錢帥偉，丁樹哲

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運動性細胞自噬是調(diào)節(jié)骨骼肌代謝穩(wěn)態(tài)的內(nèi)置機制

錢帥偉1,2，丁樹哲1

細胞自噬作為骨骼肌必需的代償性內(nèi)置調(diào)節(jié)機制，可在運動、禁食、營養(yǎng)限制和肌肉收縮刺激等能量應激下，將胞漿中損傷或衰老的細胞組件(線粒體、內(nèi)質網(wǎng)、核糖體)、病菌和ROS等代謝廢物，以及糖原、脂質、非功能或功能性蛋白質等能源物質，轉運到溶酶體中消化降解，從而完善骨骼肌細胞質量控制，有效供給細胞更新和代謝平衡所需的能量與合成底物的一種分解代謝裝置。運動訓練不僅能通過細胞自噬完善骨骼肌線粒體質量控制，穩(wěn)定線粒體功能網(wǎng)絡，維持骨骼肌代謝穩(wěn)態(tài)，還能有效防治胰島素抵抗、肥胖和II型糖尿病等代謝疾病的發(fā)生。運動訓練介導的細胞自噬也可使骨骼肌質量及其功能根據(jù)運動項目的自身特點進行積極調(diào)整和適應，從而進一步維持骨骼肌代謝功能穩(wěn)態(tài)。

細胞自噬；骨骼??；運動訓練；代謝穩(wěn)態(tài)；線粒體質量控制；代謝疾病；肌肉質量

骨骼肌具有高度可塑性，其形態(tài)、結構和功能可隨著多種生理或病理性的持續(xù)刺激(如運動、運動不足、去神經(jīng)支配、電刺激和低氧等)而產(chǎn)生適應性改變。運動作為一種經(jīng)典的生理性刺激方式，可促發(fā)骨骼肌進行持續(xù)頻繁收縮，使其形態(tài)結構和生理功能根據(jù)運動項目的本質特點進行積極調(diào)整，并產(chǎn)生整體適應和良性重塑。一般來說，耐力運動可使骨骼肌新生血管增多，肌糖原儲量增加，氧化型肌纖維轉化率提高，線粒體含量增加、功能改善，從而防治冠心病和高血壓等心血管疾病[11]?？棺柽\動可使肌纖維增粗，橫截面積增大，肌肉質量和體積增加，從而防范衰老所致的骨骼肌流失、肌力下降和基礎代謝率失調(diào)[11]。而同期進行耐力運動和抗阻運動則可有效防治肥胖、代謝綜合征和II型糖尿病所致的胰島素抵抗和肌肉功能異常[9]。因此，不同方式運動馴化的骨骼肌結構和功能的積極適應與重塑是維持骨骼肌健康乃至整個機體健康的重要前提與基礎。

盡管運動可對骨骼肌乃至整個機體帶來積極的健康效益，但骨骼肌收縮或運動也產(chǎn)生了許多負面效應，如代謝副產(chǎn)物ROS的產(chǎn)生、衰老或錯誤折疊蛋白質的累積、非功能或損傷細胞組件(線粒體、核糖體和內(nèi)質網(wǎng)等)的聚集等[54]。這些代謝廢物若得不到及時清除和有效降解，不僅會減損運動帶來的積極健康效益，還可能導致骨骼肌代謝功能紊亂，甚至誘發(fā)細胞凋亡或死亡，從而損害骨骼肌健康。這說明，骨骼肌迫切需要通過一種內(nèi)源性代償調(diào)節(jié)裝置來清除這些代謝廢物，甚至產(chǎn)生能量底物，從而有效維持肌肉收縮和能量代謝穩(wěn)態(tài)。

近期研究充分表明，細胞自噬作為骨骼肌細胞中普遍存在的代謝現(xiàn)象，可在禁食、營養(yǎng)限制、運動和肌肉收縮刺激等能量應激下，將胞漿中損傷或衰老的細胞器、病菌和ROS等代謝廢物，以及非功能或功能性蛋白質、脂質和糖原等能源物質，轉運到溶酶體中消化降解，從而完善骨骼肌細胞質量控制，提供細胞更新和代謝平衡所需能量與合成底物的一種代謝裝置[45]。運動訓練不僅能通過細胞自噬完善骨骼肌線粒體質量控制，穩(wěn)定線粒體功能網(wǎng)絡，維持骨骼肌代謝穩(wěn)態(tài)，還能有效防治胰島素抵抗、肥胖和II型糖尿病等代謝疾病發(fā)生。運動訓練也可使骨骼肌質量及其功能根據(jù)運動項目的自身特點進行積極調(diào)整和適應，從而進一步穩(wěn)定骨骼肌代謝功能穩(wěn)態(tài)。因此，自噬在骨骼肌代謝功能穩(wěn)態(tài)調(diào)控方面具有不可或缺的重要作用。

