李奕葶，王文振，趙嘉偉，孫寧，黃亮，楊紅澎，王玉，班立桐

（天津農(nóng)學(xué)院 農(nóng)學(xué)與資源環(huán)境學(xué)院，天津 300384）

真姬菇又名斑玉蕈，含有豐富的蛋白質(zhì)、維生素、膳食纖維等營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)及多糖、多酚、黃酮等天然活性產(chǎn)物，而且具有抗氧化、抗疲勞、調(diào)節(jié)血糖等諸多生理活性，是一種藥食兼用的食用菌[1]。食用菌多糖具有抗氧化、抗衰老、調(diào)節(jié)血脂、血糖、抑制炎癥、抑制腫瘤、抗輻射、增強(qiáng)免疫系統(tǒng)功能等活性[2-3]。食用菌多糖的生理活性與其分子量大小、空間構(gòu)型及理化性質(zhì)等相關(guān)，若其分子立體機(jī)構(gòu)改變，活性將會(huì)喪失[4]。通過(guò)大量研究發(fā)現(xiàn)，具有三螺旋構(gòu)型的真菌多糖具有最佳的生理活性[5]，而且分子質(zhì)量小于10 kDa或大于200 kDa的真菌多糖一般沒(méi)有活性[6]。

藜麥?zhǔn)且环N起源于南美洲的全能型谷物，各營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)占干重的比例：蛋白質(zhì)16%～22%、脂類1.8%～9.5%、總酚0.7%～0.9%、皂苷0.7%～3.1%，物質(zhì)含量隨種類不同而變化[7]。目前，藜麥被開(kāi)發(fā)成多種產(chǎn)品，藜麥啤酒、藜麥酸奶、藜麥功能性飲料等[8-10]。固體發(fā)酵是一種傳統(tǒng)的利用固體基質(zhì)發(fā)酵的方式，可以使微生物維持原來(lái)的自然生長(zhǎng)狀態(tài)，有利于發(fā)酵的各種代謝產(chǎn)物積累[11]。藜麥富含微生物可利用的各種營(yíng)養(yǎng)成分，可以作為食用菌生長(zhǎng)的固體培養(yǎng)基。有研究表明，用香菇菌絲體發(fā)酵藜麥后，發(fā)酵產(chǎn)物中多糖含量與未發(fā)酵時(shí)相比增加了31倍[12]。

由于真姬菇引入我國(guó)的時(shí)間較晚，目前大部分研究均集中在子實(shí)體栽培與營(yíng)養(yǎng)分析方向，缺乏菌絲體發(fā)酵等相關(guān)研究。因此，本研究利用真姬菇菌絲體發(fā)酵藜麥，通過(guò)單因素試驗(yàn)，探討不同條件對(duì)多糖提取量的影響，篩選較優(yōu)方法提取發(fā)酵物多糖。對(duì)粗多糖進(jìn)行分離純化，評(píng)價(jià)純化前后多糖的抗氧化和α-淀粉酶抑制活性。本研究為真姬菇菌絲體的應(yīng)用提供了新的思路，為真姬菇與藜麥固體發(fā)酵產(chǎn)物作為功能性食品應(yīng)用的可行性奠定了一定的理論與數(shù)據(jù)基礎(chǔ)，也為發(fā)酵產(chǎn)物中生理活性物質(zhì)的利用提供了研究方向。

1 材料與方法

1.1 試驗(yàn)菌種與原料

真姬菇菌種HB-1：保藏于天津農(nóng)學(xué)院食用菌研發(fā)中心；白色藜麥：市售。

1.2 試劑

氯仿（分析純）：天津市風(fēng)船化學(xué)試劑科技有限公司；正丁醇（分析純）：天津市光復(fù)科技發(fā)展有限公司；纖維素酶（50 U/mg固體）：上海麥克林生化科技有限公司；2，2'-聯(lián)氮雙（3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸）二銨鹽 [2'-azinobis-（3-ethylbenzthiazoline-6-sulphonate），ABTS]：北京索萊寶科技有限公司；1，1-二苯基-2-苦肼基（1，1-diphenyl-2-picrylhydrazyl，DPPH）：東京化成工業(yè)株式會(huì)社；阿卡波糖片（每片含阿卡波糖50 mg）：拜耳醫(yī)藥保健有限公司；枯草芽孢桿菌α-淀粉酶（≥4 000 U/g固體）、豬胰腺α-淀粉酶（≥10 U/mg固體）：上海鼓臣生物技術(shù)有限公司。

