去除COOLAIR則會破壞基因間FLC成核位置H3K27me3對H3K36甲基化的同步化取代。COOLAIR與FLC位點(diǎn)直接結(jié)合并能在冷處理中促進(jìn)FLC關(guān)閉轉(zhuǎn)錄［64］。COLDAIR和COOLAIR都能與PRC2直接互作，以調(diào)節(jié)春化介導(dǎo)的在FLC位點(diǎn)的表觀遺傳阻遏和FLC表達(dá)抑制［62，64］。

4.2 參與固氮豆科植物根瘤的形成

在豆科模式植物蒺藜苜蓿（Medicago truncatula）中，ENOD40是一種具有蛋白編碼潛力的高度結(jié)構(gòu)化lncRNA［66-67］。雖然它能編碼12個氨基酸長度的短肽，但其結(jié)構(gòu)化RNA區(qū)才為其生物學(xué)功能即固氮豆科植物根瘤的形成所必需［68］。轉(zhuǎn)基因苜蓿植株中ENOD40過量表達(dá)或沉默分別表現(xiàn)出加速結(jié)瘤或只形成少數(shù)結(jié)節(jié)樣結(jié)構(gòu)［69-70］。

組成型表達(dá)的RNA結(jié)合蛋白MtRBP1定位在核斑（Nuclear speckle）（貯藏剪接體復(fù)合體并在mRNA加工中發(fā)揮作用，還可為mRNA一起運(yùn)動的組分通過核孔到達(dá)細(xì)胞質(zhì)提供中轉(zhuǎn)站和調(diào)控檢查點(diǎn)），利用酵母三雜交系統(tǒng)發(fā)現(xiàn)它能與ENOD40RNA的互作［71］。而ENOD40RNA為結(jié)瘤過程中MtRBP1從核斑向細(xì)胞質(zhì)顆粒的再定位所需。

4.3 參與花粉發(fā)育和雄性不育

一種稱為長日特異性雄性不育相關(guān)RNA（Longday-specific male-fertility-associated RNA，LDMAR）的lncRNA調(diào)控花粉發(fā)育和光敏感雄性不育（Photoperiod-sensitive male sterility，PSMS）。足量的LDMAR轉(zhuǎn)錄本為正常花粉發(fā)育所必需。野生型的一個SNP自發(fā)突變可引起LDMAR二級結(jié)構(gòu)改變，從而提高LDMAR上游DNA甲基化，特別在長日條件下會減少LDMAR啟動子的活性，使正在發(fā)育的花藥過早細(xì)胞程序性死亡，從而引起光敏感雄性不育［72］。進(jìn)一步的研究表明，LDMAR基因啟動子區(qū)轉(zhuǎn)錄產(chǎn)生的一個siRNA（Psi LDMAR），它可誘導(dǎo)LDMAR基因啟動子區(qū)RNA指導(dǎo)的DNA甲基化，從而阻遏LDMAR的表達(dá)［73］。

4.4 參與光形態(tài)建成

光信號是調(diào)節(jié)植物發(fā)育的重要環(huán)境信號之一。Phytochrome Interacting Factor 3（PIF） 基 因 編 碼的bHLH轉(zhuǎn)錄因子，抑制光形態(tài)建成。而HIDDEN TREASURE 1（HID1）對PIF起負(fù)調(diào)控作用。有一個包含潛在開放讀碼框（Open reading frame，ORF）并編碼44個氨基酸肽的lincRNAs（236 nt）可挽救hid1的T-DNA突變體。而破壞這個潛在的開放閱讀框，但保留RNA結(jié)構(gòu)的突變體HID1能挽救hid1表型植物。計算模擬預(yù)測表明HID1能形成4個莖環(huán)結(jié)構(gòu)，而這對HID1能挽救hid1表型是必不可少。實(shí)驗(yàn)表明，HID1作為lincRNA通過與對PIF3直接轉(zhuǎn)錄調(diào)控來控制光形態(tài)建成［74］。

4.5 調(diào)控Pi吸收

Pi吸收的一個突變體phosphate2（pho2）是由于Ubiquitin-Conjugating Enzyme 24（UBC24）突變所致，由于它使Pi吸收增加而在莖芽中累積過量的Pi。而Pi饑餓能誘導(dǎo)miR399累積并降低PHO2/UBC24的表達(dá)，而miR399過量表達(dá)則阻抑PHO2/UBC24轉(zhuǎn)錄本的累積并增加Pi吸收，這顯示miR399通過調(diào)控PHO2/UBC24表達(dá)而控制Pi的動態(tài)平衡［75］。但是一個稱為INDUCED BY PHOSPHATE STARVATION 1（IPS1）的的lincRNA（542 nt）與miR399有一個23-nt長的互補(bǔ)基序。IPS1過量表達(dá)能使野生型植株中PHO2mRNA累積，但卻在miR399過量表達(dá)系植株中使PHO2mRNA和Pi累積減弱，這顯示IPS1與miR399具有拮抗作用［76］。進(jìn)一步研究表明，IPS1通過靶標(biāo)模仿（Target mimicry）機(jī)制而和miR399直接結(jié)合，并使miR399與PHO2mRNA隔絕。