1 細胞自噬是調(diào)節(jié)骨骼肌細胞代謝穩(wěn)態(tài)的內(nèi)置機制

骨骼肌不僅是機體最主要的運動應答器官，也是物質能量代謝的重要場所。骨骼肌收縮時，其能量需求急劇遞增，因此，能量的高效產(chǎn)出和穩(wěn)定供給是維持骨骼肌代謝穩(wěn)態(tài)的重要保證。營養(yǎng)充足或基礎狀態(tài)時，葡萄糖主要以糖原形式儲存在肝臟或骨骼肌中。葡萄糖饑餓或中、高等強度運動時，糖原可在糖原磷酸化酶作用下，水解產(chǎn)生游離葡萄糖，供肌細胞攝取和利用。但這種經(jīng)典過程并非游離葡萄糖產(chǎn)生和釋放的唯一機制。自噬在糖原降解過程中也同樣扮演不可或缺的重要角色。耐力運動可增強胰高血糖素的分泌能力，后者作為糖原降解的重要調(diào)節(jié)激素，可增強溶酶體酸性糖苷酶的活性，促使糖原通過自噬途徑降解，并產(chǎn)生游離葡萄糖，供骨骼肌收縮需要[27]。糖原自噬障礙可致自噬體或溶酶體中糖原異常儲積，誘發(fā)肌病(Pompe和Danon病)，而重新激活自噬則可有效緩解糖原負荷[46]。He等[19]研究發(fā)現(xiàn)，急性和耐力運動均可使野生型小鼠骨骼肌細胞自噬水平上升，糖代謝能力增強；但通過建立Bcl-2AAA(Thr69/Ser70/Ser84磷酸化位點缺失)自噬缺陷小鼠模型，發(fā)現(xiàn)急性運動或營養(yǎng)缺乏由于不能上調(diào)Bcl-2AAA小鼠骨骼肌自噬水平，致使葡萄糖轉運體4(glucose transporter type 4,GLUT4)轉運能力降低，葡萄糖耐受力下降，糖代謝平衡紊亂，運動耐力水平降低。提示，自噬對于維持骨骼肌糖代謝穩(wěn)態(tài)具有重要作用。肌細胞甘油三酯(intramyocellular triacylglycerol,IMTG)僅占機體總儲脂的1%～2%，但在90 min的中等強度運動時，可提供高達25%的能量供應[11]。能量匱乏和耐力運動均可使IMTG在脂肪甘油三酯酶(adipose triglyceride lipase,ATGL)和激素敏感性脂肪酶(hormone sensitive lipase,HSL)作用下，分解產(chǎn)生自由脂肪酸，供肌細胞氧化利用[27]。自噬也是促進自由脂肪酸產(chǎn)生和釋放的重要代謝裝置。禁食、饑餓或運動時，骨骼肌可通過脂質自噬，將脂滴裹入自噬體，隨后被溶酶體酸性脂肪酶降解為游離脂肪酸，供肌肉收縮利用。自噬功能異?？墒笽MTG降解障礙，脂滴在胞漿過度儲積，降低脂肪酸β氧化和ATP產(chǎn)出率，導致骨骼肌代謝紊亂，甚至誘發(fā)血脂異常、肥胖和II型糖尿病等代謝疾病發(fā)生。盡管葡萄糖和自由脂肪酸是骨骼肌收縮時的重要供能物質，蛋白質或氨基酸也是必不可少的能量底物。中等強度運動時，蛋白質代謝的能量供應約占5%～15%，甚至90 min的高強度運動時，其可提供高達20%的能量供應[11]。骨骼肌作為機體最大的蛋白質儲存庫，可在能量耗竭或長時間運動時，通過自噬途徑降解肌肉蛋白質，產(chǎn)生氨基酸等能量底物，為肌肉收縮提供能量來源，或供合成新的蛋白質。能量匱乏時，骨骼肌、肝臟等組織可通過自噬途徑降解蛋白質，產(chǎn)生谷氨酰胺、丙氨酸等多種氨基酸，釋放入血液，為自身或其他組織提供充足的能量來源[27]。這說明，自噬介導的蛋白質水解對于維持氨基酸代謝水平和能量穩(wěn)態(tài)具有至關重要的作用。此外，自噬也可通過降解胞漿中損傷的細胞器、ROS等代謝廢物，從而有效維持骨骼肌質量和力量。骨骼肌Col6a1-/-小鼠由于自噬缺陷而使肌漿網(wǎng)擴張，空泡化，損傷細胞器異常聚集，氧化應激水平提高，并出現(xiàn)肌肉萎縮和肌力下降等癥狀，即使通過遞增跑臺訓練也不能逆轉自噬水平的降低，以及肌肉質量和力量的下降[17]。

這說明，細胞自噬既可降解胞漿中儲積的能源物質，產(chǎn)生多種能量底物，為肌肉收縮或代謝提供穩(wěn)定的能量來源；也可回收胞漿中聚集的代謝廢物，從而進一步維持骨骼肌質量，穩(wěn)定骨骼肌代謝功能穩(wěn)態(tài)。自噬通路障礙可引起整個機體代謝功能紊亂，導致肌肉衰減征、胰島素抵抗、肥胖、II型糖尿病和衰老等代謝疾病發(fā)生。因此，細胞自噬是骨骼肌代謝穩(wěn)態(tài)必需的內(nèi)置調(diào)節(jié)機制。

2 骨骼肌細胞自噬關鍵激活通路

2.1 mTOR/ULK1信號軸

禁食、能量匱乏、去神經(jīng)支配、低氧和運動等外源性應激刺激均可誘導細胞自噬[13]。最經(jīng)典的自噬誘導途徑是通過哺乳動物雷帕霉素靶蛋白(mammalian target of rapamycin,mTOR)與ULK1(UNC51-like kinase)復合物之間的相互作用來實現(xiàn)的。mTOR是一種保守的絲/蘇氨酸蛋白激酶，在調(diào)節(jié)細胞生長、分化、增殖、凋亡和自噬等方面具有重要作用。ULK1復合物主要由ULK1、FIP200和Atg13等自噬蛋白組成，該復合物的形成是誘導自噬的前提與關鍵[60]。正常生理情況下，mTOR可磷酸化抑制ULK1和Atg13的活性，阻止ULK1復合物形成，使自噬保持基礎水平；但生長因子下降、營養(yǎng)匱乏時，mTOR受到抑制，從而解除其對ULK1和Atg13的磷酸化，形成ULK1-Atg13-FIP200復合物，誘導細胞自噬[25]。

氨基酸、生長因子等應激性刺激可選擇性激活磷脂酰肌醇3-激酶(phosphotidylinositol 3-kinase,PI3K)/蛋白激酶B(protein kinase B,Akt)通路，Akt被激活后，可磷酸化TSC1/2 Thr1462位點，并通過與Rheb-GTP作用，激活mTOR，后者可磷酸化ULK1 Ser757位點，抑制其與Atg13的結合能力，從而抑制ULK1-Atg13-FIP200復合物形成，減弱自噬活性[25]。腺苷酸活化蛋白激酶(AMP activated protein kinase,AMPK)作為能量狀態(tài)的敏感感受器，是細胞自噬的重要激活因子。缺血、低氧、營養(yǎng)匱乏、禁食、急性或耐力運動均可引起骨骼肌細胞環(huán)境急劇變化，使AMP/ATP比率升高，進而激活AMPK，后者可磷酸化Raptor Ser722/Ser792位點，募集14-3-3蛋白與Raptor結合，從而抑制mTOR，解除其對ULK1的磷酸化，激活細胞自噬；或通過磷酸化TSC2 Thr1227/Ser1345位點，進而抑制mTOR，誘導細胞自噬[13,54]。AMPK也可直接磷酸化ULK1 Ser317/Ser555/Ser467/Ser637/Ser777位點，增強ULK1的活性，促進ULK1-Atg13-FIP200復合物形成，誘導細胞自噬[54]。

但近期研究發(fā)現(xiàn)，mTOR也可通過ULK1非依賴性途徑調(diào)節(jié)自噬水平。轉錄因子EB(transcription factor EB,TFEB)在溶酶體生物發(fā)生和自噬激活等方面具有重要作用[57]?；A狀態(tài)下，V-ATPase、Rag GTPase等因子可募集mTOR至溶酶體膜，并磷酸化TFEB Ser142/Ser211位點，將TFEB阻滯在胞漿，從而抑制溶酶體生物發(fā)生；但能量匱乏可抑制mTOR，使其從溶酶體上解離，重新恢復TFEB的核定位，促進溶酶體生物發(fā)生和自噬激活[57](圖1)。

2.2 Bcl-2/Beclin1復合體

Bcl-2/Beclin1復合體是細胞自噬的另一條重要激活通路。Beclin1作為酵母自噬基因Atg6/Vps30的同源物，可通過其自身結構域與Vps34、Vps15、UVRAG和Ambra1等蛋白相互作用，并組成復合體，促進自噬體形成與成熟，增強自噬活性，但該通路卻受到抗凋亡蛋白Bcl-2的調(diào)控[52]。

