譚新偉 靳雨婷 劉美彤 王群青，2

（1. 山東農(nóng)業(yè)大學(xué)植物保護(hù)學(xué)院 山東省農(nóng)業(yè)微生物重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室，泰安 271018；2. 教育部農(nóng)作物生物災(zāi)害綜合治理重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室 農(nóng)業(yè)部華東作物有害生物綜合治理重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室，南京 210095）

大豆（Glycine max L.）是重要的油料和糧食作物，市場(chǎng)需求巨大。目前大豆產(chǎn)量的制約因素主要是氣候變化和病害［1］。大豆疫霉（Phytophthora sojae）引發(fā)的大豆疫病，又稱(chēng)大豆疫霉根莖腐病，是大豆生產(chǎn)中的一種毀滅性病害，每年在全球范圍內(nèi)造成10-20億美元的經(jīng)濟(jì)損失［2］。生產(chǎn)中控制大豆疫病的主要方法是利用植物抗性進(jìn)行抗病品種選育。為實(shí)現(xiàn)這一目標(biāo)，在分子層面對(duì)大豆疫霉與大豆的相互作用進(jìn)行深入的研究具有重要的理論價(jià)值和實(shí)踐意義［3］。目前對(duì)于大豆疫霉與大豆互作的研究主要集中在病原菌效應(yīng)分子毒性作用、寄主抗性及兩者之間的分子互作機(jī)制方面［4］，本文重點(diǎn)剖析目前大豆抗性產(chǎn)生和喪失的原因，探討了效應(yīng)分子的反識(shí)別分子策略，以及利用疫霉菌保守分子靶標(biāo)設(shè)計(jì)開(kāi)發(fā)新型抗病資源的可能性。

1 大豆疫霉與大豆疫病

由疫霉菌引起的大豆疫病于20世紀(jì)50年代在北美被發(fā)現(xiàn)，并因此確立了一個(gè)病原菌新種即大豆疫霉［5］。大豆疫霉是一類(lèi)卵菌病原微生物，自然條件下僅能侵染大豆和羽扇豆［2，6］。大豆疫霉可為害大豆的整個(gè)生長(zhǎng)期，包括出土前的爛種、幼苗爛苗及猝死、成株期根莖腐以及侵染葉片造成的黃化枯萎等［3］。大豆疫霉是一種兼性病原菌，在親和互作條件下侵染4 h后，侵入的菌絲不斷在寄主細(xì)胞間擴(kuò)展，并形成多個(gè)吸器，獲取寄主的營(yíng)養(yǎng)和水分［2］。侵染15 h后，感病寄主開(kāi)始出現(xiàn)壞疽癥狀，說(shuō)明大豆疫霉已經(jīng)由寄生階段向死體營(yíng)養(yǎng)階段轉(zhuǎn)變［2］。

由于大豆疫霉侵染速度快，病程發(fā)展迅速，往往來(lái)不及施藥進(jìn)行化學(xué)防治，因此大豆疫病是大豆生產(chǎn)上造成損失最嚴(yán)重，也是最難防治的病害之一［7］。大豆疫霉屬于卵菌而不是真菌，對(duì)很多殺菌劑不敏感，極難通過(guò)化學(xué)農(nóng)藥對(duì)其進(jìn)行有效防治［2］。而且大豆疫霉及其代表的卵菌病原菌具有非常豐富的遺傳多樣性，在田間變異極其迅速，往往在很短的時(shí)間內(nèi)即可使化學(xué)農(nóng)藥喪失效果［8-9］。目前生產(chǎn)上防治大豆疫病主要依賴(lài)抗病育種［4］。大豆與大豆疫霉的互作符合基因?qū)蚣僬f(shuō)，因此培育和種植抗病品種是最經(jīng)濟(jì)、安全、有效的防控策略。

大豆對(duì)大豆疫霉的小種專(zhuān)化性抗性是由抗?。≧esistance to P.sojae，Rps）基因介導(dǎo)的免疫反應(yīng)限制大豆疫霉的侵染來(lái)實(shí)現(xiàn)的，迄今已鑒定并定名了13個(gè)Rps基因［2］。然而，田間大豆疫霉變異迅速，加之大多數(shù)品種抗源單一，在推廣8-15年后就會(huì)喪失原有的抗性［2］。以美國(guó)俄亥俄州為例，在1972年推廣抗病品種之前田間只發(fā)現(xiàn)1號(hào)生理小種，而隨后7年內(nèi)就鑒定出7個(gè)新生理小種，到1998年則增加至55個(gè)，同時(shí)有78.9%的田塊鑒定出有克服抗病基因的疫霉菌株［10］。目前所有已知抗病基因均被大豆疫霉菌“擊敗”，因此迫切需要拓寬新的抗病資源。

同時(shí)在田間還存在耐病性的品種，即大豆品種可以忍受一定程度的發(fā)病而造成有限的產(chǎn)量損失。耐病性由多基因控制，也稱(chēng)部分抗性或數(shù)量抗性，對(duì)所有大豆疫霉的致病型均能夠產(chǎn)生作用，抑制病斑的擴(kuò)展，在田間一般產(chǎn)量損失較少［10］。隨著田間抗病品種的推廣，病原菌的毒力型在選擇壓力下快速變異，造成質(zhì)量抗性的使用壽命縮短，因此具有廣譜抗性的耐病品種選育也越來(lái)越受到關(guān)注。