1.3 儀器設(shè)備

電熱恒溫培養(yǎng)箱（DNP-9272BS-III）：上海新苗醫(yī)療器械制造有限公司；微波爐（G80F20CN2L-B8）：廣東格蘭仕集團(tuán)有限公司；超聲波細(xì)胞粉碎機(jī)（JY88-II）：寧波新芝生物科技股份有限公司；旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)器（RE-2000A）：上海亞榮生化儀器廠；冷凍干燥機(jī)（Alpha1-2LDplus）：德國(guó)克萊斯特；臺(tái)式高速離心機(jī)（Centrifuge5430）：德國(guó)艾本德股份公司；酶標(biāo)儀（Enspire）：美國(guó)珀金埃爾默儀器有限公司。

1.4 試驗(yàn)方法

1.4.1 真姬菇發(fā)酵藜麥

馬鈴薯葡萄糖瓊脂（potato dextrose agar，PDA）培養(yǎng)基：200 g馬鈴薯、20 g葡萄糖、20 g瓊脂粉、蒸餾水1 000 mL。

擴(kuò)大培養(yǎng)：將真姬菇菌種轉(zhuǎn)接到斜面PDA培養(yǎng)基中，25℃培養(yǎng)10 d。待菌絲長(zhǎng)滿斜面后，繼續(xù)轉(zhuǎn)接到平板PDA培養(yǎng)基中，25℃培養(yǎng)10 d。

種子液培養(yǎng)：在平板培養(yǎng)基中，選取5塊0.5 cm2大小的菌塊，轉(zhuǎn)接至錐形瓶液體培養(yǎng)基中（同PDA固體培養(yǎng)基，無(wú)瓊脂），25℃160 r/min條件下恒溫振蕩培養(yǎng)7 d。

固體發(fā)酵：藜麥挑揀后磨粉，過(guò)200目篩，稱取藜麥干粉25 g，倒入250 mL三角瓶中，配制成含水量約為80%的固體培養(yǎng)基，加入糊精（2.5 g/100 g干重）、酵母粉（0.5 g/100 g干重）、真姬菇菌絲體接種量為10 mL/100 g干重，25℃靜置培養(yǎng)20 d，得發(fā)酵產(chǎn)物。

發(fā)酵后處理：將發(fā)酵產(chǎn)物取出并于50℃烘干，磨粉后過(guò)200目篩，收集粉末放置于干燥箱中保存。

1.4.2 多糖含量測(cè)定

采用苯酚-硫酸法[13]測(cè)定真姬菇與藜麥發(fā)酵產(chǎn)物中多糖的含量。取1 mL多糖樣品，0.5 mL 5%苯酚以及2.5 mL濃H2SO4，充分混勻、煮沸，20 min后將其取出，冷卻后于490 nm處測(cè)定吸光值。代入葡萄糖標(biāo)準(zhǔn)曲線方程，y=0.011 1x+0.006 3，決定系數(shù)r2=0.997，計(jì)算多糖濃度進(jìn)一步換算出含量。

1.4.3 多糖提取單因素試驗(yàn)

1.4.3.1 微波輔助提取法

精確稱取1 g發(fā)酵物粉末，加入20 mL蒸餾水，使用微波爐輔助提取，具體方法：1）分別采用微波功率70、210、350、490、700 W 對(duì)樣品進(jìn)行處理，微波時(shí)間為100 s，微波后沸水浴2 h，測(cè)定多糖含量，篩選較優(yōu)微波功率；2）在較優(yōu)微波功率條件下，微波時(shí)間選取30、60、90、120、150、180 s，微波后沸水浴 2 h，測(cè)定多糖含量，并確定較優(yōu)微波時(shí)間。

