盧園　李瑞娟　趙娜　張盼　李霄霄　吳佳文

摘要：為探究硅（Si）對鎘（Cd）脅迫下玉米的緩解機制，本研究以玉米幼苗為試驗材料，分析Cd污染已經(jīng)存在后，外源施加Si對玉米的緩解作用。以水培法添加5 μmol/L Cd脅迫20 d后，外源施加1 mmol/L Si溶液，添加Si 處理 7 d 后，測定玉米的生物量、Cd濃度、Cd積累量和Cd轉(zhuǎn)運速率（TF）、活性氧［包括過氧化氫（H2O2）和超氧陰離子（O-2·）］含量、總抗氧化能力和抗氧化酶［包括超氧化物歧化酶（SOD）、過氧化物酶（POD）和過氧化氫酶（CAT）］活性，以及非酶類抗氧化物質(zhì)［包括抗壞血酸（AsA）和還原性谷胱甘肽（GSH）］含量。結(jié)果表明，Cd脅迫對玉米地上部和根系鮮質(zhì)量以及H2O2和O-2·含量均未有顯著性影響，表示玉米有較強的Cd耐受性。施加Si較不施加Si顯著地降低了玉米地上部的Cd濃度和Cd積累量，分別降低了44.14%和39.08%；Cd TF降低了35.78%。在葉片中，Cd脅迫下施加Si沒有改變玉米的總抗氧化能力、CAT活性、SOD活性、GSH含量和AsA含量，但是加Si顯著降低了葉片POD活性。在根系中，Cd脅迫下施加Si顯著減少了H2O2含量，POD活性和GSH含量也顯著降低。綜上，玉米對Cd脅迫有較高的耐受性，而且已經(jīng)遭受Cd脅迫后再外源施加Si仍能顯著降低玉米體內(nèi)的Cd濃度，減緩Cd污染對玉米生長的潛在危害。

關(guān)鍵詞：玉米；鎘；硅；抗氧化系統(tǒng)；緩解

中圖分類號：S513.01 文獻標志碼：A

文章編號：1002-1302（2023）20-0077-08

近些年來由于工業(yè)廢水的不達標排放，污水灌溉，污泥施用，空氣沉降以及農(nóng)業(yè)中含金屬鎘（Cd）的化肥和農(nóng)藥的不規(guī)范使用等，土壤Cd污染問題日益嚴重，現(xiàn)已成為我國乃至世界范圍重要的土壤環(huán)境問題［1-5］。若污染土壤種植糧食后Cd會通過食物鏈在人體中積累［6］，引發(fā)諸多疾病，如肝臟疾病、骨質(zhì)疏松［7］、慢性腎臟疾?。?］。根據(jù)紀文貴等對我國已知的305個土壤位點的分析可知，Cd的點位超標率為5.10%，遠高于其他元素的點位超標率，并且Cd已成為全國主要的重金屬污染物之一［9］。Cd的毒性會導(dǎo)致植物形態(tài)、生理和分子水平的變化［10］。研究表明Cd脅迫會抑制種子萌發(fā)，降低植物的株高以及根的生長，還會減少植物的葉片數(shù)量，甚至導(dǎo)致植株死亡［11-13］。因此，如何緩解農(nóng)作物Cd脅迫及降低Cd污染至關(guān)重要。

硅（Si）元素是土壤中最為豐富的元素之一，其在地殼中的含量僅次于氧［14］，但土壤中的Si基本上以二氧化硅（SiO2）的形式存在，而植物僅以單硅酸（H4SiO4）的形式吸收Si［15-16］。前人大量研究表明，外源施加Si可顯著緩解植物Cd脅迫，如水稻在吸收Si后可形成半纖維素-Si-Cd復(fù)合物，降低Cd向胞內(nèi)的移動性，增加水稻對Cd的抗性［17］。Chen等發(fā)現(xiàn)外源Si顯著降低了水稻中Cd脅迫誘導(dǎo)增加的MDA、H2O2和超氧陰離子（O-2·）含量，Si同時增加了抗氧化酶活性［15］。筆者所在團隊前期研究還發(fā)現(xiàn)Si通過誘導(dǎo)小麥根尖分泌草酸，在根際外形成草酸-Cd復(fù)合物，降低根系對Cd的吸收［18］。外源Si能激活小麥體內(nèi)POD、SOD、CAT等抗氧化酶活性及增加AsA/DHA、GSH/GSSG，清除因Cd脅迫導(dǎo)致的氧化損傷［19-20］。