正常生理情況下，Bcl-2與Beclin1結合能力較強，從而抑制Beclin1與Vps34、Vps15等自噬蛋白形成復合體，使自噬保持基礎水平。但氧化應激、營養(yǎng)匱乏等外源性刺激可引起骨骼肌c-JunN末端激酶JNK1的激活，并磷酸化Bcl-2，導致Bcl-2/Beclin1復合物的有效解離與Beclin1的釋放，從而激活細胞自噬[19,23]。He等[19]通過建立Bcl-2AAA自噬缺陷小鼠模型，發(fā)現(xiàn)饑餓、急性或耐力運動由于不能磷酸化骨骼肌和心肌Bcl-2，使Beclin1與Bcl-2不能成功解離，自噬活性嚴重削弱，糖代謝平衡紊亂，運動耐力水平降低。McMillan等[43]研究也發(fā)現(xiàn)，耐力性有氧運動可磷酸化骨骼肌和心肌Bcl-2 Ser87位點，降低Bcl-2蛋白含量，提高p-Bcl-2/Bcl-2比率，促進Bcl-2/Beclin1復合體的解離和Beclin1的釋放，激活細胞自噬，且認為這是獨立于AMPK/ULK1、Akt/mTOR/ULK1和Akt/FoxO3等通路的新型自噬誘導途徑。AMPK也是Bcl-2/Beclin1復合物的重要調(diào)節(jié)因子。葡萄糖饑餓時，AMPK可磷酸化Vps34 Thr163/Ser165位點，抑制胞漿中不參與自噬的Vps34復合物，并磷酸化Beclin1 Ser91/Ser94位點，促進參與自噬的Vps34復合物的形成，上調(diào)細胞自噬[24]。

但近期研究發(fā)現(xiàn)，氨基酸匱乏或mTOR受到抑制時，ULK1可與UVRAG結合，并磷酸化Beclin1 Ser14位點，促進Bcl-2與Beclin1的解離，形成Beclin1-Atg14L-Vps34復合物，誘導細胞自噬[52]。這說明，Bcl-2/Beclin1復合體也可通過mTOR/ULK1依賴性方式，誘導細胞自噬(圖1)。

圖1 本研究mTOR/ULK1和Bcl-2/Beclin1調(diào)控骨骼肌細胞自噬的分子機制示意圖

2.3 FoxO3

叉頭框蛋白O3(forkhead box protein O3,FoxO3)屬于Forkhead蛋白家族的重要成員之一，在細胞增殖、分化、凋亡和自噬等方面具有重要作用。以前研究表明，F(xiàn)oxO3主要通過轉錄激活肌萎縮相關基因atrogin-1和MuRF1的表達，通過泛素-蛋白酶體途徑降解肌肉蛋白質[45,56]。但近期研究發(fā)現(xiàn)，耐力運動、去神經(jīng)支配和禁食時，F(xiàn)oxO3也可轉錄激活自噬相關基因LC3、Gabarapl1、Bnip3、ULK2、Atg4、Atg5、Atg12和Atg16的表達，誘導細胞自噬[21,40]。這說明，F(xiàn)oxO3誘導的骨骼肌細胞自噬也是獨立于mTOR/ULK1的重要激活通路。

FoxO3的翻譯后修飾也是調(diào)節(jié)骨骼肌自噬通量水平的重要因素[60]。能量充裕時，Akt可磷酸化FoxO3 Thr32/Ser315/Ser253位點，阻遏其入核，抑制其介導的自噬基因轉錄，從而下調(diào)自噬水平[55]。Reynolds等[49]研究表明，Akt1/2-/-小鼠骨骼肌Bnip3和Gabarapl1表達升高，提示，Akt是FoxO3介導細胞自噬的重要抑制因子。AMPK在FoxO3介導的自噬通路中也具有重要作用。AMPK可磷酸化FoxO3 Ser588/Ser413位點，使其轉錄活性增強，促進細胞自噬[55]。沉默信息調(diào)節(jié)因子1(Sirtuin1,SIRT1)是一種煙酰胺腺嘌呤二核苷酸(NAD+)依賴的組蛋白去乙?；?。在胞漿中，SIRT1可直接去乙酰化激活Atg5、Atg7、Atg12和LC-3等自噬蛋白，誘導細胞自噬；但在胞核中，SIRT1則可去乙酰化多種轉錄因子，如p53、NF-kB、FoxO1、FoxO3和PGC-1α等，從而調(diào)節(jié)自噬水平[13]。禁食或運動可激活骨骼肌AMPK，并通過調(diào)節(jié)NAD+/NADH的比率，促進SIRT1依賴的FoxO3、FoxO1和PGC-1α去乙?；せ?，從而誘導細胞自噬，產(chǎn)生能量底物[7,13]。CBP/P300是一種組蛋白乙?；福山閷Ъ毎L、分化、凋亡、自噬和DNA損傷修復等過程[29]，其不僅能乙?；疞C-3、Atg5、Atg7和Atg12等自噬蛋白，也可乙?；种艶oxO3及其介導的自噬基因轉錄，從而下調(diào)自噬水平[29]。

miRNAs是近期研究較多的一類非編碼小RNA分子，可通過降低其靶基因mRNA穩(wěn)定性和翻譯抑制的方式參與靶基因表達的調(diào)控。C2C12肌細胞轉染miR-182可靶向抑制FoxO3 mRNA和蛋白表達，并下調(diào)atrogin-1、Atg12、Cathepsin L和LC-3的表達[20]。體內(nèi)研究也證實，糖尿病大鼠骨骼肌miR-182水平的降低可使FoxO3過量表達，引起自噬過度激活，導致肌肉萎縮和肌力下降[20]。這說明，miRNAs也是FoxO3介導自噬通路的重要調(diào)節(jié)因子(圖2)。

圖2 本研究FoxO3調(diào)控骨骼肌細胞自噬的分子機制示意圖

3 運動訓練通過細胞自噬調(diào)節(jié)骨骼肌代謝功能穩(wěn)態(tài)的內(nèi)置機制

線粒體是一種雙層膜封閉式細胞器，其形態(tài)、結構、數(shù)量和質量具有高度可塑性。線粒體也是生物氧化和能量交換的重要場所，可通過三羧酸循環(huán)和氧化磷酸化產(chǎn)生ATP，為生命活動提供能量和生物合成底物[11]。肌肉收縮或運動時，其能量需求急劇遞增，這些能量主要來自線粒體氧化代謝。因此，促進線粒體生物發(fā)生或維持其質量控制是穩(wěn)定線粒體功能，保證肌肉收縮所需能量供應的重要保證。

PGC-1α被公認為運動誘導線粒體生物發(fā)生的萬能調(diào)節(jié)因子。急性運動[8]、耐力運動[59]和高強度間歇運動[33]均可促進骨骼肌PGC-1α mRNA和蛋白表達，后者可輔助雌激素相關受體γ(estrogen-related receptor γ,ERRγ)、核呼吸因子2( nuclear respiratory factor 2,NRF2)、NRF1和線粒體轉錄因子A(transcription factor A mitochondria,TFAM)等因子激活核編碼或線粒體編碼的基因，從而促進線粒體生物發(fā)生，增加線粒體數(shù)量和體積。運動通過PGC-1α誘導的線粒體生物發(fā)生也受到多種信號通路的正性調(diào)節(jié)，如p38 MAPK/ATF2、Ca2+/鈣調(diào)磷酸酶(calcineurin,CaN)和Ca2+/CaMKIV，以及AMPK的磷酸化和SIRT1的去乙?；揎椀萚51]。