1.4.3.2 超聲波輔助提取法

精確稱取1 g發(fā)酵物粉末，加入20 mL蒸餾水，使用超聲波細(xì)胞破碎儀輔助提取，具體方法：1）分別采用超聲波功率 50、100、150、200、250 W 對(duì)樣品進(jìn)行處理，超聲時(shí)間20 min，超聲后沸水浴2 h，測(cè)定多糖含量，篩選較優(yōu)超聲功率；2）在較優(yōu)超聲功率條件下，超聲時(shí)間選取 5、10、15、20、25 min，超聲后沸水浴 2 h，測(cè)定多糖含量，并確定較優(yōu)超聲時(shí)間。

1.4.3.3 酶解輔助提取法

精確稱取1 g發(fā)酵物粉末，加入20 mL蒸餾水，使用纖維素酶輔助提取，具體方法：1）提取液中分別加入 0.2、0.4、0.6、0.8、1.0 g/100 mL 纖維素酶進(jìn)行處理，作用時(shí)間為1 h，然后沸水浴2 h，測(cè)定多糖含量，篩選較優(yōu)酶添加量；2）在較優(yōu)酶添加量條件下，酶解時(shí)間選取 0.5、1.0、1.5、2.0、2.5、3.0 h，酶解結(jié)束后沸水浴 2 h，測(cè)定多糖含量，篩選較優(yōu)酶解時(shí)間。

1.4.4 發(fā)酵產(chǎn)物粗多糖的制備與分離純化

在單因素較優(yōu)提取條件下，提取發(fā)酵物的多糖成分。將提取液離心并收集上清液，旋蒸后用4倍體積乙醇沉淀，放入4℃冰箱靜置12 h，再次離心，收集沉淀，待溶劑全部揮發(fā)后，以適當(dāng)比例溶于蒸餾水，利用Sevage試劑（氯仿、正丁醇體積比為5∶1）去除提取物中的蛋白質(zhì)成分，重復(fù)3次～5次[14]。用大孔樹(shù)脂AB-8去除色素[15]，濃縮與冷凍干燥后稱重，并采用下式計(jì)算多糖保留率。

使用DEAE-52纖維素離子交換柱純化提取的粗多糖，柱填料經(jīng)過(guò)堿-酸-堿的前處理后，利用濕法裝柱（2.6 cm×50 cm），并避免氣泡產(chǎn)生[16]。利用蒸餾水、0.1、0.5、1.0 mol/L NaCl溶液依次對(duì)層析柱洗脫。流速為1.0 mL/min，每管收集2 mL。利用苯酚硫酸法測(cè)定多糖含量。收集并標(biāo)記好含有不同組分的多糖樣品，冷凍干燥后稱重，采用下式計(jì)算多糖得率。

1.4.5 抗氧化試驗(yàn)

1.4.5.1 DPPH自由基清除能力

將純化前后的多糖以及陽(yáng)性對(duì)照VC，配制成10.00、5.00、2.50、1.25、0.63、0.31、0.16 mg/mL 的不同濃度梯度的溶液。取125 μL多糖樣品溶液，加入500 μL DPPH乙醇溶液（25 μg/mL），混合均勻后，置于黑暗處反應(yīng)30 min，并在517 nm波長(zhǎng)下測(cè)得吸光度值為A1，用蒸餾水代替多糖樣品反應(yīng)后的吸光值為A0，蒸餾水替DPPH乙醇溶液反應(yīng)后的吸光值為A2[17]，采用下式計(jì)算DPPH自由基清除率。

1.4.5.2 ABTS+自由基清除能力

樣品及陽(yáng)性對(duì)照溶液配制方法同1.4.5.1。取50 μL多糖樣品，加入450 μL ABTS溶液，混合均勻后反應(yīng)10min，在734nm處測(cè)吸光值，記為A1，取蒸餾水0.9mL加入0.1 mL待測(cè)樣品，測(cè)734 nm處吸光值，記為A2，取ABTS溶液0.9 mL加入0.1 mL蒸餾水，測(cè)734 nm處吸光值，記為A0[18]，采用下式計(jì)算ABTS+自由基清除率。