玉米在我國種植廣泛，不僅是重要的糧食，還應(yīng)用于飼料和青貯等［21］。雖有研究表明，外源施加Si，可以增加Cd脅迫下玉米的株高、主根長、生物量［22］；緩解Cd對玉米原生質(zhì)體的活力影響［23］；增加土壤pH值以及降低可利用形態(tài)Cd，降低玉米根部對Cd的吸收［24-25］；Si還可以增加Cd脅迫下玉米葉片的光合能力［26］。然而，外源施加Si對Cd脅迫下玉米抗氧化防御系統(tǒng)的研究鮮見，而且前人研究多為同時添加外源Si和Cd脅迫，實際上土壤Cd污染長期存在，后期施加Si是否會同樣緩解植物Cd脅迫尚不清楚。因此，本試驗以玉米為供試材料，采用水培的方式，先進行Cd脅迫，隨后添加Si處理，通過測定玉米鮮質(zhì)量、Cd濃度、H2O2含量、O-2· 含量、總抗氧化能力以及抗氧化酶SOD、POD、CAT活性和非酶類抗氧化物質(zhì)AsA和GSH含量，系統(tǒng)研究后期施加外源Si對Cd脅迫玉米生長及抗氧化防御系統(tǒng)的影響。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

供試玉米為浚單20，購自北京屯玉種業(yè)有限公司。

1.2 試驗設(shè)計

本試驗在2021年7—8月于延安大學(xué)生命科學(xué)學(xué)院人工氣候生長室中進行。選擇飽滿、大小一致的玉米種子，用0.5 mmol/L CaCl2在避光且通氣條件下浸泡6 h，其中0.5 mmol/L CaCl2用于保證種子萌發(fā)吸收過程中內(nèi)膜系統(tǒng)的穩(wěn)定性。浸泡后的種子播于以珍珠巖 ∶蛭石 ∶陶粒體積比為1 ∶1 ∶1混合的無機基質(zhì)中萌發(fā)。萌發(fā)5 d后選取長勢一致的幼苗移至1/2 濃度Hoagland營養(yǎng)液的聚乙烯黑色桶（體積為 5 L）中進行預(yù)培養(yǎng)3 d，然后換入完全濃度Hoagland營養(yǎng)液中再培養(yǎng)4 d，以保證移苗后植株的恢復(fù)。

預(yù)培養(yǎng)結(jié)束后，開始5 μmol/L Cd處理，Cd以CdCl2·2.5H2O的形式提供，以不加Cd為對照。Cd處理 20 d，開始外源1 mmol/L Si處理，Si處理 7 d，其中一直未加Cd和Si的是對照（CK），不加Cd僅后期加Si的為單獨Si處理（Si），一直加Cd但未加Si的是Cd處理（Cd），一直加Cd后期添加Si的為Si+Cd處理（Si+Cd）。溶液每7 d更換1次，用通氣泵持續(xù)通氣，以HCl或NaOH調(diào)節(jié)溶液pH值為6±0.1。玉米幼苗在人工植物生長氣候室中培養(yǎng)，溫度設(shè)置為白天28 ℃、夜間20 ℃，光—暗周期16 h—8 h，光照度為350? μmol/（m2·s），濕度為75%。