但運動通過促進線粒體生物發(fā)生供給能量的同時，也產(chǎn)生了副產(chǎn)物ROS。適量水平的ROS可作為信號分子參與細胞信號轉導，調(diào)節(jié)細胞生長、分化和存活，甚至對外源性病原體也有殺傷或清除作用，但過量的ROS則可攻擊DNA、蛋白質和脂質，損害線粒體結構和功能的完整性，使損傷線粒體異常累積，并產(chǎn)生更多ROS，導致過氧化連鎖反應，甚至啟動線粒體介導的凋亡[13]。因此，為了穩(wěn)定細胞的正?；顒訝顟B(tài)，線粒體亟需通過融合與分裂循環(huán)進行組分重組，使受損或功能失調(diào)的線粒體隔離出線粒體網(wǎng)絡，并進行特異性修復或清除，從而維持線粒體結構和功能的完整性。線粒體融合分裂事件主要涉及線粒體融合關鍵蛋白(Mfn1/2、Opa1等)和分裂關鍵蛋白(Drp1、Fis1等)的參與[2]。這些蛋白的協(xié)同配合共同維持線粒體結構的動力學變化。運動促發(fā)的能量代謝環(huán)境的劇烈變化可引起線粒體融合分裂的動態(tài)調(diào)整。耐力運動、高強度間歇運動均可促進骨骼肌Mfn1/2和Opa1的表達，提示，線粒體融合是線粒體對能量需求急劇變化的一種快速應答機制[2]。但也有研究表明，耐力運動可促進骨骼肌Mfn2 mRNA表達和Drp1的磷酸化[51]，使線粒體融合與分裂能力均進行動態(tài)調(diào)整和適應。而后肢去負荷或運動不足則可抑制Mfn2和Drp1的表達[48]，降低線粒體融合分裂能力。甚至Garnier等[15]研究認為，耐力訓練可誘導骨骼肌Mfn2和Drp1的表達，這與PGC-1α升高呈正相關。但總體而言，耐力運動可改變線粒體融合分裂的動態(tài)平衡能力，但使其更傾向于融合，從而增加線粒體含量(代謝底物、線粒體DNA和蛋白質等)，且這種變化很可能受PGC-1α驅動；肌肉廢用或運動不足則使線粒體更趨向于分裂，使線粒體呈碎裂或斷裂化，致使能量代謝紊亂，ATP產(chǎn)出降低，ROS產(chǎn)生增多[64]。

線粒體的動態(tài)變化分裂最終產(chǎn)生兩個不均勻的子代，其中，膜電位嚴重衰減的線粒體子代，以及超出自身修復能力的線粒體，可通過自噬途徑選擇性降解(即線粒體自噬)。線粒體自噬是指在ROS、營養(yǎng)匱乏和細胞衰老等應激性刺激下，線粒體產(chǎn)生去極化損傷，隨后被裹入自噬體，并與溶酶體融合，完成損傷線粒體消化降解，從而維持線粒體穩(wěn)態(tài)的一種代謝裝置[28]。目前普遍認為，Pink1、Parkin和Bnip3/Nix是參與線粒體修復及線粒體自噬的特異性蛋白。Pink1是一種絲/蘇氨酸蛋白激酶，其在健康線粒體中可被線粒體蛋白水解酶迅速降解；但損傷或衰老線粒體Pink1降解機制障礙，致使Pink1過度累積，其可磷酸化并募集Parkin選擇性轉位到受損線粒體，而后介導Mfn1/2和Drp1等蛋白的泛素化，參與線粒體自噬[28]。Bnip3/Nix主要位于線粒體外膜，可與自噬蛋白LC-3相互作用，介導線粒體靶向轉入自噬體消化降解。自噬對線粒體的選擇性降解決定了自噬相關基因的表達具有肌纖維特異性，由于LC3B、Gabarapl1、Bnip3和Parkin是參與線粒體自噬的關鍵蛋白，故其主要分布于高氧化型骨骼肌(如比目魚肌)，而ULK1、Atg5和Atg12等自噬蛋白主要分布于糖酵解型骨骼肌(脛骨前肌、趾長伸肌和腓腸肌等)[54]。早期研究[53]發(fā)現(xiàn)，小鼠進行劇烈跑臺訓練后，胞漿自噬泡出現(xiàn)不同降解階段的線粒體，提示，自噬可降解損傷線粒體等亞細胞組件，為肌纖維再生提供組裝底物。Lira等[32]研究發(fā)現(xiàn)，耐力訓練可顯著增強骨骼肌Atg7、Beclin1和LC3-II等自噬蛋白的表達，提高LC3-II/LC3-I比率，降低P62/SQSTM1蛋白含量，并可促進線粒體自噬蛋白Bnip3表達，改善骨骼肌基礎自噬和線粒體自噬水平，降解損傷或衰老線粒體，穩(wěn)定線粒體代謝適應和運動耐力水平。崔迪等[1]研究發(fā)現(xiàn)，長期高脂膳食可降低骨骼肌Bnip3/Nix mRNA表達，但耐力訓練可增強高脂膳食小鼠骨骼肌Pink1、Parkin和Nix/Bnip3的表達，誘導線粒體自噬，降解損傷或衰老線粒體，穩(wěn)定線粒體功能。這說明，耐力運動誘導的線粒體自噬是促進線粒體進行更新循環(huán)和功能改善的重要內(nèi)置機制。

但更多研究認為，運動誘導的線粒體更新循環(huán)和功能改善依賴于線粒體自噬與線粒體生物發(fā)生、融合分裂循環(huán)的耦聯(lián)發(fā)生和協(xié)調(diào)適應。Guo等[18]研究發(fā)現(xiàn)，睪酮+低強度耐力訓練既可促進線粒體融合分裂基因Mfn2和Drp1的表達，也可增強線粒體自噬蛋白LC3-II和Parkin的表達，從而穩(wěn)定線粒體質量控制，抑制骨骼肌氧化損傷。Jamart等[22]研究表明，急性低強度耐力運動可增強禁食狀態(tài)小鼠骨骼肌PGC-1α、LC3b-II、Atg12、Drp1、Bnip3和Parkin的表達，增加LC3b-II/LC3b-I比率，促進線粒體生物發(fā)生、融合分裂和線粒體自噬，穩(wěn)定線粒體質量控制。Vainshtein等[63]研究表明，急性力竭運動可促進骨骼肌線粒體自噬蛋白Parkin和分裂蛋白Drp1的表達，增強線粒體融合分裂和自噬能力，且該變化機制部分受到PGC-1α的調(diào)控。Verso等[36]研究發(fā)現(xiàn)，骨骼肌Atg7-/-小鼠出現(xiàn)嚴重的線粒體功能受損和氧化應激等癥狀，而離心收縮運動可加重非功能線粒體的聚集和ROS的產(chǎn)生。并認為，離心收縮損傷刺激時，線粒體質量控制的完整性是維持線粒體功能穩(wěn)態(tài)的重要前提與基礎[36]。