2 大豆與大豆疫霉相互識(shí)別的分子基礎(chǔ)

識(shí)別（Recognition）是植物-病原菌直接互作的最初階段［11］。大豆與大豆疫霉的相互識(shí)別，一方面是病原菌通過(guò)識(shí)別寄主的化學(xué)、電位及物理特征，開(kāi)啟并控制侵染的過(guò)程；另一方面則是寄主通過(guò)識(shí)別病原菌相關(guān)分子模式（Pathogen-associated molecular patterns，PAMPs）和效應(yīng)分子（Effectors），觸發(fā)一系列的免疫防衛(wèi)反應(yīng)［11-14］。

2.1 大豆疫霉特異性識(shí)別大豆

研究顯示，大豆疫霉游動(dòng)孢子能被大豆或鷹嘴豆的根部分泌物如大豆異黃酮所吸引，這些分泌物即使被稀釋到500倍，仍然對(duì)游動(dòng)孢子具有極強(qiáng)的吸引力［15-16］。Zhang等［17-18］的研究表明，大豆疫霉G蛋白α亞基PsGPA1及下游的互作蛋白PsHint1共同參與調(diào)控游動(dòng)孢子對(duì)異黃酮物質(zhì)的趨化性，并且還控制附著胞形成、活性氧清除、效應(yīng)分子的轉(zhuǎn)錄及激發(fā)子類(lèi)似基因的表達(dá)等一系列侵染過(guò)程。對(duì)大豆疫霉的一個(gè)G蛋白偶聯(lián)受體（G protein-coupled receptor，GPCR）蛋白PsGPR11的研究發(fā)現(xiàn)，其對(duì)游動(dòng)孢子的游動(dòng)時(shí)間、休止孢萌發(fā)及游動(dòng)孢子致病性等都有顯著影響［19］。而對(duì)另外一個(gè)偶聯(lián)磷脂酰肌醇磷酸激酶PIPK的大豆疫霉GPCR蛋白PsGK4的研究也發(fā)現(xiàn)，其控制著游動(dòng)孢子的休止及休止孢萌發(fā)［20］。這說(shuō)明大豆疫霉的游動(dòng)孢子在不斷的通過(guò)感知外界特別是寄主化學(xué)物質(zhì)的變化而調(diào)控自身的發(fā)育過(guò)程，包括休止和萌發(fā)。

游動(dòng)孢子形成休止孢和隨后休止孢的萌發(fā)受到一系列環(huán)境因素的影響，如水流的擾動(dòng)、大豆異黃酮刺激、根部物理表面以及鈣離子的或其它營(yíng)養(yǎng)元素的接觸［21］。休止孢萌發(fā)后產(chǎn)生伸長(zhǎng)的芽管，尋找到表皮細(xì)胞垂周壁之間的縫隙后開(kāi)始侵入［22］。至于芽管是如何精確地找到侵入位點(diǎn)還沒(méi)有明確的研究結(jié)果，有一種可能性就是在垂周壁之間的結(jié)合處存在相對(duì)高濃度的某種化學(xué)物質(zhì)而使芽管具有向觸性［23］。一旦尋找到這樣一個(gè)侵入點(diǎn)，芽管就開(kāi)始穿透寄主細(xì)胞壁，并在寄主細(xì)胞間形成侵染菌絲，通過(guò)菌絲的變態(tài)結(jié)構(gòu)吸器獲取水分和營(yíng)養(yǎng)，進(jìn)入病程快速發(fā)展的階段［2，23］。至此，大豆疫霉將按照固定的程序轉(zhuǎn)錄調(diào)控各種效應(yīng)分子，協(xié)同控制對(duì)寄主的侵染過(guò)程［13］。

2.2 大豆特異性識(shí)別大豆疫霉

大豆與大豆疫霉的互作符合基因?qū)蚣僬f(shuō)，因此在育種上經(jīng)常利用這種小種水平的專(zhuān)化抗性來(lái)培育抗病品種。無(wú)論在親和互作還是在非親和互作條件下，大豆疫霉均可完成從游動(dòng)孢子到形成吸器的侵入過(guò)程，但在抗病品種上不能進(jìn)一步擴(kuò)展［24］。植物防衛(wèi)反應(yīng)開(kāi)啟的前提條件就是在侵染過(guò)程中識(shí)別到入侵的病原微生物，識(shí)別病原微生物也是植物先天免疫反應(yīng)中最基本和最重要的組成部分［11］。現(xiàn)代分子植物病理學(xué)家提出了植物免疫系統(tǒng)理論，認(rèn)為抗病植株通過(guò)識(shí)別PAMP或者效應(yīng)分子，開(kāi)啟兩種不同層面的抗病反應(yīng)，即病原相關(guān)分子模式PAMP觸發(fā)的免疫反應(yīng)（PAMP-triggered immunity，PTI）和效應(yīng)子effector觸發(fā)的免疫反應(yīng)（Effectortriggered immunity，ETI）［12］。

