黃燕飛,廖海星,唐和清
(1.中南民族大學(xué) 化學(xué)與材料科學(xué)學(xué)院,湖北 武漢 430074;2.長江大學(xué) 化學(xué)與環(huán)境工程學(xué)院,湖北 荊州 434020)
半胱氨酸是含硫氨基酸中的一種,也是生物體必需氨基酸中的一種,是多數(shù)蛋白質(zhì)和酶的空間結(jié)構(gòu)和功能組成部件的重要組成成分。由于半胱氨酸容易形成具有二硫鍵結(jié)構(gòu)的胱氨酸,或者是在含有半胱氨酸殘基的多肽中,容易形成二硫鍵,因此,對(duì)于蛋白質(zhì)的穩(wěn)定化并保持一定的功能具有重要的作用[1-3]。此外,它對(duì)于在細(xì)胞中維持氧化還原平衡,影響細(xì)胞生長、分化和增值具有重要作用的谷胱甘肽的產(chǎn)生也是必不可少的[4],且有助于修復(fù)由甲基化試劑引起的DNA 損傷[5-6]。在生理?xiàng)l件下,巰基很容易去質(zhì)子化,其形成的巰基鹽是大多數(shù)蛋白質(zhì)中活性官能團(tuán)的來源。其中最常見的是巰基和二硫鍵間的相互轉(zhuǎn)化反應(yīng),這一反應(yīng)涉及了細(xì)胞新陳代謝的許多方面,包括蛋白質(zhì)的折疊、電子的轉(zhuǎn)移,以及許多的調(diào)控機(jī)制[7-8]。
在研究多肽中半胱氨酸巰基的離子化以及S─H 與S─S 鍵間相互轉(zhuǎn)化反應(yīng)的過程中,Bulaj 等采用反相高效液相色譜分離及UV 吸收檢測的方法,監(jiān)測了16 種典型多肽中半胱氨酸殘余巰基與4 種不同的二硫化物試劑之間的反應(yīng),得到了巰基與二硫鍵間相互轉(zhuǎn)化的速率常數(shù),并確定了靜電效應(yīng)是影響巰基與二硫鍵間相互轉(zhuǎn)化的主導(dǎo)因素。然而,此方法需要進(jìn)行大量的前處理工作和后續(xù)繁瑣的數(shù)據(jù)擬合處理,才能得到速率常數(shù),進(jìn)而判斷S─H 與S─S 之間相互轉(zhuǎn)化的關(guān)系。Watanabe 等[9]采用電化學(xué)和拉曼結(jié)合的方法,研究了胱氨酸(100 mmol/L 溶液)在銀電極上的氧化還原,發(fā)現(xiàn)當(dāng)電極電位到達(dá)-0.05 V 時(shí),可觀察到502 cm-1處的S─S 鍵的伸縮振動(dòng)峰;隨著電極電位的降低,此峰強(qiáng)逐漸減弱,到-0.3 V 時(shí)消失;但當(dāng)電極電位逐漸向+0.3 V 正移時(shí),此拉曼峰恢復(fù)可見并逐漸增強(qiáng)。這表明胱氨酸發(fā)生了準(zhǔn)可逆的二硫化物與硫醇間的電化學(xué)相互轉(zhuǎn)化。但是,在半胱氨酸溶液中并未觀察到上述現(xiàn)象。由于在實(shí)驗(yàn)方法上的困難,有關(guān)L-半胱氨酸與L-胱氨酸間相互轉(zhuǎn)化的直接研究還很少見。
隨著Raman 光譜儀制造技術(shù)的發(fā)展以及納米化表面拉曼增強(qiáng)(SERS)基底材料的開發(fā),SERS 在監(jiān)控反應(yīng)過程中的應(yīng)用越來越方便。最近我們課題組開發(fā)了專門的高性能SERS 基底材料,并以此為基礎(chǔ),提出了氨基酸檢測的高靈敏SERS 分析方法[10]。在本工作中,我們將采用石墨烯/納米銀(GO/Ag NPs)復(fù)合物為基底,利用SERS 技術(shù),以L-半胱氨酸作為巰基試劑,探究了半胱氨酸與胱氨酸之間的巰基與二硫鍵的相互轉(zhuǎn)化,為探究實(shí)際生物體內(nèi)蛋白質(zhì)或多肽鏈間二硫鍵與巰基之間的相互轉(zhuǎn)化,維持生理平衡提供參考依據(jù)。
硝酸銀、石墨、硼氫化鈉、硝酸鈉、氫氧化鈉、濃硫酸、高錳酸鉀、鹽酸羥胺均為分析純;L-半胱氨酸、L-胱氨酸均購于阿拉丁化學(xué)試劑有限公司;實(shí)驗(yàn)用水為超純水(>18.2 MΩ·cm)。
Tecnai G220 S-TWIN 透射電子顯微鏡;Evolution 201 紫外可見分光光度計(jì);DXR Raman Microscope 激光共焦顯微拉曼;Micropure UV 超純水制備儀。