這說明，線粒體功能網(wǎng)絡的完整性離不開線粒體質量控制，即線粒體生物發(fā)生、融合分裂和線粒體自噬等過程。運動既可誘導線粒體生物發(fā)生，促進融合分裂循環(huán)的動態(tài)調(diào)整，也可通過線粒體自噬途徑回收損傷或衰老的線粒體，產(chǎn)生新的、健康的線粒體，使線粒體進行整體調(diào)整和適應，從而維持骨骼肌代謝功能穩(wěn)態(tài)[64](圖3)。

首先從產(chǎn)品結構上看，家電市場迎來新一輪的結構調(diào)整升級階段。彩電市場，曲面電視、超輕薄電視的占比持續(xù)提升。冰箱市場結構升級加速，多門市場持續(xù)爆發(fā)，對開門市場也走出價格戰(zhàn)的陰霾，風冷向兩門和三門產(chǎn)品持續(xù)擴散。洗衣機市場，以10KG為代表的大容量滾筒洗衣機引領市場發(fā)展，滾筒產(chǎn)品持續(xù)擠壓波輪產(chǎn)品的份額，而其中的洗烘一體機則成為今年洗衣機市場上最亮眼的黑馬。空調(diào)市場，柜機的份額持續(xù)擴大，而變頻柜機則成為市場的利潤中心。廚衛(wèi)電器市場中，近吸式油煙機高速增長以及大火力、高能效、防干燒等節(jié)能安全類燃氣灶產(chǎn)品的快速增長；小家電市場，破壁料理機成為市場新增長亮點，成長性斐然。

圖3 本研究運動對骨骼肌線粒體質量控制的調(diào)控機制示意圖[28]

3.2 運動訓練通過細胞自噬防治代謝相關疾病的分子機制

代謝疾病是由于營養(yǎng)攝取水平改變，能量存儲、釋放或消耗異常，細胞信號調(diào)控機制障礙，激素分泌紊亂等病因導致機體代謝功能失調(diào)而誘發(fā)的疾病。常見的代謝疾病主要有肥胖、II型糖尿病、肌病、衰老和癌癥等。自噬作為骨骼肌中普遍存在的分解代謝調(diào)節(jié)裝置，可清除損傷或衰老的細胞器、ROS等代謝廢物，降解糖類、脂類和蛋白質等能源儲積物，從而維持骨骼肌代謝穩(wěn)態(tài)，防治代謝疾病發(fā)生[45]。目前，有關運動通過骨骼肌細胞自噬防治代謝疾病的研究主要集中于肥胖和II型糖尿病。

骨骼肌是胰島素依賴的葡萄糖攝取和利用的主要靶器官，也是肥胖和II型糖尿病產(chǎn)生胰島素抵抗的重要作用部位。自噬在骨骼肌葡萄糖利用和胰島素抵抗等方面具有重要調(diào)節(jié)作用。He等[19]研究發(fā)現(xiàn)，急性或耐力運動、營養(yǎng)限制可增強野生型小鼠骨骼肌自噬水平，并可顯著改善高脂膳食誘導的骨骼肌葡萄糖耐受力下降、瘦素抵抗和高脂血癥；但Bcl-2AAA、Beclin1+/-和Atg16l1HM等自噬缺陷小鼠在運動后不僅沒有出現(xiàn)上述良性效應，反而加重胰島素抵抗和糖代謝紊亂等癥狀，這與運動誘導的骨骼肌葡萄糖攝取、利用和代謝機制障礙有關。這項研究為運動訓練通過細胞自噬防治肥胖和II型糖尿病開啟了新思路。

肥胖是一種以脂質代謝紊亂為主的代謝疾病，其骨骼肌的主要病理特征是脂滴在胞漿異位儲積，并伴有胰島素抵抗、線粒體功能障礙、內(nèi)質網(wǎng)應激和葡萄糖耐量下降等癥狀。許多研究認為，這與肥胖患者營養(yǎng)過剩導致的骨骼肌自噬活性嚴重削弱有關[12,34,35]。Lv等[37]研究也證實，高糖、高脂膳食均可升高血漿胰島素水平，導致骨骼肌mTOR的激活，從而削弱自噬活性。而耐力運動則可通過調(diào)節(jié)骨骼肌自噬水平，改善肥胖患者的相關病理癥狀。崔迪等[1]研究表明，長期高脂膳食可抑制小鼠骨骼肌ULK1、Atg13和Bnip3/Nix mRNA的表達，降低LC3-II/LC3-I比率，增加P62/SQSTM1蛋白含量，從而下調(diào)自噬水平，導致非功能線粒體異常累積，使細胞面臨凋亡或壞死風險；而耐力訓練則可增加LC3-II蛋白含量，改善Pink1、Parkin和Bnip3/Nix信號轉錄水平，上調(diào)骨骼肌基礎自噬和線粒體自噬水平。Fealy等[12]研究認為，肥胖誘導的線粒體質量控制異常是線粒體功能障礙、胰島素抵抗、甚至II型糖尿病的重要致因，12周耐力訓練可下調(diào)肥胖型胰島素抵抗老年人股外側肌Drp1 Ser616磷酸化水平，促進Opa1和DNM1L/Drp1的表達，并使Mfn1/2、Pink1和Park2表達也略有增加，從而穩(wěn)定線粒體融合分裂和線粒體自噬，增強胰島素敏感性和脂肪酸氧化能力[12]。Liu等[34]研究表明，長期高脂膳食可使小鼠血清瘦素、甘油三酯和膽固醇水平升高，葡萄糖耐受力下降，胞漿脂滴過度儲積，這與自噬活性減弱有關；耐力訓練可逆轉高脂膳食誘導的葡萄糖耐受力下降和脂滴過度累積，其與耐力訓練時骨骼肌AMPK與Sestrin2/3的相互作用，以及其誘導的基礎自噬水平升高密切相關[34]。這說明，耐力訓練可重新激活肥胖癥骨骼肌細胞自噬和線粒體自噬，降解脂滴和損傷線粒體等易聚集物，改善線粒體功能，抑制糖耐量下降和胰島素抵抗等癥狀。

糖尿病是一種在病理機制上與肥胖有著明顯區(qū)別的能量代謝疾病，但也存在胰島素抵抗、線粒體功能障礙和骨骼肌流失等癥狀。Lv等[37]研究表明，鏈脲佐菌素致II型糖尿病大鼠由于胰島素缺乏而導致骨骼肌mTOR的抑制和FoxO3的激活，從而使自噬過度激活。Yan等[65]研究發(fā)現(xiàn)，GK糖尿病大鼠存在嚴重的氧化應激、線粒體功能障礙、糖代謝紊亂和肌肉流失等癥狀，這與LC3-II、Beclin1和Drp1等蛋白過量表達有關；抑制ROS-ERK/JNK-p53信號通路可降低氧化應激，下調(diào)自噬水平，改善葡萄糖代謝，抑制骨骼肌過度流失。運動訓練也可通過調(diào)節(jié)自噬通量水平，抑制糖尿病所致的骨骼肌代謝功能紊亂。Lee等[30]研究發(fā)現(xiàn)，鏈脲佐菌素致II型糖尿病大鼠存在骨骼肌質量下降、肌肉萎縮和流失等癥狀，這與自噬過度激活有關；強迫性游泳訓練可顯著降低LC3-II蛋白含量，使自噬下調(diào)至基礎水平，從而減少骨骼肌過度流失。