2.2.1 大豆識(shí)別大豆疫霉的PAMP觸發(fā)PTI 病原相關(guān)分子模式PAMP是一類(lèi)保守的病原分子，通常不能夠通過(guò)進(jìn)化而退化或去除［12］。PAMP觸發(fā)的免疫反應(yīng)主要體現(xiàn)在植物的基礎(chǔ)抗性和非寄主抗性上。植物利用類(lèi)似受體的蛋白激酶（Receptorlike proteins or -kinases，RLP/Ks）來(lái)感知病原微生物保守的PAMP分子［12］。疫霉菌的PAMP包括了很多蛋白、多糖及小分子物質(zhì)，往往可以激發(fā)寄主和非寄主植物的防衛(wèi)反應(yīng)，因此也被稱(chēng)作激發(fā)子（Elicitor）［25］。例如，在疫霉菌中存在著一類(lèi)保守的小分子甾醇結(jié)合蛋白，這些蛋白只有98個(gè)氨基酸大小，但卻是疫霉菌從植物中獲取甾醇所必須的。這些疫霉菌特有的小蛋白能夠激發(fā)模式植物煙草的防衛(wèi)反應(yīng)，并誘導(dǎo)產(chǎn)生對(duì)細(xì)菌、真菌和病毒的抗性，因此被稱(chēng)作 Elicitins［26］。

另外，大豆疫霉的細(xì)胞壁成分β-1，3-葡聚糖也可以成功觸發(fā)大豆的防衛(wèi)反應(yīng)［25，27］。當(dāng)休止孢萌發(fā)或遭遇到大豆外泌葡聚糖酶的時(shí)候，大豆疫霉細(xì)胞壁降解產(chǎn)生的碎片也會(huì)激發(fā)植物PTI［28］。研究發(fā)現(xiàn)大豆疫霉細(xì)胞壁上的一個(gè)糖蛋白C端13個(gè)氨基酸（VWNQPVRGFKVYE，PEP-13）的短肽段即可成功觸發(fā)植物PTI［29］。疫霉菌細(xì)胞壁上的另一個(gè)糖蛋白（Cellulose-binding elicitor lectin，CBEL）也可以觸發(fā)煙草的PTI，并誘導(dǎo)植物產(chǎn)生系統(tǒng)獲得抗性［30］。

除了這些來(lái)源于病原微生物本身的PAMPs，當(dāng)病原微生物侵染植物時(shí)，破壞或降解植物組織而產(chǎn)生的一些代謝成分也能夠被植物識(shí)別，觸發(fā)植物的免疫反應(yīng)［31］。對(duì)于可以主動(dòng)侵入寄主的真菌及卵菌來(lái)說(shuō)，在侵染過(guò)程中會(huì)釋放大量的細(xì)胞壁降解酶，來(lái)破壞寄主的細(xì)胞壁。一方面，這些酶類(lèi)降解植物細(xì)胞壁產(chǎn)生的碎片或產(chǎn)物能觸發(fā)寄主免疫反應(yīng)；另一方面，這些酶蛋白本身也可作為病原相關(guān)的分子模式直接被植物識(shí)別［31-33］。例如，大豆疫霉的外泌木葡聚糖酶PsXEG1，可以強(qiáng)烈的觸發(fā)植物細(xì)胞死亡［34］。研究表明，大豆對(duì)PsXEG1毒性的抑制依賴(lài)于GmGIP1（Glucanase inhibitor protein 1）蛋白與其直接互作［14］。有趣的是，大豆疫霉為了逃避寄主對(duì)PsXEG1的識(shí)別，還分泌出一個(gè)與GmGIP1結(jié)合能力更強(qiáng)的蛋白PsXLP1（XEG1-like protein 1）來(lái)作為誘餌（Decoy），保護(hù) PsXEG1 的毒性作用［14，35］。雖然PsXLP1與PsXEG1在序列上高度同源，但從植物免疫系統(tǒng)的角度出發(fā)，可以將PsXEG1定義為大豆疫霉的PAMP，而將PsXLP1劃分到胞外效應(yīng)分子范疇。2.2.2 大豆識(shí)別大豆疫霉的效應(yīng)分子觸發(fā)ETI 大豆疫霉基因組中有大量具有豐富多樣性的毒性相關(guān)基因家族［6，36］。這些基因家族編碼了蛋白水解酶、水解酶抑制蛋白、毒素蛋白等胞外效應(yīng)分子以及兩類(lèi)龐大的胞內(nèi)RXLR和Crinklers（CRN）效應(yīng)分子家族［6，36-37］。

無(wú)論是在植物胞內(nèi)還是胞外起作用的效應(yīng)分子，都是具有功能模塊的分泌蛋白，蛋白N端具有信號(hào)肽，而C端則是毒性功能域［37］。而胞內(nèi)效應(yīng)分子一般還具有一個(gè)寄主錨定序列，負(fù)責(zé)將效應(yīng)分子轉(zhuǎn)運(yùn)到植物細(xì)胞內(nèi)。例如，RXLR效應(yīng)分子家族就是以其寄主錨定序列精氨酸R-X-亮氨酸L-精氨酸R（X代表任意氨基酸）來(lái)命名的，這類(lèi)效應(yīng)分子家族的成員則多達(dá) 350 個(gè)［2，37］。