1.4.5.3 羥基自由基（·OH）清除活性

樣品及陽(yáng)性對(duì)照溶液配制方法同1.4.5.1。取9 mmol/L FeSO4與9 mmol/L水楊酸-乙醇溶液各1 mL，搖勻后加入1 mL多糖溶液、1 mL 8.8 mmol/L H2O2溶液，37℃水浴反應(yīng)1 h后，冷卻至20℃左右，在510 nm下測(cè)吸光值記為A1，用蒸餾水代替多糖樣品后的吸光值記為A0，蒸餾水替代水楊酸溶液反應(yīng)后的吸光值記為A2[19]，采用下式計(jì)算羥基自由基清除率。

1.4.6 α-淀粉酶活性抑制試驗(yàn)

采用碘-淀粉比色法分別測(cè)定陽(yáng)性對(duì)照阿卡波糖、純化與未純化多糖對(duì)豬胰腺、枯草芽孢桿菌來(lái)源α-淀粉酶的抑制活性[20]。試驗(yàn)在0.1 mol/L pH值為7.0的磷酸鉀緩沖液酶活力測(cè)定體系中進(jìn)行。多糖溶液配制方法同1.4.5.1。在試管中加入0.05 mL不同濃度的多糖待測(cè)樣品以及1 mL 0.3 g/L的淀粉溶液，于37℃溫育5 min后加入0.05 mL 0.01 mg/mL α-淀粉酶。45℃反應(yīng)3 min后，加入1 mL 0.01 mol/L碘液進(jìn)行檢測(cè)，在660 nm處測(cè)定吸光值為A1，淀粉溶液與碘液反應(yīng)后的吸光值記為A0，采用下式計(jì)算α-淀粉酶活性抑制率。

2 結(jié)果與分析

2.1 多糖提取單因素試驗(yàn)

2.1.1 微波輔助提取法對(duì)多糖提取量的影響微波輔助對(duì)多糖提取量的影響見(jiàn)圖1。

圖1 微波輔助對(duì)多糖提取量的影響Fig.1 Effect of microwave-assisted on polysaccharide extraction

如圖1A所示，多糖提取量隨微波功率的增高而增長(zhǎng)，在700 W微波輔助條件下，多糖提取量達(dá)到峰值，為（152.24±2.52）mg/g。如圖 1B 所示，隨著時(shí)間的推移，多糖的提取量先增大后減小，可能是由于微波時(shí)間過(guò)長(zhǎng)導(dǎo)致多糖降解。在時(shí)間為120 s時(shí)，多糖提取量最高，為（157.13±1.13）mg/g。微波輔助法提取多糖較優(yōu)功率為700 W，較優(yōu)微波時(shí)間為120 s。

2.1.2 超聲輔助提取法對(duì)多糖提取量的影響

超聲波輔助對(duì)多糖提取量的影響見(jiàn)圖2。

圖2 超聲波輔助對(duì)多糖提取量的影響Fig.2 Effect of ultrasonic assisted on polysaccharide extraction

如圖2A所示，隨著超聲功率的提高，多糖的提取量先增高后降低，超聲功率過(guò)高可能會(huì)引起多糖糖苷鍵斷裂，降解為小分子片段，從而降低提取率。在功率為150 W 時(shí)，提取量達(dá)峰值，為（163.52±3.29）mg/g。如圖2B所示，多糖的提取量隨超聲時(shí)間的增長(zhǎng)而增多，在15 min～20 min時(shí)多糖含量有所下降，可能是由于超聲導(dǎo)致多糖降解率大于多糖溶出率。超聲時(shí)間為25 min 時(shí)，多糖提取量達(dá)峰值，為（170.73±2.28）mg/g。較優(yōu)超聲功率為150 W，較優(yōu)超聲時(shí)間為25 min。