這說明，運動訓練既可上調(diào)肥胖癥骨骼肌細胞自噬和線粒體自噬水平，降解脂滴、損傷或衰老蛋白質和細胞器，改善糖耐量下降和胰島素抵抗等癥狀；也可將糖尿病骨骼肌細胞自噬穩(wěn)定至基礎水平，從而抑制線粒體功能障礙，改善糖代謝紊亂和骨骼肌質量下降等癥狀。

3.3 運動訓練通過細胞自噬維持骨骼肌質量及其功能完整性的分子機制

3.3.1 抗阻運動通過細胞自噬優(yōu)化骨骼肌質量及其功能的分子機制

骨骼肌質量受到蛋白質合成與降解速率的嚴密控制與精細調(diào)節(jié)。一般來說，抗阻運動可刺激骨骼肌蛋白質合成，增加肌肉質量和體積，使骨骼肌產(chǎn)生適應性肥大。抗阻運動誘導的肌肉蛋白質合成受到多條信號通路的調(diào)控。其中，PI3K/Akt/mTOR通路是促進肌肉蛋白質合成，維持骨骼肌質量及其功能最經(jīng)典、最重要的信號通路。

以前研究充分表明，抗阻運動可選擇性激活PI3K/Akt/mTOR/S6K1、PI3K/Akt/mTOR/eIF-4E-BP-1/eIF4E、PI3K/Akt/mTOR/GSK-3β/eIF2B等信號通路，促進肌肉蛋白質合成，增加骨骼肌質量和力量。PGC-1α是耐力運動誘導線粒體生物發(fā)生的萬能轉錄共激活因子，抗阻運動一般不能通過PGC-1α促進肌肉蛋白質合成。但抗阻運動卻可激活PGC-1α的一個重要亞型——PGC-1α4，誘導IGF1結合蛋白的表達，抑制肌肉生長抑制素(myostatin)的基因轉錄，促進mTOR的激活和S6K1水平的增加，增加肌肉質量和體積[50]。

抗阻運動不僅能刺激肌肉蛋白質合成通路，還能抑制蛋白質降解通路，從而進一步維持骨骼肌質量。FoxO3是一種重要的轉錄調(diào)節(jié)因子，可誘導肌萎縮相關基因atrogin-1和MuRF1的表達，通過泛素-蛋白酶體途徑降解肌肉蛋白質[56]；也可誘導自噬相關基因LC3、Gabarapl1、Bnip3、ULK2、Atg4、Atg 5、Atg 12和Atg 16的表達，通過自噬-溶酶體途徑降解肌肉蛋白質[40]。有研究表明，抗阻訓練可激活Akt，并磷酸化FoxO3 Thr32/Ser253位點，阻遏其核轉位，抑制其介導的兩條轉錄激活機制，減少肌肉蛋白質降解[31]。抗阻訓練也可激活PI3K/Akt通路，增強mTORC2的活性，磷酸化抑制FoxO3及其介導的蛋白降解通路。而近期一些研究通過檢測FoxO3介導的下游靶基因，進一步證實了抗阻運動介導的Akt/FoxO3通路可下調(diào)骨骼肌自噬水平。例如，F(xiàn)ry等[14]研究表明，急性抗阻運動可顯著降低骨骼肌LC3-II/LC3-I比率和Gabarap mRNA表達，抑制自噬活性。急性抗阻運動可抑制骨骼肌LC3B-II蛋白表達，下調(diào)自噬水平，減少肌肉蛋白質降解[16]。但近期也有研究發(fā)現(xiàn)，14天慢性超負荷(抗阻運動)在通過PI3K/Akt/mTOR通路刺激骨骼肌肥大的同時，也可通過mTOR磷酸化ULK1 Ser757位點，抑制ULK1介導的自噬通路，從而下調(diào)自噬水平，減少蛋白質降解[58]。這說明，抗阻運動既可激活Akt/FoxO3通路，抑制FoxO3介導的轉錄激活機制，減少肌肉蛋白質分解；也可激活mTOR/ULK1通路，下調(diào)自噬水平，抑制肌肉蛋白質降解。

然而，這種研究結論雖然為解釋抗阻運動可抑制肌肉蛋白質降解，從而進一步增加骨骼肌質量提供了良好的證據(jù)支持，但卻無法解釋抗阻運動刺激肌肉收縮時產(chǎn)生的代謝廢物(如ROS、損傷或衰老細胞器等)的清除機制。而一些研究也從不同視角證明了自噬在骨骼肌質量維持中的重要作用。骨骼肌Atg7-/-小鼠可出現(xiàn)肌漿網(wǎng)腫脹、損傷線粒體異常聚集和肌節(jié)錯亂等超微結構紊亂，并存在氧化應激、肌肉萎縮和肌力下降等癥狀[41]。提示，自噬缺陷不僅不能有效維持骨骼肌質量，反而加重肌肉流失。而骨骼肌Laminin-2-/-小鼠卻因自噬過度激活而出現(xiàn)肌肉萎縮和肌營養(yǎng)不良等癥狀[6]。這說明，過高或過低的自噬水平均可使骨骼肌流失，不益于骨骼肌健康，適度的自噬水平對于維持骨骼肌質量及其功能完整性的意義更加重大。因此，抗阻運動時骨骼肌保持適度的自噬活性或許更能有效維持甚至優(yōu)化骨骼肌質量及其功能[3,58]。

近期一些研究已經(jīng)從不同層面論證了抗阻運動誘導骨骼肌細胞自噬的可能分子機制。例如，筆者曾經(jīng)指出，抗阻運動時骨骼肌中可能存在其他自噬通路(如Beclin1-Vps34通路)，且該自噬通路在骨骼肌中可能占據(jù)極其重要的地位[3]。最近Neel等[45]也指出，骨骼肌mTOR/ULK1通路僅控制10%的自噬流量，而Akt(Akt/FoxO3和Akt/mTOR通路)可控制50%的自噬流量，其余自噬流量可能由Bcl-2/Beclin1-Vps34[38]、伴侶蛋白輔助選擇性自噬(chaperone-assisted selective autophagy,CASA)[62]等通路控制。Mackenzie等[39]研究表明，抗阻運動可使骨骼肌Vps34水平增加，后者既可感受S6K1的變化，也可參與自噬途徑中的蛋白質降解。并發(fā)現(xiàn)，骨骼肌S6K1在抗阻運動后30 min開始增加，并持續(xù)18 h，而Vps34在抗阻運動后3 h開始增加，并維持6 h[39]。從Vps34升高及其與Beclin1的關系可知，Vps34既可作為mTOR上游信號分子刺激肌肉蛋白質合成，也可激活Beclin1-Vps34通路，增加自噬通量水平，降解蛋白質和破損細胞器。該研究組[38]隨后發(fā)現(xiàn)，抗阻運動在促進蛋白質合成和肌肉質量增加的同時，也部分增加了蛋白質降解，這是通過激活Vps34來實現(xiàn)的。因此，抗阻運動很可能通過Vps34-Beclin1通路誘導細胞自噬，降解胞漿代謝廢物。但Mackenzie等[38]同時指出，抗阻運動時Vps34與mTOR介導的蛋白質合成通路的關系可能更密切一些。這說明，抗阻運動通過Beclin1-Vps34通路調(diào)節(jié)骨骼肌細胞自噬的分子機制仍需進一步研究和證實。