目前克隆的大豆疫霉無(wú)毒基因均屬于RXLR效應(yīng)分子家族［36，38-47］，說(shuō)明大豆抗病蛋白是在胞內(nèi)對(duì)這些無(wú)毒蛋白產(chǎn)生識(shí)別的。然而有趣的是，盡管研究者通過(guò)酵母雙雜交、Co-IP等技術(shù)在持續(xù)尋找這些無(wú)毒蛋白的互作蛋白，卻沒(méi)能篩選到與之直接互作的抗病R蛋白。甚至已經(jīng)被克隆的抗病蛋白R(shí)ps1k也已經(jīng)驗(yàn)證不能直接和無(wú)毒蛋白Avr1k互作［39］。這說(shuō)明大豆對(duì)大豆疫霉RXLR效應(yīng)分子的識(shí)別機(jī)制非常復(fù)雜，并非簡(jiǎn)單的通過(guò)直接互作來(lái)實(shí)現(xiàn)。

研究還發(fā)現(xiàn)，一些RXLR效應(yīng)分子如Avh18、Avh25、Avh105、Avh147、Avh238和 Avh241等 都能被植物識(shí)別并引起大豆細(xì)胞的過(guò)敏性死亡［13］。

Crinklers因其能引起煙草細(xì)胞皺縮壞死（Crinkle）而被命名，其蛋白也具有保守的寄主錨定序列LXLFLAK，預(yù)測(cè)其具有將CRN效應(yīng)分子轉(zhuǎn)運(yùn)至植物細(xì)胞的功能。大豆疫霉中有200多個(gè)CRN效應(yīng)分子，一些Crinkler能夠被植物識(shí)別導(dǎo)致細(xì)胞死亡，如 PsCRN63［48］。

3 大豆疫霉逃避寄主識(shí)別的分子策略

3.1 大豆疫霉抑制寄主的PTI反應(yīng)

由于PAMP分子的保守特性，疫霉菌和其它病原菌都采用泌出效應(yīng)分子來(lái)干擾或者破壞植物的PTI反應(yīng)，達(dá)到成功侵染的目的［12］。研究表明，在大豆疫霉侵染前期上調(diào)表達(dá)的一系列效應(yīng)分子具有抑制寄主PTI的功能［13，34］。例如，大豆疫霉RXLR效應(yīng)分子Avh238，在侵染前12 h內(nèi)上調(diào)了約120倍。研究發(fā)現(xiàn)Avh238能夠抑制疫霉菌Elicitin（INF1）在煙草細(xì)胞中觸發(fā)的超敏反應(yīng)（Hypersensitive response，HR），同時(shí)對(duì)PTI信號(hào)通路上的關(guān)鍵激酶NPK1和MKK1觸發(fā)的HR反應(yīng)具有抑制作用［13］。而大豆疫霉PsXEG1作為一類(lèi)保守的PAMP分子，其引發(fā)的植物免疫反應(yīng)也能夠被多個(gè)RXLR效應(yīng)分子所抑制，如Avh52、Avh62、Avh94和Avh109等都能夠抑制PsXEG1觸發(fā)的活性氧迸發(fā)、HR反應(yīng)以及PTI相關(guān)基因的表達(dá)［34］。

3.2 大豆疫霉無(wú)毒基因的反識(shí)別機(jī)制

目前克隆的大豆疫霉無(wú)毒基因都屬于RXLR效應(yīng)分子家族，包括Avr1a、Avr1b、Avr1c、Avr1d、Avr1k、Avr3a/5、Avr3b、Avr3c 和 Avr4/6［36，38-47］。 目前識(shí)別這些無(wú)毒基因并觸發(fā)免疫反應(yīng)的抗病基因在田間已經(jīng)陸續(xù)被“攻克”。因此，了解無(wú)毒基因逃避寄主識(shí)別的分子機(jī)制，是了解品種抗性喪失、針對(duì)性開(kāi)發(fā)新抗病資源的急切需求。

Avr1b是第一個(gè)被克隆的疫霉菌無(wú)毒基因，在無(wú)毒菌株P(guān)7064中有著高量的mRNA積累，而在毒性菌株P(guān)7373和P7074中則因?yàn)閱?dòng)子區(qū)插入了一個(gè)3 kb的片段而喪失了mRNA的積累，在毒性菌株P(guān)6497中則完全沉默［49］。類(lèi)似基因沉默的策略在無(wú)毒基因Avr1a、Avr1c、Avr3a/5和Avr4/6中也存在［40，46-47，50］。Avr1b 在毒性菌株中還存在著多種序列多態(tài)性，如毒性菌株P(guān)7076的C末端存在著21個(gè)氨基酸的變異，如此劇烈的序列突變也使Avr1bP7076成功逃避了抗病蛋白的識(shí)別［51］。類(lèi)似采用序列變異來(lái)逃避識(shí)別的還有無(wú)毒基因Avr3a/5、Avr3b和Avr3c［42-43，45］。對(duì)于無(wú)毒基因 Avr1d 來(lái)說(shuō)，盡管其蛋白C末端也存在著劇烈的變異，但是沒(méi)有對(duì)抗病蛋白R(shí)ps1d的識(shí)別造成影響［41］。通過(guò)對(duì)無(wú)毒菌株和有毒菌株的基因組進(jìn)行比較發(fā)現(xiàn)，在毒性菌株中缺失了Avr1d的序列，而采取類(lèi)似的基因剔除策略的無(wú)毒基因還有 Avr1a 和 Avr1c［40-41，47］。有的無(wú)毒基因如Avr3b和Avr1k則因?yàn)樾蛄械牟迦牒妥儺愒斐梢拼a突變而使蛋白的翻譯提前終止，卻恰好逃避了無(wú)毒蛋白對(duì)其的識(shí)別［39，43-44］。