1.3 測定指標與方法

1.3.1 植物鮮質(zhì)量的測定 取出完整植株，沖洗干凈后用濾紙吸干植株表面水分。將植株分為地上部、根系，稱量鮮質(zhì)量。

1.3.2 Cd濃度的測定 將烘干的玉米地上部和根系樣品研磨至細粉備用。稱取0.1 g植物干樣至消解罐中，加入8 mL優(yōu)級純HNO3在微波消解儀（ETHOS? UP，Milestone，意大利）中消解，預(yù)熱 10 min，190 ℃加熱15 min，冷卻20 min，結(jié)束后定容至50 mL。采用電感耦合等離子體質(zhì)譜儀（ICP-MS，Nexl ON 1000，PerkinElmer，美國）測定Cd含量。

1.3.3 H2O2和超氧陰離子（O-2·）含量的測定 取0.1 g新鮮葉片或根系樣品在冰浴中加入1 mL 0.1%（質(zhì)量濃度）三氯乙酸（TCA）研磨，勻漿4 ℃ 12 000 g 離心10 min，上清液在4 ℃冰箱中保存。取0.25 mL上清液先后加0.25 mL 10 mmol/L磷酸緩沖液（pH值為7.0）和0.5 mL 1 mol/L KI，反應(yīng)15 min后，在390 nm處測定吸光度。分別取 10 mmol/L H2O2溶液1、5、15、20、30、40、50、60? L做標準曲線，根據(jù)標準曲線計算樣品中H2O2含量。

超氧陰離子（O-2·）含量通過超氧陰離子含量檢測試劑盒（索萊寶 BC1295）測定。

1.3.4 總抗氧化能力的測定 取0.1 g新鮮葉片或根系樣品加入1 mL 體積分數(shù)為50%的乙醇研磨，隨后在4 ℃ 12 000 r/min 離心10 min，取50 μL上清液，加入0.9 mL 體積分數(shù)為99%的乙醇和 50 μL 3 mmol/L 的1，1-二苯基-2-三硝基苯肼（DPPH），在室溫黑暗條件下反應(yīng)10 min，測定 515 nm 處的吸光度。以950? μL 99%（體積分數(shù)）乙醇加入50 μL DPPH為對照。計算公式如下：

總抗氧化能力=（D0-D1）/D0 ×100%。

式中：D0為對照吸光度；D1為樣品吸光度。

1.3.5 抗氧化酶活性的測定 粗酶液的提?。悍Q取1.5 g新鮮葉片或根系樣品，在冰浴中加入2 mL 50 mmol/L 磷酸緩沖液（pH值為 7.8）內(nèi)含1 mmol/L EDTA-Na2和質(zhì)量濃度為1%的聚乙烯吡咯烷酮聚合物（PVPP）提取研磨，離心后取上清液，即粗酶液。

可溶性蛋白含量測定（考馬斯亮藍法）：取 100 μmol/L 牛血清白蛋白0.2、0.3、0.4、0.5、0.6、0.7、0.8 mL，分別加入5 mL考馬斯亮藍G-250（稱取0.1 g考馬斯亮藍G-250溶于50 mL 體積分數(shù)為95%的乙醇中，加入100 mL體積分數(shù)為85%的磷酸，蒸餾水定容至1 000 mL）制作標準曲線溶液，充分混勻后反應(yīng)2 min，在595 nm波長下比色測定制作標準曲線。取0.1 mL粗酶液加入0.8 mL蒸餾水，再加入5 mL考馬斯亮G-250試劑，充分混合，室溫放置5 min后，在595 nm波長下比色測定。用標準曲線計算可溶性蛋白含量。