CASA是一種主要回收肌小節(jié)細絲蛋白的新型選擇性自噬降解途徑，其組件蛋白主要包括HSPA8/HSC70、HSPB8/HSP22、BAG3和SYNPO2等[5,62]。CASA可在機械張力刺激下(如抗阻運動)降解細胞骨架蛋白組件，穩(wěn)定肌肉蛋白質量控制，并在骨骼肌氧化損傷保護和內(nèi)環(huán)境穩(wěn)態(tài)維持等方面發(fā)揮重要作用，其功能異常是骨骼肌營養(yǎng)不良和心肌病的重要致因[5]。Ulbricht等[62]研究表明，4周重復性抗阻訓練可增加骨骼肌CASA組件蛋白(BAG3、HSPB8、SYNPO2和SQSTM1)表達，增強自噬活性，降解細胞骨架蛋白和損傷細胞器，并產(chǎn)生氨基酸等能量底物，以供合成新的蛋白組件，進而穩(wěn)定肌肉蛋白質量控制，維持骨骼肌內(nèi)環(huán)境穩(wěn)態(tài)。可知，抗阻訓練可激活CASA通路，從而上調(diào)自噬水平，降解胞漿中過度累積的代謝廢物，進而優(yōu)化骨骼肌質量及其功能。

盡管多數(shù)研究認為抗阻運動可通過多種分子信號途徑增加骨骼肌質量和體積，但也有研究并不完全支持運動方式對信號通路的特異性選擇，這為抗阻運動通過細胞自噬影響骨骼肌質量提供了新的解釋視角。過度負荷在誘導骨骼肌肥大的同時，可適度激活AMPKα1，從而抑制肌肉過度生長[42]。高頻電刺激在誘導肌肉收縮的同時，也可激活AMPK，并伴有S6K1、4E-BP1和eEF2表達的降低[61]?？棺柽\動可激活AMPK，并降低4E-BP1的磷酸化，抑制肌肉蛋白質過度合成[10]。這說明，過度負荷或高強度劇烈抗阻運動在刺激骨骼肌肥大的同時，也可代償激活AMPK，其可作為負性調(diào)節(jié)因子抑制mTOR，阻止骨骼肌過度肥大。由于AMPK是自噬的關鍵誘導因子，故過度抗阻運動很可能通過AMPK激活細胞自噬，降解胞漿蛋白質或損傷細胞器，從而抑制肌肉過度肥大，鞏固和優(yōu)化骨骼肌質量。

以上研究表明，抗阻運動在增加骨骼肌質量和力量的同時，也可適度上調(diào)自噬水平，降解損傷細胞器、ROS和細胞骨架蛋白等胞漿累積物，穩(wěn)定肌肉蛋白質量控制。因此，抗阻運動誘導的細胞自噬是一種更能有效鞏固和優(yōu)化骨骼肌質量及其功能的重要方式(圖4)。

3.3.2 耐力運動通過細胞自噬控制骨骼肌質量及其功能的分子機制

與抗阻運動促進肌肉蛋白質合成、增加骨骼肌質量不同，耐力運動主要增加骨骼肌線粒體含量，改善線粒體功能，增強線粒體有氧代謝，促進肌纖維類型轉換。耐力運動也可通過調(diào)節(jié)多種分子信號途徑，抑制肌肉蛋白質合成，甚至增加其降解，產(chǎn)生氨基酸等能量底物，供肌肉收縮或代謝需要[54]。

AMPK作為細胞能量狀態(tài)的敏感分子，在耐力運動誘導的肌肉蛋白質分解代謝中具有重要作用。以前研究表明，耐力運動、能量匱乏和禁食均可激活骨骼肌AMPK，從而抑制mTOR及其介導的下游蛋白質合成通路，降低骨骼肌質量。但近期研究顯示，耐力運動也可通過自噬途徑降解非功能或功能性蛋白質、損傷或衰老細胞器，減少骨骼肌質量和體積[47]。耐力運動誘導的AMPK不僅能通過磷酸化激活TSC2、抑制mTOR的方式，減少后者對ULK1的磷酸化，從而上調(diào)自噬水平，降解肌肉蛋白質；還能通過直接磷酸化激活ULK1的方式誘導細胞自噬，降解肌肉蛋白質[3]。祖靚等[4]研究表明，力竭耐力運動可提高骨骼肌AMPK的活性和ULK1 Ser317磷酸化水平，增加AMPK與ULK1的結合量，從而增強自噬活性。Moller等[44]研究也證實，耐力運動可激活骨骼肌AMPK，并磷酸化ULK1 Ser555位點，增加ULK1-Atg13-FIP200復合物水平，上調(diào)細胞自噬。這說明，耐力運動可通過AMPK/ULK1和AMPK/mTOR通路，誘導細胞自噬，降解肌肉蛋白質和損傷細胞器，降低骨骼肌質量，從而緩解能源物質過度耗竭。

FoxO3及其介導的泛素-蛋白酶體和自噬-溶酶體途徑在耐力運動誘導的骨骼肌蛋白質分解代謝中也扮演著核心角色。有研究[21]顯示，急性高強度耐力運動可降低骨骼肌Akt、mTOR和4E-BP1水平，抑制Akt介導的FoxO3 Thr32磷酸化；同時促進AMPK的磷酸化，增強FoxO3介導的LC3B-II、Atg4b、Atg12、Bnip3和Cathepsin L表達，降解肌肉蛋白質。這說明，耐力運動可通過激活AMPK/FoxO3通路，降解肌肉蛋白質，產(chǎn)生氨基酸等能量底物，供肌肉收縮和代謝需要，改善有氧耐力水平[21]。Pagano等[47]研究表明，耐力運動激活的AMPK可磷酸化比目魚肌ULK1 Ser317/Ser555位點，降低Akt Ser473、mTOR Ser2448和4E-BP1 Thr37/Thr346磷酸化水平，抑制mTOR介導的ULK1 Ser757磷酸化和Akt介導的FoxO3a Thr32/Ser253磷酸化，并可增強AMPK/FoxO3a介導的Mul1、MuRF1和LC3B-II表達，降解肌肉蛋白質。提示，耐力運動可通過抑制Akt/mTOR、激活AMPK/ULK1和AMPK/FoxO3a等通路的方式，誘導細胞自噬，促進肌肉蛋白質降解，產(chǎn)生能量底物，供肌肉收縮需要[47]。另外，耐力運動或肌肉收縮刺激也可通過AMPK和P38 MAPK的磷酸化、SIRT1的去乙?；饔眉せ頟GC-1α，促進FoxO3及其介導的蛋白質水解，降解肌肉蛋白質[13]。禁食或耐力運動時，骨骼肌NAD+/NADH比率升高，從而促進SIRT1依賴的FoxO3去乙?；せ睿到饧∪獾鞍踪|，產(chǎn)生能量底物[7,13]。但由于FoxO3介導的泛素-蛋白酶體途徑可降解約90%的肌肉蛋白質，故自噬的功能可能主要在于清除損傷或衰老細胞器、ROS等代謝廢物，維持構成正常水平的骨骼肌蛋白質量控制。