大豆疫霉無(wú)毒基因的這種遺傳多樣性，也反映出大豆抗病品種對(duì)其施加的選擇壓力。由于大豆疫霉進(jìn)化速度快，某些突變?cè)斐傻臒o(wú)毒性喪失會(huì)迅速形成新的優(yōu)勢(shì)小種，使得品種中由Rps基因控制的質(zhì)量抗性失效變得感病，造成嚴(yán)重的損失。

3.3 大豆疫霉效應(yīng)分子協(xié)同互作抑制ETI

對(duì)大豆疫霉4個(gè)菌株的基因組及轉(zhuǎn)錄組研究發(fā)現(xiàn)，RXLR效應(yīng)分子的轉(zhuǎn)錄模式可以分為誘導(dǎo)表達(dá)和持續(xù)轉(zhuǎn)錄兩種模型，并面臨著不同的進(jìn)化選擇壓力［13］。對(duì)于誘導(dǎo)表達(dá)的效應(yīng)分子來(lái)說(shuō)，因?yàn)楸磉_(dá)量較高通常會(huì)面臨巨大的選擇壓力。如大豆疫霉的RXLR效應(yīng)分子Avh238，在侵染前期劇烈上調(diào)表達(dá)，大豆、煙草和一些茄科作物都能夠識(shí)別Avh238并產(chǎn)生ETI［52］。然而在大豆疫霉中還存在多個(gè)效應(yīng)分子能夠抑制Avh238被植物識(shí)別所產(chǎn)生的ETI反應(yīng)［13］。這些抑制ETI的效應(yīng)分子不僅包括了一些低表達(dá)量的RXLR效應(yīng)分子，還包括了一些CRN效應(yīng)分子［48］。

對(duì)于無(wú)毒基因和抗病基因互作所觸發(fā)的過(guò)敏性壞死反應(yīng)，也能夠被一些效應(yīng)分子所抑制，如Avh172、Avh6都能夠抑制致病疫霉無(wú)毒蛋白Avr3a和馬鈴薯抗病蛋白R(shí)3a之間的互作［13］。而Avr1d也能夠抑制Avr1b和Rps1b之間的互作［41］。說(shuō)明在大豆疫霉和大豆的協(xié)同進(jìn)化過(guò)程中，大豆疫霉不斷產(chǎn)生新的效應(yīng)分子來(lái)抑制寄主的防衛(wèi)反應(yīng)，而對(duì)于大豆來(lái)說(shuō)，由于自身進(jìn)化和育種周期的限制，往往無(wú)法及時(shí)應(yīng)對(duì)大豆疫霉進(jìn)化產(chǎn)生的優(yōu)勢(shì)生理小種。

4 總結(jié)與展望

大豆疫霉造成的大豆疫病已經(jīng)嚴(yán)重威脅到大豆產(chǎn)業(yè)的發(fā)展。在我國(guó)主要大豆產(chǎn)區(qū)，大豆疫病也呈現(xiàn)逐漸加重的趨勢(shì)。在農(nóng)業(yè)面源污染嚴(yán)重、倡導(dǎo)綠色農(nóng)業(yè)的大環(huán)境下，推廣使用抗病品種控制大豆疫病是減施農(nóng)藥、實(shí)現(xiàn)農(nóng)藥零增長(zhǎng)的迫切要求。然而大豆疫霉在田間變異迅速，已經(jīng)陸續(xù)攻克了所有目前已知的抗病基因。因此針對(duì)性的挖掘新型的抗病基因，拓寬抗病育種資源，通過(guò)傳統(tǒng)育種技術(shù)與分子育種技術(shù)結(jié)合實(shí)現(xiàn)精準(zhǔn)育種將是未來(lái)大豆抗病育種的發(fā)展方向。

從目前大豆疫霉和大豆的互作研究發(fā)現(xiàn)，寄主主要是通過(guò)識(shí)別保守的PAMP或者RXLR效應(yīng)分子開(kāi)啟免疫防衛(wèi)反應(yīng)。因此，這兩類(lèi)大豆疫霉特有的病原分子是開(kāi)發(fā)大豆新型抗病育種靶標(biāo)的主要研究對(duì)象。

PAMP是非常保守、不易通過(guò)進(jìn)化而除去的一類(lèi)病原分子。目前研究者也在著力挖掘新的大豆疫霉PAMP，針對(duì)性地設(shè)計(jì)病害防控策略［11，34］。如大豆疫霉的木葡聚糖酶PsXEG1就是一類(lèi)新發(fā)現(xiàn)的PAMP［34］。研究發(fā)現(xiàn)這一類(lèi)木葡聚糖酶家族蛋白在多種大豆根部病原菌如鐮刀菌中都有保守序列存在，如果能找到植物中識(shí)別XEG1并誘導(dǎo)植物抗病性的免疫組件，并通過(guò)基因編輯使之更加特異地與大豆疫霉和鐮刀菌的XEG1蛋白結(jié)合，則會(huì)極大地增強(qiáng)大豆抗根部病害能力，有助于構(gòu)建持久抗病性作物。