2.1.3 纖維素酶輔助提取法對(duì)多糖提取量的影響

纖維素酶輔助提取法對(duì)多糖提取量的影響見(jiàn)圖3。

如圖3A所示，在酶添加量0.2%～0.4%時(shí)，多糖提取量略有下降；當(dāng)添加量增加到0.4%～0.8%時(shí)，提取量隨著酶添加量增長(zhǎng)而增高，在1.0%時(shí)降低，可能是由于過(guò)量的酶會(huì)抑制酶解的正常進(jìn)行。當(dāng)酶添加量為0.8%時(shí)，多糖提取量達(dá)到最高，為（196.77±2.93）mg/g。如圖3B所示，多糖提取量隨時(shí)間的增長(zhǎng)先增高后降低，可能是由于隨著酶解時(shí)間的延長(zhǎng)，降解產(chǎn)物對(duì)纖維素酶產(chǎn)生抑制作用導(dǎo)致的。在2.0 h時(shí)，多糖提取量達(dá)峰值，為（207.67±2.52）mg/g。纖維素酶較優(yōu)添加量為0.8%，較優(yōu)酶解時(shí)間為2.0 h。將3種輔助提取方法的提取結(jié)果進(jìn)行比較，選取纖維素酶輔助法提取發(fā)酵產(chǎn)物多糖。

圖3 纖維素酶輔助對(duì)多糖提取量的影響Fig.3 Effect of cellulase on polysaccharide extraction

2.2 真姬菇發(fā)酵藜麥產(chǎn)物粗多糖的分離純化

提取的粗多糖用Sevage法除蛋白、AB-8大孔樹(shù)脂脫色后，多糖保留率僅為30.82%。將多糖進(jìn)一步用DEAE-52纖維素離子交換柱純化，依次用蒸餾水、0.1、0.5、1.0 mol/L NaCl作為洗脫液，分離發(fā)酵產(chǎn)物的粗多糖成分。結(jié)果如圖4所示。

圖4 DEAE-52纖維素離子交換層析純化后多糖組分Fig.4 Polysaccharide components purified by DEAE-52 cellulose ion exchange chromatography

用蒸餾水洗脫時(shí)，在20管～75管出現(xiàn)峰值，收集洗脫液，為中性多糖（neutral polysaccharide，NP）組分。用0.1mol/LNaCl溶液洗脫，在95管～160管之間出現(xiàn)峰值，收集洗脫液，為酸性多糖-0.1（acid polysaccharide-0.1，AP-0.1）組分。用0.5mol/LNaCl溶液洗脫，在 185管～240管之間出現(xiàn)峰值，收集洗脫液，為酸性多糖-0.5（acid polysaccharide-0.5，AP-0.5）組分。用1.0 mol/L NaCl溶液洗脫，在245管～265管出現(xiàn)峰值，收集洗脫液，為酸性多糖-1（acid polysaccharide-1，AP-1）組分。將 4 個(gè)組分洗脫液分別進(jìn)行旋蒸濃縮、冷凍干燥。稱量后，貼好標(biāo)簽，放在干燥箱里保存。4個(gè)組分多糖得率：NP為30.67%，AP-0.1為10%，AP-0.5為22.67%，AP-1為36.67%。

2.3 抗氧化試驗(yàn)

2.3.1 DPPH自由基清除試驗(yàn)

多糖對(duì)DPPH自由基清除率見(jiàn)圖5。

如圖5所示，VC具有顯著的DPPH自由基清除能力，當(dāng)VC濃度在0.16 mg/mL時(shí)，清除率就已達(dá)到81.48%。而 NP、AP-0.1、AP-0.5、AP-1以及未純化的多糖（unpurified polysaccharide，UP），在測(cè)試濃度范圍內(nèi)對(duì)DPPH自由基的清除率均沒(méi)有超過(guò)30%。在多糖濃度為10 mg/mL時(shí)，UP對(duì)DPPH自由基清除率最高，達(dá)到了28.95%，可能是由于未純化多糖含有其他抗氧化成分對(duì)DPPH自由基具有清除作用，NP的DPPH自由基清除率為18.94%，AP-0.1為28.29%，AP-0.5為19.42%，AP-1為21.11%?？傮w來(lái)看，這5種多糖對(duì)DPPH自由基均具有較弱的清除作用。