SOD活性采用氮藍四唑（nitroblue tetrazolium，NBT）光化學(xué)還原法測定：向10 mL玻璃管中依次加入1.5 mL 50 mmol/L pH值為7.8的磷酸緩沖液、0.3 mL 130 mmol/L甲硫氨酸溶液、0.3 mL 750 μmol/L NBT溶液、0.3 mL 1 μmol/L EDTA-Na2溶液、0.3 mL 0.2 μmol/L核黃素溶液、粗酶液0.1 mL、蒸餾水0.2 mL。充分混勻后，放置在 4 000 lx 光下反應(yīng)10 min。另外取2支試管，用蒸餾水代替上述的酶液作為對照，混勻后將一支對照試管置于暗處，另一支對照試管和其他加酶液試管一起置于日光燈下反應(yīng)10 min，反應(yīng)結(jié)束后立即避光。以不照光對照管作為空白參比，在560 nm波長處測定吸光度。計算公式如下：

SOD活性（U/g）=（DCK-DE）×V／DCK×0.5×Pro×VS。

式中：DCK表示對照管光反應(yīng)的吸光度；DE表示樣品管光反應(yīng)的吸光度；V表示樣品提取液總體積，mL；VS表示測定時所取酶液體積，mL；Pro表示樣品可溶性蛋白含量，g。

POD活性采用愈創(chuàng)木酚法測定：取100 mmol/L pH值為6.0的磷酸緩沖液100 mL，加入愈創(chuàng)木酚 56 μL，加熱攪拌至愈創(chuàng)木酚溶解，冷卻后加入 300 g/L H2O2 溶液38 μL，混勻，4 ℃保存，得到反應(yīng)混合液。取2支比色杯，向一支中加入反應(yīng)混合液0.3 mL、50 mmol/L 磷酸緩沖液0.1 mL作為校零對照，另一支中加入反應(yīng)混合液0.3 mL、粗酶液 0.1 mL，立即于分光光度計470 nm波長下測定吸光度（D470 nm），每隔0.2 min讀數(shù)1次，共讀8 min；以1 min D470 nm變化0.01為1個POD活性單位（U）。計算公式如下：

POD活性［U/（g·min）］=ΔD470 nm×V／0.01×VS×t×Pro。

式中：ΔD470 nm表示反應(yīng)混合液在470 nm處的吸光度變化值；V表示樣品提取液總體積，mL；VS表示測定時所取酶液體積，mL；t表示酶促反應(yīng)時間，min；Pro表示樣品可溶性蛋白含量，g。

CAT采用紫外分光光度法測定：取20 mmol/L H2O2溶液3 mL加入到10 mL試管中，加入50 μL粗酶液并迅速混勻后轉(zhuǎn)移到比色杯中，在 240 nm 波長下測定吸光度D240 nm，每隔10 s讀數(shù)1次，共讀3 min。以1 g鮮質(zhì)量樣品1 min內(nèi)D240 nm變化0.01作為1個過氧化氫酶活性單位。計算公式如下：

CAT活性［U/（g·min）］=ΔD240 nm×V／0.01×VS×t×Pro。

式中：D240 nm表示反應(yīng)混合液在240 nm處的吸光度變化值；V表示提取樣液總體積，mL；VS表示測定時所取酶液體積，mL；t表示酶促反應(yīng)時間，min；Pro表示樣品可溶性蛋白含量，g。

1.3.6 谷胱甘肽（GSH）和抗壞血酸（AsA）含量的測定 GSH和AsA分別使用還原性谷胱甘肽含量檢測試劑盒（索萊寶 BC1175）和抗壞血酸含量檢測試劑盒（索萊寶 BC1230）測定。

1.4 數(shù)據(jù)處理和分析

試驗采用Excel 2016、GraphPad Prism 9 軟件對數(shù)據(jù)進行統(tǒng)計分析及作圖。采用SPSS 18.0進行數(shù)據(jù)顯著性分析，玉米Cd與Cd+Si處理的地上部和根部Cd濃度和積累量，及根部向地上部的轉(zhuǎn)移系數(shù)以t測驗分析在0.01、0.05水平的差異，其他數(shù)據(jù)以單因素方差，Duncans多重比較法分析在0.05水平上的差異。