而對(duì)于進(jìn)化較快的胞內(nèi)效應(yīng)分子，研究者也在基于其進(jìn)化和毒性的機(jī)制而開(kāi)發(fā)新的抗病靶標(biāo)［53］。對(duì)于數(shù)量眾多的RXLR效應(yīng)分子來(lái)說(shuō)，既然能夠主動(dòng)通過(guò)基因沉默或刪除突變來(lái)逃避寄主的識(shí)別，說(shuō)明其功能在一定程度上是冗余的［54］。而對(duì)于一些具有時(shí)空表達(dá)特性和重要功能的效應(yīng)分子如Avh238、Avh172來(lái)說(shuō)，又是病原菌在侵染過(guò)程中不可或缺的一部分［13］。因此，為了避免效應(yīng)分子的快速進(jìn)化而造成的抗性丟失，在選擇RXLR效應(yīng)分子作為靶標(biāo)篩選抗源的時(shí)候要遵循3個(gè)基本原則：病原菌毒力所必需、在不同菌株中保守存在以及面臨較低的選擇壓力。結(jié)合目前的基因組和轉(zhuǎn)錄組數(shù)據(jù)，可以將篩選的范圍縮小至幾十個(gè)甚至十幾個(gè)RXLR效應(yīng)分子的規(guī)模。然后再對(duì)這些效應(yīng)分子進(jìn)行基因沉默或者敲除等遺傳操作，對(duì)轉(zhuǎn)化子的毒力進(jìn)行評(píng)估，即可篩選到合適的抗源靶標(biāo)。根據(jù)俄勒岡州立大學(xué)基因組研究及生物計(jì)算中心的報(bào)道，有3個(gè)效應(yīng)分子Avh16、Avh180和Avh240基本符合這個(gè)篩選規(guī)則。而在栽培大豆和野生大豆的多個(gè)株系中也獲得了相應(yīng)的抗源（未發(fā)表數(shù)據(jù)）。這些新穎的抗源材料，將有助于新一代抗病品種的育種開(kāi)發(fā)和推廣。

隨著分子生物學(xué)技術(shù)的發(fā)展，農(nóng)作物育種也正在從傳統(tǒng)育種走向精確育種。針對(duì)病原菌的侵染特點(diǎn)，精準(zhǔn)設(shè)計(jì)抗病策略，精確設(shè)計(jì)育種靶標(biāo)，通過(guò)分子育種實(shí)現(xiàn)各類(lèi)優(yōu)良基因的聚合，培育“理想品種”，將是未來(lái)農(nóng)作物育種的發(fā)展方向。

長(zhǎng)期以來(lái)對(duì)大豆抗性的研究一直集中在抗病基因的鑒定上，育種和生產(chǎn)上也一直通過(guò)Rps基因介導(dǎo)的質(zhì)量抗性對(duì)大豆疫病進(jìn)行防治［55］。然而大豆疫霉種群在抗性品種的選擇壓力下會(huì)迅速變異，毒力結(jié)構(gòu)呈現(xiàn)越來(lái)越復(fù)雜的趨勢(shì)，導(dǎo)致單基因控制的質(zhì)量抗性喪失效果。為構(gòu)筑大豆對(duì)疫霉菌的持久抗病性，在深入了解大豆疫霉逃避寄主免疫機(jī)制的前提下，統(tǒng)籌聚合新挖掘的單基因抗性和優(yōu)質(zhì)數(shù)量抗性資源，最終通過(guò)精準(zhǔn)育種才能獲得廣譜抗病的理想大豆品種。

［1］ Specht JE. Soybean［M］// Smith S, Diers B, Specht J, et al. Yield Gains in Major US Field Crops, Madison Amerioan Society of Agrouomy, 2014：311-356,

［2］ Tyler BM. Phytophthora sojae：root rot pathogen of soybean and model oomycete［J］. Mol Plant Pathol, 2007, 8（1）：1-8.

［3］ Whitham S, QI M, Innes R, et al. Molecular soybean-pathogen interactions［J］. Annu Rev Phytopathol, 2016, 54（19）：1-26.

［4］ Kamoun S, Furzer O, Jones JD, et al. The Top 10 oomycete pathogens in molecular plant pathology［J］. Mol Plant Pathol, 2015, 16（4）：413-434.

［5］ Kaufmann MJ, Gerdemann JW. Root and stem rot of soybean caused by Phytophthora sojae n. sp［J］. Phytopathology, 1957, 48（4）：201-208.

［6］ Tyler B, Tripathy S, Zhang X, et al. Phytophthora genome sequences uncover evolutionary origins and mechanisms of pathogenesis［J］.Science, 2006, 313（5791）：1261-1266.

［7］ Wrather JA, Koenning SR. Estimates of disease effects on soybean yields in the United States 2003 to 2005［J］. Journal of Nematology, 2006, 38（38）：173-180.

［8］ Chamnanpunt J, Shan WX, Tyler BM. High frequency mitotic gene conversion in genetic hybrids of the oomycete Phytophthora sojae［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 2001, 98（25）：14530-14535.

［9］ Fry WE, Goodwin SB. Re-emergence of potato and tomato late blight in the United States［J］. Plant Disease, 1997, 81（12）：1349-1357.