圖5 多糖對(duì)DPPH自由基清除率Fig.5 Scavenging rate of DPPH free radical by polysaccharide

2.3.2 羥基自由基（·OH）清除試驗(yàn)

多糖對(duì)·OH的清除率見(jiàn)圖6。

圖6 多糖對(duì)·OH清除率Fig.6 Scavenging rate of·OH by polysaccharide

如圖6所示，VC對(duì)·OH的清除效果非常顯著。5種組分多糖在濃度為0.16 mg/mL～1.25 mg/mL時(shí)，對(duì)·OH的清除率隨濃度增加逐漸增強(qiáng)，但增長(zhǎng)緩慢；當(dāng)濃度在2.5 mg/mL～10 mg/mL時(shí)，清除率迅速提升；當(dāng)濃度達(dá)到 10 mg/mL 時(shí)，UP、NP、AP-0.1、AP-0.5、AP-1對(duì)·OH的清除率均達(dá)到最大值，分別為43.36%、37.89%、39.69%、37.92%以及30.91%?？傮w來(lái)看，5種多糖對(duì)·OH起到了一定的清除作用，UP組分表現(xiàn)最為顯著，表明未純化多糖中可能含有對(duì)·OH具有清除作用的其他活性成分。

2.3.3 ABTS+自由基清除試驗(yàn)

多糖對(duì)ABTS+自由基清除率見(jiàn)圖7。

圖7 多糖對(duì)ABTS+自由基清除率Fig.7 Scavenging rate of ABTS+free radical by polysaccharide

如圖7所示，VC對(duì)ABTS+自由基具有較強(qiáng)的清除效果。NP、AP-0.1、AP-0.5、AP-1、UP 對(duì) ABTS+自由基的清除率隨著濃度的升高而增強(qiáng)。當(dāng)多糖濃度均為10 mg/mL 時(shí)，UP、NP、AP-0.1、AP-0.5、AP-1 對(duì) ABTS+自由基的清除率分別是41.12%、51.22%、48.79%、35.34%以及47.18%。這5種組分多糖對(duì)ABTS+自由基均具有一定的清除效果，其中NP清除效果最佳，UP與AP-0.5的清除效果相對(duì)較差。說(shuō)明，多糖的抗氧化活性與其理化性質(zhì)等因素相關(guān)，發(fā)酵產(chǎn)物的中性多糖組分具有較好的ABTS+自由基清除能力。

2.4 α-淀粉酶抑制活性

2.4.1 多糖對(duì)枯草芽孢桿菌來(lái)源α-淀粉酶抑制活性

多糖對(duì)枯草芽孢桿菌來(lái)源α-淀粉酶抑制率見(jiàn)圖8。

如圖8所示，陽(yáng)性對(duì)照阿卡波糖對(duì)α-淀粉酶的抑制作用顯著，并且具有濃度依賴性，而5組多糖組分的抑制效果均低于陽(yáng)性對(duì)照。NP、AP-0.1、AP-0.5、AP-1、UP對(duì)枯草芽孢桿菌來(lái)源α-淀粉酶均有一定的抑制作用，但是沒(méi)有明顯的波動(dòng)。AP-0.1比其他組分多糖的抑制作用顯著，抑制率最高，達(dá)到了60.22%；其次是AP-0.5，最高抑制率為49.37%，而UP的抑制效果較差，最高抑制率為僅25.32%。AP-0.1與AP-0.5為酸性多糖組分，其對(duì)枯草芽孢桿菌來(lái)源α-淀粉酶抑制活性可能不僅與多糖的分子量、分子大小、空間構(gòu)型等相關(guān)，而且可能與酸性多糖特有的糖醛酸結(jié)構(gòu)密切相關(guān)。

圖8 多糖對(duì)枯草芽孢桿菌來(lái)源α-淀粉酶抑制率Fig.8 Inhibition rate of polysaccharide on Bacillus subtilis α-Amylase