采用改進(jìn)的Hummers 法制備GO[11],最終得到4.5 mg/mL 的分散液。在使用之前,先在70%功率的超聲清洗儀下超聲處理30 min。銀納米粒子(Ag NPs)則采用超聲輔助NH2OH·HCl 還原AgNO3的方法制備得到[12]。取適量的Ag NPs 懸濁液,加入一定體積的GO,得到GO 濃度為0. 01 mg/mL 的GO/Ag NPs 懸濁液,攪拌均勻后,靜置過夜。GO/Ag NPs 懸濁液呈堿性。
取100 μL GO/Ag NPs 復(fù)合材料加入到2 mL 不同濃度的半胱氨酸溶液中,攪拌混合均勻,靜置吸附30 min 后,取5 μL 滴在干凈的玻璃片上,環(huán)境條件下自然晾干。采用Thermo Fisher 的DXR Raman 對(duì)半胱氨酸與胱氨酸之間巰基與二硫鍵間的相互轉(zhuǎn)化進(jìn)行監(jiān)測,激光波長532 nm,激光能量10 mW,曝光時(shí)間5 s。文中如無特別說明,拉曼譜圖均是在相同條件下所得。
GO、Ag NPs 以及GO/Ag NPs 的紫外可見吸收光譜見圖1。
圖1 GO(a),Ag NPs(b)及GO/Ag NPs(c)分散液的紫外可見吸收光譜Fig.1 UV-visible absorption spectra of (a)GO,(b)Ag NPs and (c)GO/Ag NPs dispersions
由圖1 可知,GO 在226 nm 處有一最大吸收峰,在約300 nm 有一肩峰,與文獻(xiàn)報(bào)道相符合[13]。銀納米粒子在425 nm 有最大吸收峰,當(dāng)GO 和Ag NPs復(fù)合之后,在437 nm 處出現(xiàn)了新峰。該峰為Ag 納米粒子的表面共振吸收峰[13],說明GO 與Ag NPs形成了復(fù)合物。GO/Ag NPs 的TEM 見圖2。
圖2 GO/Ag NPs 的TEM 照片F(xiàn)ig.2 TEM image of the GO/Ag NPs composite
由圖2 可知,Ag NPs 較均勻地分布GO 表面,形成了復(fù)合物,與紫外可見吸收光譜的結(jié)果相吻合。
采用GO/Ag NPs 作為基底材料,在激光波長532 nm,激光能量10 mW,曝光時(shí)間5 s,測得的不同濃度半胱氨酸的拉曼光譜見圖3。
圖3 不同濃度L-半胱氨酸的Raman 譜圖Fig.3 Raman spectra of L-cysteine at different concentrations
由圖3 可知,在較高濃度下,L-半胱氨酸位于2 550 cm-1的特征峰清晰可見,而且強(qiáng)度相當(dāng)高,屬于S─H 的伸縮振動(dòng)[14]。當(dāng)L-半胱氨酸的濃度降低至10-3mol/L 時(shí),2 550 cm-1處的峰幾乎消失,到10-4mol/L 時(shí)已完全檢測不到,但500 cm-1處卻出現(xiàn)了新的峰,屬于S─S 的伸縮振動(dòng)[14]。上述變化表明,隨著L-半胱氨酸濃度的降低,S─H 鍵趨于消失,而S─S 不斷增多。也就是說,該體系中存在S─H 鍵與S─S 鍵之間的相互轉(zhuǎn)化,半胱氨酸被轉(zhuǎn)化成了胱氨酸。
由于在本工作中,所用的GO/Ag NPs 懸浮液呈堿性(pH≈8.5),當(dāng)L-半胱氨酸的濃度較高時(shí),測試體系呈酸性,而當(dāng)L-半胱氨酸的濃度降低時(shí),測試體系的pH 值將逐漸升高,接近GO/Ag NPs 懸浮液的初始pH 值(pH≈8.5)。例如,當(dāng)半胱氨酸的濃度為10-3mol/L 時(shí),體系的pH 值已達(dá)到7.2,為弱堿性。考慮到L-半胱氨酸中的巰基(─SH)容易受到pH 的影響,上述觀察到的S─H 向S─S 轉(zhuǎn)化的濃度依存性可能實(shí)際上是pH 依存性。因此,選擇半胱氨酸濃度為10-2mol/L,采用HNO3將體系的pH值調(diào)節(jié)至酸性,實(shí)驗(yàn)結(jié)果見圖5。
圖4 拉曼譜圖Fig.4 Raman spectra
圖5 不同pH 條件下L-半胱氨酸(10 -2 mol/L)的拉曼譜圖Fig.5 Raman spectra of L-cysteine (10 -2 mol/L)at different pH values