［10］ Dorrance AE, Mcclure SA, Desilva A. Pathogenic diversity of Phytophthora sojae in ohio soybean fields［J］. Plant Disease,2007, 87（2）：139-146.

［11］ Tyler B. Molecular basis of recognition between phytophthora pathogens and their hosts［J］. Annu Rev Phytopathol, 2002, 40 ：137-167.

［12］ Jones J, Dangl J. The plant immune system［J］. Nature, 2006,444（7117）：323-329.

［13］ Wang Q, Han C, Ferrira AO, et al. Transcriptional programming and functional interactions within the Phytophthora sojae RXLR effector repertoire［J］. Plant Cell, 2011, 23（6）：2064-2086.

［14］ Ma Z, Zhu L, Song T, et al. A paralogous decoy protects Phytophthora sojae apoplastic effector PsXEG1 from a host inhibitor［J］. Science, 2017, 355（6326）：710-714.

［15］ Morris PF, Ward EWB. Chemoattraction of zoospores of the soybean pathogen, Phytophthora sojae, by isoflavones［J］. Physiological &Mol Plant Pathol, 1992, 40（1）：17-22.

［16］ Tyler BM, Wu M, Wang J, et al. Chemotactic preferences and strain variation in the response of Phytophthora sojae zoospores to host isoflavones［J］. Applied & Environmental Microbiology, 1996,62（8）：2811.

［17］ Zhang X, Zhai C, Hua C, et al. PsHint1, associated with the G-protein α subunit PsGPA1, is required for the chemotaxis and pathogenicity of Phytophthora sojae［J］. Mol Plant Pathol, 2016,17（2）：272-285.

［18］ Hua C, Wang Y, Zheng X, et al. A Phytophthora sojae G-protein alpha subunit is involved in chemotaxis to soybean isoflavones［J］. Eukaryotic Cell, 2008, 7（12）：2133-2140.

［19］ Wang Y, Li A, Wang X, et al. GPR11, a putative seventransmembrane G protein-coupled receptor, controls zoospore development and virulence of Phytophthora sojae［J］. Eukaryotic Cell, 2010, 9（2）：242-250.

［20］ Yang X, Zhao W, Hua C, et al. Chemotaxis and oospore formation in Phytophthora sojae are controlled by G-protein-coupled receptors with a phosphatidylinositol phosphate kinase domain［J］. Mol Microbiol, 2013, 88（2）：382-394.

［21］ Deacon JW, Donaldson SP. Molecular recognition in the homing responses of zoosporic fungi, with special reference to Pythium and Phytophthora［J］. Mycological Research, 1993, 97（10）：1153-1171.

［22］ Enkerli K, Mims CW, Hahn MG. Ultrastructure of compatible and incompatible interactions of soybean roots infected with the plant pathogenic oomycete Phytophthora sojae［J］. Canadian Journal of Botany, 1997, 75（9）：1493-1508.

［23］ Morris PF, Bone E, Tyler BM. Chemotropic and contact responses of Phytophthora sojae hyphae to soybean isoflavonoids and artificial substrates［J］. Plant Physiology, 1998, 117（4）：1171.

［24］ Schmitthenner AF. Problems and progress in control of Phytophthora root rot of soybean［J］. Plant Disease, 1985, 69（4）：362-368.

［25］ Hahn MG. Microbial elicitors and their receptors in plants［J］.Annu Rev Phytopathol, 1996, 34（34）：387.

［26］ Ricci P. Induction of the hypersensitive response and systemic acquired resistance by fungal proteins：The Case of Elicitins［M］. Springer US, 1997.

［27］ Keen NT, Yoshikawa M, Wang MC. Phytoalexin elicitor activity of carbohydrates from Phytophthora megasperma f. sp. glycinea and other sources［J］. Plant Physiology, 1983, 71（3）：466-471.

［28］ Waldmüller T, Cosio EG, Grisebach H, et al. Release of highly elicitor-active glucans by germinating zoospores of Phytophthora megasperma f. sp. glycinea［J］. Planta, 1992, 188（4）：498-505.

［29］ Sacks W, Nürnberger T, Hahlbrock K, et al. Molecular characterization of nucleotide sequences encoding the extracellular glycoprotein elicitor from Phytophthora megasperma［J］.Molecular & General Genetics Mgg, 1995, 246（1）：45.

［30］ Séjalondelmas N, Mateos FV, Bottin A, et al. Purification,elicitor activity, and cell wall localization of a glycoprotein from Phytophthora parasitica var. nicotianae, a fungal pathogen of tobacco［J］. Phytopathology, 1997, 87（9）：899-909.

［31］ Henry, Thonart, Ongena. PAMPs, MAMPs, DAMPs and others：an update on the diversity of plant immunity elicitors［J］.Biotechnologie Agronomie Société Et Environnement, 2012, 16（2）：257-268.

［32］ Hématy K, Cherk C, Somerville S. Host-pathogen warfare at the Plant Cell wall［J］. Curr Opin Plant Biol, 2009, 12（4）：406-413.

［33］ Nürnberger T, Brunner F. Innate immunity in plants and animals：emerging parallels between the recognition of general elicitors and pathogen-associated molecular patterns［J］. Curr Opin Plant Biol, 2002, 5（4）：318-324.