2.4.2 多糖對(duì)豬胰腺來(lái)源α-淀粉酶抑制活性

多糖對(duì)豬胰腺來(lái)源α-淀粉酶抑制率見(jiàn)圖9。

如圖9所示，陽(yáng)性對(duì)照阿卡波糖對(duì)豬胰腺來(lái)源α-淀粉酶的抑制作用顯著，并且具有濃度依賴性，而5組多糖組分的抑制效果均低于陽(yáng)性對(duì)照。當(dāng)多糖濃度為10 mg/mL時(shí)，5組多糖中AP-0.5對(duì)豬胰腺來(lái)源α-淀粉酶的抑制效果最佳，且抑制率達(dá)到了50.36%，其次是AP-0.1，最高抑制率為48.96%，其余組分抑制效果均較弱。AP-0.1與AP-0.5為酸性多糖組分，其對(duì)豬胰腺來(lái)源α-淀粉酶的抑制機(jī)制可能與對(duì)枯草芽孢桿菌來(lái)源α-淀粉酶抑制機(jī)制類似，與酸性多糖的糖醛酸結(jié)構(gòu)等理化因素相關(guān)。

圖9 多糖對(duì)豬胰腺來(lái)源α-淀粉酶抑制率Fig.9 Inhibition rate of polysaccharide on porcine pancreas α-amylase

3 討論與結(jié)論

對(duì)比文獻(xiàn)[12]研究結(jié)果，在多糖濃度為10 mg/mL時(shí)，香菇菌絲體發(fā)酵藜麥產(chǎn)物中粗多糖對(duì)DPPH自由基清除率，為真姬菇菌絲體發(fā)酵藜麥產(chǎn)物各組分多糖的2倍左右，而兩種食用菌發(fā)酵藜麥產(chǎn)物中多糖對(duì)ABTS+自由基清除率卻基本相似。聶瑩等[21]研究結(jié)果顯示，真姬菇子實(shí)體多糖濃度為10 mg/mL時(shí)，對(duì)DPPH自由基清除率為28%，對(duì)·OH清除率為92%，而對(duì)ABTS+自由基清除率只有12%。真姬菇菌絲體發(fā)酵藜麥產(chǎn)物中多糖與真姬菇子實(shí)體多糖相比，·OH清除率較低，DPPH自由基清除率相近，而ABTS+自由基清除率則較高。與其他食用菌多糖活性相比較，杏鮑菇菇頭多糖濃度在5 mg/mL時(shí)對(duì)ABTS+自由基清除率為70.9%[22]，而此時(shí)真姬菇菌絲體發(fā)酵藜麥產(chǎn)物中多糖只有40%左右，清除能力遠(yuǎn)低于杏鮑菇菇頭多糖。姬松茸胞外多糖具有非常顯著的α-淀粉酶抑制活性，濃度為1 mg/mL時(shí)，其抑制效果高達(dá)90%左右，明顯高于真姬菇菌絲體發(fā)酵藜麥產(chǎn)物中多糖[23]。

綜上所述，多糖提取較優(yōu)條件：纖維素酶添加量為 0.8%，酶解時(shí)間為 2.0 h。對(duì)比 NP、AP-0.1、AP-0.5、AP-1、UP這 5種多糖的抗氧化試驗(yàn)，UP對(duì)DPPH·、·OH清除效果較為顯著，清除率最高達(dá)28.95%與43.36%；NP對(duì)ABTS+自由基清除效果最佳，最高清除率為51.22%。AP-0.1和AP-0.5分別對(duì)枯草芽孢桿菌、豬胰腺來(lái)源的α-淀粉酶抑制效果最佳。本研究為真姬菇在固體發(fā)酵方向的應(yīng)用提供了新的思路，為發(fā)酵產(chǎn)物中活性物質(zhì)作為功能性食品添加劑提供了理論依據(jù)與數(shù)據(jù)基礎(chǔ)，也為其他食藥用真菌在固體發(fā)酵方向上的應(yīng)用做了鋪墊。