由圖5 可知,當(dāng)體系的pH 值由7.6 降至3.5時(shí),S─H 的峰強(qiáng)逐漸增強(qiáng),而S─S 的峰逐漸消失,與之前的假設(shè)相符,可以確定體系的pH 變化是致使2 550 cm-1和500 cm-1的峰發(fā)生變化的主要原因。并且,變化前2 550 cm-1的峰面積與變化后2 500 cm-1和500 cm-1的兩峰面積的加和具有1 ∶0.9 ~1 ∶1.1 的相關(guān)性??梢姡?0-3mol/L 時(shí)得到的拉曼譜圖是半胱氨酸和胱氨酸兩混合物的拉曼譜圖。此外,關(guān)于激光誘導(dǎo)產(chǎn)生反應(yīng)的情況也已有報(bào)道[15],因此,除了體系的pH 值能對(duì)巰基與二硫鍵間的相互轉(zhuǎn)化產(chǎn)生影響之外,檢測過程中使用的激光也可能成為誘導(dǎo)半胱氨酸轉(zhuǎn)化成胱氨酸的原因。為了避免因pH 變化帶來的影響,選擇半胱氨酸的濃度為10-2mol/L 時(shí)和半胱氨酸對(duì)照品作為在不同曝光時(shí)間下探討激光誘導(dǎo)反應(yīng)的體系來證實(shí)激光對(duì)半胱氨酸轉(zhuǎn)化成胱氨酸是否有影響。實(shí)驗(yàn)結(jié)果見圖6、圖7。
圖6 不同曝光時(shí)間下半胱氨酸(10 -2 mol/L)的拉曼譜圖Fig.6 Raman spectra of L-cysteine (10 -2 mol/L)under different exposure time
圖7 不同曝光時(shí)間下半胱氨酸對(duì)照品的拉曼譜圖Fig.7 Raman spectra of L-cysteine reference substance in solid state under different exposure time
由圖6、圖7 可知,不管是在GO/Ag NPs 基底上10-2mol/L 時(shí)的L-半胱氨酸樣品,還是單純的L-半胱氨酸固體對(duì)照品,在激光曝光時(shí)間大大增加時(shí),仍然沒有觀察到S─H 與S─S 之間的相互轉(zhuǎn)化,即沒有半胱氨酸與胱氨酸之間的相互轉(zhuǎn)化。由此,可以肯定,僅在激光輻照的條件下是不能夠?qū)Π腚装彼徂D(zhuǎn)化成胱氨酸產(chǎn)生誘導(dǎo)作用的,體系pH 變化是導(dǎo)致半胱氨酸轉(zhuǎn)化成胱氨酸的主要因素(圖8)。
圖8 半胱氨酸與胱氨酸分子在銀納米粒子表面的吸附及相互轉(zhuǎn)化Fig.8 The adsorption and transformation of L-cysteine and L-cystine molecules on surface Ag nanoparticles
采用GO/Ag NPs 復(fù)合材料作為拉曼光譜基底,監(jiān)測到了半胱氨酸與胱氨酸之間相互轉(zhuǎn)化的過程,并探究了產(chǎn)生這一相互轉(zhuǎn)化的主要原因,確定了在堿性條件下,有利于半胱氨酸與胱氨酸的相互轉(zhuǎn)化,并給出了可能的機(jī)理,為探究實(shí)際生物體系內(nèi)涉及巰基與二硫鍵間相互轉(zhuǎn)化的重要反應(yīng)提供了一定的參考依據(jù)。
[1] Jocelyn P C. Biochemistry of the SH Group[M]. New York:Academic Press,1972.
[2] Grzegorz Bulaj,Tanja Kortemme,David P Goldenberg. Ionization-reactivity relationships for cysteine thiols in polypeptides[J].Biochemistry,1998,37(25):8965-8972.
[3] McDonald N Q,Hendrickson W A.A structural superfamily of growth factors containing a cystine knot motif[J].Cell,1993,73:421-424.
[4] Gamcsik M P,Dubay G R,Cox B R.Increased rate of glutathione synthesis from cystine in drug-resistant MCF-7 cells[J].Biochem Pharmacol,2002,63:843-851.