［34］ Ma Z, Song T, Zhu L, et al. A Phytophthora sojae glycoside hydrolase 12 protein is a major virulence factor during soybean infection and is recognized as a PAMP［J］. Plant Cell, 2015, 27（7）：2057-2072.

［35］ Paulus J, Kourelis J, Van Der Hoorn R. Bodyguards：pathogenderived decoys that protect virulence factors［J］. Trends Plant Sci, 2017, 22（5）：355-357.

［36］ Jiang RHY, Tyler BM. Mechanisms and evolution of virulence in oomycetes［J］. Annu Rev Phytopathol, 2012, 50（1）：295.

［37］ Jiang RH, Tripathy S, Govers F, et al. RXLR effector reservoir in two Phytophthora species is dominated by a single rapidly evolving superfamily with more than 700 members［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 2008, 105（12）：4874-4879.

［38］ Dou D, Kale SD, Wang X, et al. RXLR-mediated entry of Phytophthora sojae effector Avr1b into soybean cells does not require pathogen-encoded machinery［J］. Plant Cell, 2008, 20（7）：1930-1947.

［39］ Song T, Kale SD, Arredondo FD, et al. Two RxLR avirulence genes in Phytophthora sojae determine soybean Rps1k-mediated disease resistance［J］. Mol Plant Microbe Interact, 2013, 26（7）：711-720.

［40］ Qutob D, Tedman-jones J, Dong S, et al. Copy number variation and transcriptional polymorphisms of Phytophthora sojae RXLR effector genes Avr1a and Avr3a［J］. PLoS One, 2009, 4（4）：e5066.

［41］ Yin W, Dong S, Zhai L, et al. The Phytophthora sojae Avr1d gene encodes an RxLR-dEER effector with presence and absence polymorphisms among pathogen strains［J］. Mol Plant Microbe Interact, 2013, 26（8）：958-968.

［42］ Dong S, Yu D, Cui L, et al. Sequence variants of the Phytophthora sojae RXLR effector Avr3a/5 are differentially recognized by Rps3a and Rps5 in soybean［J］. PLoS One, 2011, 6（7）：e20172.

［43］ Dong S, Yin W, Kong G, et al. Phytophthora sojae avirulence effector Avr3b is a secreted NADH and ADP-ribose pyrophosphorylase that modulates plant immunity［J］. PLoS Pathogens, 2011, 7（11）：e1002353.

［44］ Kong G, Zhao Y, Jing M, et al. The Activation of Phytophthora effector Avr3b by plant cyclophilin is required for the nudix hydrolase Activity of Avr3b［J］. PLoS Pathog, 2015, 11（8）：e1005139.

［45］ Dong S, Qutob D, Tedman-Jones J, et al. The Phytophthora sojae avirulence locus Avr3c encodes a multi-copy RXLR effector with sequence polymorphisms among pathogen strains［J］. PLoS One,2009, 4（5）：e5556.

［46］ Dou D, Kale SD, Liu T, et al. Different domains of Phytophthora sojae effector Avr4/6 are recognized by soybean resistance genes Rps4 and Rps6［J］. Mol Plant Microbe Interact, 2010, 23（4）：425-435.

［47］ Na R, Yu D, Chapman B, et al. Genome re-sequencing and functional analysis places the Phytophthora sojae avirulence genes Avr1c and Avr1a in a tandem repeat at a single locus［J］. PLoS One, 2014, 9（2）：e89738.

［48］ Liu T, Ye W, Ru Y, et al. Two host cytoplasmic effectors are required for pathogenesis of Phytophthora sojae by suppression of host defenses［J］. Plant Physiol, 2011, 155（1）：490-501.

［49］ Shan W, Cao M, Leung D, et al. The Avr1b locus of Phytophthora sojae encodes an elicitor and a regulator required for avirulence on soybean plants carrying resistance gene Rps1b［J］. Mol Plant Microbe Interact, 2004, 17（4）：394-403.

［50］ Macgregor T, Bhattacharyya M, Tyler B, et al. Genetic and physical mapping of Avr1a in Phytophthora sojae［J］. Genetics, 2002, 160（3）：949-959.

［51］ Dou D, Kale SD, Wang X, et al. Conserved C-terminal motifs required for avirulence and suppression of cell death by Phytophthora sojae effector Avr1b［J］. Plant Cell, 2008, 20（4）：1118-1133.

［52］ Yang B, Wang Q, Jing M, et al. Distinct regions of the Phytophthora essential effector Avh238 determine its function in cell death activation and plant immunity suppression［J］. New Phytol,2017, 214（1）：361-375.

［53］ Anderson R, Deb D, Fedkenheuer K, et al. Recent progress in RXLR effector research［J］. Mol Plant Microbe Interact, 2015,28（10）：1063-1072.

［54］ Anderson RG, Casady MS, Fee RA, et al. Homologous RXLR effectors from Hyaloperonospora arabidopsidis and Phytophthora sojae suppress immunity in distantly related plants［J］. The Plant Journal, 2012, 72（6）：882-893.

［55］ Gordon S, Berry S, ST Martin S, et al. Genetic analysis of soybean plant introductions with resistance to Phytophthora sojae［J］.Phytopathology, 2007, 97（1）：106-112.