水稻中PHOSPHATE1；2（PHO1；2）編碼負(fù)責(zé)將磷酸裝載到木質(zhì)部的蛋白。PHO1；2互補(bǔ)鏈編碼一個相關(guān)cis-lncNAT。兩者都受維管組織中有活性的啟動子控制，但磷饑餓只有cis-lncNAT啟動子得到誘導(dǎo)。磷脅迫條件下，PHO1；2蛋白和cislncNAT累積增加，但PHO1；2mRNA水平保持穩(wěn)定。通過RNA干涉下調(diào)cis-lncNAT表達(dá)會導(dǎo)致PHO1；2蛋白水平降低，破壞磷由根向莖中運(yùn)輸，并使種子減產(chǎn)，而cis-lncNAT組成型過表達(dá)則會使PHO1；2強(qiáng)勁增加，即便在磷缺乏的條件下也如此。cislncNAT表達(dá)會與正義-反義對向多核糖體運(yùn)輸有關(guān)，這表明cis-lncNAT對PHO1；2的翻譯具有促進(jìn)作用并影響磷的動態(tài)平衡［77］。

4.6 參與側(cè)根發(fā)育調(diào)控

兩個擬南芥核斑RNA結(jié)合蛋白（Arabidopsisnuclear speckle RNA-binding proteins，AtNSRs）NSRa和NSRb為選擇性和/或組成性剪接所必需［78］。一個稱為選擇性剪接競爭者長鏈非編碼RNA（Alternative Splicing Competitor long noncoding RNA，ASCO-lncRNA，原稱為Npc351）的lncRNA可與AtNSRs的前體mRNAs競爭性地與AtNSR相結(jié)合，而在ASCO-lncRNA過量表達(dá)系中特定選擇性剪接的亞型累積。生長素處理可誘導(dǎo)NSRb并使野生型實(shí)生苗側(cè)根形成增加，但NSRa和NSRb的雙突變體產(chǎn)生很少的側(cè)根，而且即使生長素處理后也不能誘導(dǎo)側(cè)根形成。因此，ASCO-lncRNA在接收生長素信號后通過與AtNSRs結(jié)合調(diào)控發(fā)育過程中的選擇性剪接［79］。

4.7 參與生長素運(yùn)輸和發(fā)育信號輸出調(diào)控

此外，在生長素運(yùn)輸和發(fā)育信號輸出方面，lncRNA也發(fā)揮調(diào)控作用。生長素極性運(yùn)輸關(guān)鍵調(diào)控基因PID的上游可由RNA Pols II和V轉(zhuǎn)錄產(chǎn)生一個5 kb的稱為生長素調(diào)控的啟動子環(huán)（Auxin-regulated promoter loop，APOLO）的lncRNA。APOLO雙重轉(zhuǎn)錄能調(diào)控染色質(zhì)環(huán)的形成，將鄰近基因PID啟動子包圍起來。外源生長素處理后，會在APOLO位點(diǎn)產(chǎn)生活躍的DNA去甲基化作用，并迅速打開染色質(zhì)環(huán)，露出基因間隔區(qū)，便于轉(zhuǎn)錄因子與之結(jié)合。改變APOLO表達(dá)會影響染色質(zhì)環(huán)的形成，而RNA依賴的DNA甲基化、活性DNA去甲基化和Polycomb復(fù)合體控制染色質(zhì)環(huán)的動態(tài)變化。這種動態(tài)染色質(zhì)拓?fù)浣Y(jié)構(gòu)決定了PID表達(dá)模式［80］。

4.8 參與作物抗病性

對兩個不同的棉花品種分析表明，lncRNAs在對大麗輪枝菌（Verticillium dahliae）引起的棉花黃萎病防御反應(yīng)中發(fā)揮作用。其中兩個核心lncRNAs，GhlncNAT-ANX2和GhlncNAT-RLP7沉默的棉花實(shí)生苗對大麗輪枝菌和灰葡萄孢菌或貴腐霉菌（Botrytis cinerea）的抗性增加，這可能是通過提高Lipoxygenase 1（LOX1）和lipoxygenase 2（LOX2）的表達(dá)實(shí)現(xiàn)的［81］。