[5] Fang Qingming,Anne M Noronha,Sebastian P Murphy,et al.Repair of O6-G-alkyl-O6-G inter-strand cross-links by human O6-alkylguanine-DNA alkyltransferase[J]. Biochemistry,2008,47(41):10892-10903.
[6] Douglas S Daniels,Tammy T Woo,Kieu X Luu,et al.DNA binding and nucleotide flipping by the human DNA repair protein AGT[J]. Nature Structural & Molecular Biology,2004,11(8):714-720.
[7] Hiram F Gilbert. Protein disulfide isomerase and assisted protein folding[J]. J Biol Chem,1997,272:29399-29402.
[8] Watson J Lees,George M Whitesides. Equilibrium constants for thiol-disulfide interchange reactions:A coherent,corrected set[J]. J Org Chem,1993,58(3):642-647.
[9] Tadashi Watanabe,Hiroyuki Maeda.Adsorption-controlled redox activity:Surface-enhanced Raman investigation of cystine versus cysteine on silver electrodes[J]. J Phys Chem,1989,93(8):3258-3260.
[10]Ouyang Lei,Zhu Lihua,Jiang Jizhou,et al. A surface-enhanced Raman scattering method for detection of trace glutathione on the basis of immobilized silver nanoparticles and crystal violet probe[J].Analytica Chimica Acta,2014,816:41-49.
[11]Chen Ji,Yao Bowen,Li Chun,et al. An improved hummers method for eco-friendly synthesis of graphene oxide[J].Carbon,2013,64:225-229.
[12]Jiang Jizhou,Ouyang Lei,Zhu Lihua,et al.Novel one-pot fabrication of Lab-on-a-Bubble @ Ag substrate without coupling-agent for surface enhanced Raman scattering[J].Scientific Reports,2014,3942:1-9.
[13] Zhang Zhe,Xu Fugang,Shu Wen,et al. A facile one-pot method to high-quality Ag-graphene composite nanosheets for efficient surface-enhanced Raman scattering[J].Chem Commun,2011,47:6440-6442.
[14]Heewon Lee,Myung Soo Kim,Se Won Suh. Raman spectroscopy of sulphur-containing amino acids and their derivatives adsorbed on silver[J]. Journal of Raman Spectroscopy,1911,22:91-96.
[15] Kwan Kim,YoonMi Lee,Hyang Bong Lee,et al. Visible laser-induced photoreduction of silver 4-nitrobenzenethiolate revealed by Raman scattering spectroscopy[J].Journal of Raman Spectroscopy,2010,41:187-192.
[16]Boris A Kolesov,Vasil S Minkov,Elena V Boldyreva,et al.Phase transitions in the crystals of L-and DL-cysteine on cooling:Intermolecular hydrogen bonds distortions and the side-chain motions of thiol-groups.1.L-cysteine[J].J Phys Chem B,2008,112:12827-12839.
[17] Li Huimin,George J Thomas Jr. Cysteine conformation and sulfhydryl interactions in proteins and viruses.1.Correlation of the Raman S─H band with hydrogen bonding and intramolecular geometry in model compounds[J]. J Am Chem Sot,1991,113(2):456-462.
[18]Li Huimin,Charles J Wurrey,George J Thomas Jr.Cysteine conformation and sulfhydryl interactions in proteins and viruses.2. Normal coordinate analysis of the cysteine side chain in model compounds[J]. J Am Chem SOC,1992,114:7463-7469.
[19]Kerr K A,Ashmore J P.Structure and conformation of orthorhombic L-cysteine[J]. Acta Crystallogr B,1973,29:2124-2127.
[20]Kerr K A,Ashmore J P,Koetzle T F.A neutron diffraction study of L-cysteine[J]. Acta Crystallogr B,1975,31:2022-2026.
[21]Drebushchak T N,Bizyaev S N,Boldyreva E V.Bis(DLcysteinium)oxalate[J].Acta Crystallogr C:Crystal Structure Communications,2008,64:313-315.
[22]Dobrowolski J C,Jamroz M H,Kolos R,et al. Theoretical prediction and the first IR matrix observation of several Lcysteine molecule conformers[J]. Chem Phys Chem,2007,8(7):1085-1094.
[23]Kandori H,Kinoshita N,Shichida Y,et al.Cysteine S─H as a hydrogen-bonding probe in proteins[J].J Am Chem Soc,1998,120:5828-5829.
[24]Paukov I E,Kovalevskaya Yu A,Boldyreva E V.Low-temperature thermodynamic properties of L-cysteine[J]. J Therm Anal Calorim,2008,93:2423-2428.