2 結(jié)果與分析

2.1 Si對Cd脅迫下玉米鮮質(zhì)量和Cd濃度的影響

由圖1可知，無論是玉米地上部還是根系，不同處理下的玉米鮮質(zhì)量都沒有顯著性差異。這表明濃度為5 μmol/L的Cd脅迫濃度對玉米的生長沒有顯著影響，玉米對Cd脅迫具有較強的耐性。此外，Si的施加也并沒有對玉米的生長產(chǎn)生顯著影響。

由表1可知，Cd脅迫下玉米根部的Cd濃度、Cd積累量和Cd轉(zhuǎn)運速率（TF）較高，根部的Cd濃度和Cd積累量大約是地上部分的17.88、5.55倍。與Cd處理相比，Cd+Si處理下玉米地上部的Cd濃度和Cd積累量顯著降低；根部的Cd濃度和Cd積累量有所降低，但未達到顯著水平。施加Si后，地上部和根部的Cd濃度分別降低了44.14%和11.92%，Cd積累量分別降低了39.08%和12.74%，并且Cd轉(zhuǎn)運速率（TF）也降低了35.78%，表明加Si抑制了Cd從根部向地上部的轉(zhuǎn)運。

2.2 Si對Cd脅迫下玉米的H2O2和超氧陰離子（O-2·）含量的影響

由圖2可知，在玉米葉片中，各處理之間的H2O2和O-2·含量并無顯著性差異。而在玉米的根中，如圖2-B所示，與單獨施加Cd處理相比，Si+Cd處理的H2O2含量顯著降低； 單獨施加Si處理與CK之間的H2O2含量并無顯著性差異。如圖2-D所示，與CK相比，Si+Cd處理和Si處理的O-2·含量顯著增加，但Cd處理與其他3組相比并無顯著差異。說明玉米根系對Cd脅迫相較于葉片更為敏感，更易產(chǎn)生活性氧，Cd脅迫20 d后外源施加Si降低了H2O2對玉米根系的損傷。

2.3 Si對Cd脅迫下玉米總抗氧化能力和抗氧化酶活性的影響

由圖3可知，在玉米葉片中單獨施加Si時，DPPH·的含量與對照和Cd+Si處理相比顯著增加；與Cd處理相比，Cd+Si處理的DPPH·含量無顯著變化。而在根部，CK組的DPPH·含量顯著高于其他3組，其他3組之間并無顯著性差異。由圖4可知，4種處理的CAT和SOD活性對比均無顯著性差異。POD活性在玉米中發(fā)生變化，在玉米根部，單獨施加Cd處理的POD活性顯著低于對照組，施加Si后POD的活性進一步降低；在玉米葉片中，與Cd處理對于，Cd+Si處理的POD活性顯著降低。說明Si可以增加玉米葉片的抗氧化能力，但在Cd脅迫發(fā)生后，并沒有增加玉米植株的抗氧化能力；在5 μmol/L Cd脅迫下，Si的施加也并沒有激發(fā)抗氧化酶發(fā)揮清除活性氧自由基的作用。

2.4 Si對Cd脅迫下玉米GSH和AsA含量的影響

由圖5可知，玉米葉片的GSH含量在各處理間沒有顯著差異，但在根系，單獨施加Cd后的GSH含量顯著高于其他3組，Cd+Si處理的GSH含量顯著低于單獨施加Cd處理。而對于AsA含量，單獨施加Cd后玉米葉片中的AsA含量顯著低于對照組；Si+Cd處理的AsA含量雖然高于Cd處理，但沒有顯著差異。說明外源施加Si后，降低了5 μmol/L Cd脅迫下GSH的含量，但對AsA的含量并沒有顯著影響，表明在玉米根系中的GSH主要參與了活性氧的清除，而AsA并沒有發(fā)揮作用。