Cui等［82］對晚疫病菌或致病疫霉（Phytophthora infestans）抗性和敏感的番茄之間進(jìn)行比較轉(zhuǎn)錄學(xué)分析，鑒定出1 037個差異表達(dá)基因（Differentially expressed genes，DEGs）和688個差異表達(dá)lncRNAs（Differentially expressed lncRNAs，DELs）， 并 進(jìn) 行了包括128個DEGs和127個DELs共定位網(wǎng)絡(luò)（colocalization networks）分析，其中l(wèi)ncRNA16397能作為基因SlGRX22反義轉(zhuǎn)錄本并調(diào)控slgrx22表達(dá)。過表達(dá)分析表明，番茄lncRNA16397誘導(dǎo)SlGRX22表達(dá)，減少活性氧累積，減輕細(xì)胞膜損傷，從而增強(qiáng)對晚疫病菌的抗病性。

Zhu等［83］鑒定出20個擬南芥對尖孢鐮刀菌（Fusarium oxysporum）侵染響應(yīng)的轉(zhuǎn)錄活躍區(qū)（Transcriptionally active regions，TARs），其中 10個長鏈非編碼 TARs（long noncoding TARs，lncTARs）經(jīng)T-DNA插入或RNA干擾敲低被證明與尖孢鐮刀菌病抗性有關(guān)。啟動子分析表明一些尖孢鐮刀菌響應(yīng)的lncTARs是轉(zhuǎn)錄因子響應(yīng)于病原體的攻擊的直接靶標(biāo)。

4.9 參與植物對非生物脅迫反應(yīng)的調(diào)控

Qin等［84］鑒定到一個擬南芥干旱和鹽脅迫響應(yīng)的正向調(diào)節(jié)lncRNA，稱為干旱誘導(dǎo)的長鏈非編碼 RNA（Drought induced lncRNA，DRIR）。DRIR在無脅迫條件下低水平表達(dá)，但干旱和鹽脅迫以及脫落酸（ABA）處理后表達(dá)水平顯著上升。在擬南芥中過量表達(dá)DRIR也可增加轉(zhuǎn)基因植株對干旱和鹽脅迫的耐性。過量表達(dá)DRIR植株轉(zhuǎn)錄組分析表明，包括ABA信號傳導(dǎo)、水分運(yùn)輸和其他緩解脅迫過程的大量基因表達(dá)得到改變。DRIR可能通過調(diào)節(jié)一系列參與應(yīng)激反應(yīng)的基因表達(dá)來調(diào)控植物對非生物脅迫的反應(yīng)。

4.10 其他功能

一些lncRNAs或mRNAs可以與天然反義轉(zhuǎn)錄本形成雙鏈RNA，并產(chǎn)生siRNAs執(zhí)行其非編碼的功能。天然反義轉(zhuǎn)錄本（Natural antisense transcripts，NATs）為其他轉(zhuǎn)錄本（正義轉(zhuǎn)錄本）序列互補(bǔ)的編碼或非編碼RNA。這些RNA可能在轉(zhuǎn)錄或轉(zhuǎn)錄后水平上調(diào)節(jié)與它們互補(bǔ)的正義轉(zhuǎn)錄本的表達(dá)［85］。NAT產(chǎn)生的siRNAs稱為NAT-siRNA［86］。在擬南芥中，一個熱激轉(zhuǎn)錄因子HSFB2a的表達(dá)可由一個稱為asHSFB2a的lncNAT的作用所抵消，這會影響到植物的營養(yǎng)體和配子體發(fā)育［87］。矮牽牛SHO基因編碼一種細(xì)胞分裂素合成相關(guān)的酶，而一個SHOcis-lncNAT轉(zhuǎn)錄可以組織特異性的方式降解SHOdsRNA，從而控制局部細(xì)胞分裂素的合成［88］。此外，NAT 產(chǎn)生的 siRNA 在鹽脅迫［86］、雙受精［89］、細(xì)胞壁合成［90］和小種特異性抗病性［91］調(diào)控方面發(fā)揮作用。

5 結(jié)語

隨著對植物lncRNAs研究的進(jìn)一步深入，會揭示出更多的功能。如最近的一項(xiàng)研究表明，在不同發(fā)育階段的不同水稻和玉米器官轉(zhuǎn)錄組中鑒定出22 334個lincRNAs和6 673對正義和自然反義轉(zhuǎn)錄本（NAT），整合全基因組關(guān)聯(lián)研究（Genome-wide association studies，GWAS），發(fā)現(xiàn)數(shù)百個 lincRNAs包含性狀相關(guān)的單核苷酸多態(tài)性（Single nucleotide polymorphisms，SNPs），顯示它們與這些作物的發(fā)育性狀和農(nóng)業(yè)性狀有關(guān)［92］。因此，有人提出包括lncRNAs在內(nèi)的ncRNAs可作為作物品種改良的潛在工具［93］。