3 討論與結(jié)論

重金屬Cd是植物非必需元素，還對植物生長有抑制作用，但是Cd2+會通過必需元素如Fe2+、Ca2+和Mn2+等的轉(zhuǎn)運體進入植物體內(nèi)［27］。玉米是全球三大農(nóng)作物之一，也不可避免地遭受著Cd污染脅迫。姜瑛等報道1 mmol/L Si可以緩解50 μmol/L Cd脅迫下玉米的Cd毒作用和增加植株鮮質(zhì)量［26］。本研究中在玉米移苗培養(yǎng)20 d后外源施加1 mmol/L Si并沒有顯著增加玉米的鮮質(zhì)量，這可能與施加Si時間太短有關(guān)。值得一提的是本研究中5 μmol/L Cd并未顯著抑制玉米地上部和根系的鮮質(zhì)量，表示玉米有較高的Cd耐受性。盡管Cd或Si沒有顯著改變玉米的鮮質(zhì)量，但外源施加Si極大地降低了玉米地上部Cd濃度和積累量，以及根部向地上部的TF，這與Chen等的研究結(jié)果［15，26］一致。然而，Mal[KG-*5]c[DD（-1*3]ˇovská等卻報道Si對Cd脅迫下玉米的Cd濃度和Cd的TF沒有顯著影響［28］。筆者推測Si的施加時間，施加方式，以及玉米品種可能均關(guān)系著根系吸收和轉(zhuǎn)運Cd的情況。

Cd脅迫下，植株體內(nèi)的活性氧自由基大量產(chǎn)生，活性氧包括過氧化氫（H2O2）、羥自由基（·OH）和超氧陰離子（O-2·）等，這些活性氧的產(chǎn)生會引發(fā)膜脂過氧化，破壞細胞膜系統(tǒng)［29］。盡管Cd不直接產(chǎn)生活性氧，但是活性氧的大量產(chǎn)生卻也是Cd毒的作用之一［30］。外源施加Si可以降低Cd脅迫下小麥［19］、干旱脅迫下水稻［31］以及Cd脅迫下豌豆的活性氧含量［32］。本研究發(fā)現(xiàn)，Cd脅迫增加了玉米根部的H2O2含量，對O-2·并無顯著影響；施加Si后，玉米根部的H2O2含量顯著降低，而O-2·的含量卻上升。在前人的研究中，Cd脅迫下的小麥［19］、山葵植株體中H2O2含量顯著增加［33］，同時施加Si與Cd處理下的含量有所下降，本研究結(jié)果與之類似。但在El-Okkiah的研究中，Cd脅迫增加了豌豆植株體中O-2·的生產(chǎn)速率，同時施加Si與Cd處理的生產(chǎn)速率極大降低［32］。推測物種的不同，其體內(nèi)活性氧的含量也不盡相同，其次在Cd脅迫發(fā)生后施加Si會影響Si所引發(fā)的活性氧清除機制與同時施加Cd和Si的影響產(chǎn)生差異，進而使得植物體內(nèi)活性氧含量出現(xiàn)不同的變化。

在植物進化過程中，植物體內(nèi)形成了清除防御活性氧的抗氧化系統(tǒng)，主要包括酶系統(tǒng)和非酶系統(tǒng)的抗氧化物質(zhì)?？寡趸赶到y(tǒng)主要包括POD、CAT、SOD等［34-35］，POD可以代謝掉植物體內(nèi)O-2·，并將其歧化為H2O2和O2，H2O2再被POD轉(zhuǎn)化為H2O，使活性氧的水平達到較低水平［36］；通常情況下，SOD作為清除H2O2的重要物質(zhì)，可以抑制活性氧的積累，從而保護細胞膜；CAT可與SOD協(xié)同作用，清除體內(nèi)的活性氧自由基［37］。在本研究中，從總的抗氧化能力來看，單獨施加Si處理的玉米葉片中DPPH·含量顯著高于對照，Cd處理和Cd+Si處理的DPPH·含量并顯著差異，說明Si可以提高玉米葉片的抗氧化能力，但Cd脅迫后施加Si時抗氧化能力并沒有得到增加；而SOD、CAT的活性在4種處理中并無顯著變化，Cd+Si處理的POD活性在玉米葉片和根系中均降低。因此，由于玉米自身較強的抗逆性，Cd脅迫沒有顯著引起抗氧化酶活性的變化，Si的施加也沒有引起抗氧化酶活性的顯著變化。在Lukacova等的研究中，Cd脅迫下，Si對玉米植株的SOD等抗氧化酶活性的影響隨處理時間、處理植株部位的不同而表現(xiàn)出不同的變化［25］。因此Si對Cd脅迫下玉米抗氧化酶活性的影響機制還有待進一步研究。眾所周知，AsA-GSH循環(huán)是在植物細胞質(zhì)和葉綠體中清除活性氧的主要途徑，其中AsA和GSH可以維持蛋白質(zhì)的穩(wěn)定性和防止細胞膜過氧化，是AsA-GSH循環(huán)中重要的非酶類物質(zhì)。AsA可以在抗壞血酸過氧化氫酶（APX）的幫助下將H2O2直接分解為水和氧氣［20］；GSH不僅可以通過AsA-GSH循環(huán)間接清除H2O2，還可以直接清除活性氧；除此之外，GSH還是金屬元素的螯合劑，因其半胱氨酸殘基上的巰基對Cd具有很高的親和力，GSH在Cd的螯合上也發(fā)揮著重要的作用［38］。在本研究中Cd脅迫下玉米根系中GSH的含量較CK顯著增加，AsA含量并沒有顯著變化；施加Si后，玉米根系中GSH含量相較于Cd處理顯著降低。在Swati等的研究中，Cd脅迫下降低了小麥體內(nèi)的AsA、DHA、GSH和GSSG及AsA/DHA、GSH/GSSG，Si的施加AsA/DHA、GSH/GSSG增加［20］。而Wu等的研究結(jié)果顯示，Si對Cd脅迫下大白菜的GSH-AsA循環(huán)并沒有顯著影響［39］。推測一方面是由于未施加Si前的非酶類抗氧化物質(zhì)對Cd脅迫做出應(yīng)答反應(yīng)，施加Si后Cd脅迫下玉米植株體內(nèi)主要靠抗氧化物質(zhì)GSH而非抗氧化酶參與清除Cd脅迫誘導(dǎo)的H2O2含量；另一方面，Cd脅迫發(fā)生后GSH的含量會增加來螯合并作為載體轉(zhuǎn)運Cd［40］，并且有研究表明，在Cd脅迫早期，GSH的螯合能力高于其抗氧化能力［41］，而在Cd脅迫發(fā)生后Si可能通過減少GSH的含量，降低對Cd的轉(zhuǎn)運。

本試驗結(jié)果表明，玉米對Cd脅迫有較高的耐受性，Cd脅迫下玉米的生長并未受到顯著影響，但在Cd污染已經(jīng)存在的情況下施加Si后依然可以顯著降低玉米對Cd的吸收、轉(zhuǎn)運和積累；在玉米已經(jīng)受到Cd脅迫后，Si并不是通過激活抗氧化酶來緩解活性氧對玉米的傷害，而是通過非酶類抗氧化物質(zhì)GSH來清除H2O2，減緩Cd對玉米生長的潛在危害。

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收稿日期：2022-12-28

基金項目：延安大學(xué)博士科研啟動項目（編號：YDBK2019-17）；延安大學(xué)科學(xué)研究專項（編號：YDY2019-27）；陜西省大學(xué)生創(chuàng)新創(chuàng)業(yè)訓(xùn)練計劃項目（編號：S202110719126）。

作者簡介：盧 園（1999—），男，江西金溪人，碩士研究生，主要從事植物營養(yǎng)生理及分子機制研究。E-mail：1186112604@qq.com。

通信作者：吳佳文，博士，副教授，碩士生導(dǎo)師，主要從事植物營養(yǎng)與抗逆機制研究。E-mail：wujiawende@126.com。