盡管目前多數(shù)研究認為耐力運動可降解肌肉蛋白質，減少骨骼肌質量和體積。但近期研究[66]發(fā)現(xiàn)，小鼠禁食24 h可降低骨骼肌Akt、S6K1和核糖體S6蛋白激酶(ribosomalS6kinaLse,RSK)的磷酸化水平，抑制mTOR及其介導的蛋白質合成通路，并可提高AMPK的活性和LC3-II/LC3-I比率，誘導細胞自噬；而急性耐力運動卻可重新激活禁食小鼠骨骼肌mTOR通路，降低LC3-II/LC3-I比率，下調(diào)自噬水平，維持骨骼肌質量及其功能完整性。可知，耐力運動并不總對骨骼肌細胞自噬起正向調(diào)節(jié)作用，當某些刺激因素導致自噬過度激活時，耐力運動也可下調(diào)自噬水平，減少蛋白質或細胞器過度降解，維持骨骼肌代謝穩(wěn)態(tài)。

這說明，耐力運動既可通過多種分子信號途徑抑制肌肉蛋白質合成，促進蛋白質水解，并產(chǎn)生氨基酸等能量底物，供肌肉收縮或代謝需要，維持有氧耐力水平；也可通過自噬途徑清除胞漿中損傷或衰老細胞器、ROS等代謝廢物，維持骨骼肌功能穩(wěn)態(tài)。因此，耐力運動時自噬的主要功能可能并不在于降低骨骼肌質量，而更在于作為一種補償機制阻止細胞功能流失，保持有氧耐力水平，構成正常水平的肌肉蛋白質量控制以及維持其正常的結構與功能(圖4)。

圖4 本研究耐力運動和抗阻運動通過細胞自噬調(diào)節(jié)骨骼肌質量及其功能的分子機制示意圖

4 小結與展望

綜上所述，細胞自噬作為調(diào)節(jié)骨骼肌代謝穩(wěn)態(tài)必需的內(nèi)置機制，可降解肌肉收縮或運動時胞漿中衰老或錯誤折疊的蛋白質、非功能或損傷細胞組件(線粒體、內(nèi)質網(wǎng)、核糖體)、病菌、ROS等代謝廢物。因此，適量的自噬通量水平可完善骨骼肌線粒體質量控制，穩(wěn)定線粒體功能網(wǎng)絡，維持骨骼肌代謝功能穩(wěn)態(tài)。自噬也可作為一種能源動力系統(tǒng)，降解胞漿中的能源儲積物(糖原、脂質和蛋白質等)，產(chǎn)生葡萄糖、自由脂肪酸和氨基酸等能量底物，提供細胞更新和代謝平衡所需的能量與合成底物。因此，自噬也可有效防治胰島素抵抗、肥胖和II型糖尿病等代謝疾病發(fā)生。骨骼肌質量及其功能完整性是穩(wěn)定骨骼肌代謝穩(wěn)態(tài)的重要保證?？棺柽\動不僅能增加骨骼肌質量和力量，還能通過其介導的自噬進一步鞏固和優(yōu)化骨骼肌質量；耐力運動介導的自噬的主要功能可能并不在于降低骨骼肌質量，而更在于作為一種補償機制阻止細胞功能流失，保持有氧耐力水平，維持構成正常水平的肌肉蛋白質量控制，以及穩(wěn)定骨骼肌代謝功能穩(wěn)態(tài)。

但目前有關運動訓練通過細胞自噬調(diào)節(jié)骨骼肌代謝穩(wěn)態(tài)的分子信號機制還存在一些亟待進一步研究和探討的重要問題：1)自噬是一種具有高度特異選擇性的降解途徑，主要包括線粒體自噬、內(nèi)質網(wǎng)自噬和核糖體自噬等。目前多數(shù)研究均聚焦于運動誘導的線粒體自噬在穩(wěn)定線粒體質量控制、維持骨骼肌代謝穩(wěn)態(tài)中的重要作用。有關內(nèi)質網(wǎng)自噬和核糖體自噬的降解機制和潛在事件卻知之甚少，而長期規(guī)律性運動可否使內(nèi)質網(wǎng)自噬和核糖體自噬更好的適應蛋白翻譯機制也亟待探尋。2)盡管目前多數(shù)研究認為，運動介導的細胞自噬在骨骼肌葡萄糖利用和胰島素抵抗等方面發(fā)揮重要作用。但近期卻有研究[26]發(fā)現(xiàn)，骨骼肌Atg7-/-小鼠瘦體重和脂肪儲量降低，葡萄糖耐受力、胰島素敏感性和能量消耗提高，即使經(jīng)過高脂膳食也未出現(xiàn)肥胖和胰島素抵抗，這源于自噬缺陷時骨骼肌內(nèi)分泌信號的代償分泌與釋放，以及其誘導的脂解作用和脂肪酸β氧化。這與之前的研究結果存在一定的矛盾，其具體原因也有待深入探討。3)抗阻運動通過Beclin1-Vps34和CASA等通路誘導細胞自噬的分子信號機制，以及過度抗阻運動通過代償激活AMPK及其介導的細胞自噬，從而鞏固和優(yōu)化骨骼肌質量及其功能的分子機制也需要進一步研究。深入探析和解決這些問題，將會更加充分地揭示運動介導的細胞自噬在調(diào)節(jié)骨骼肌代謝穩(wěn)態(tài)中的重要作用。

[1]崔迪,邱守濤,王海燕,等.耐力運動對營養(yǎng)性肥胖小鼠骨骼肌細胞自噬及線粒體自噬的影響[J].體育科學,2014,34(12):63-71.

[2]漆正堂,郭維,張媛,等.不同運動方式對大鼠骨骼肌線粒體融合分裂基因及Mfn2、Drp1蛋白表達的影響[J].中國運動醫(yī)學雜志,2011,30(2):143-148.

[3]錢帥偉,羅艷蕊,漆正堂,等.細胞自噬的分子學機制及運動訓練的調(diào)控作用[J].體育科學,2012,32(1):64-70.

[4]祖靚,朱榮.力竭運動對小鼠骨骼肌細胞自噬的影響及相關調(diào)節(jié)機制研究[J].體育科學,2013,33(9):77-84.

[5]ARNDT V,DICK N,TAWO R,etal.Chaperone-assisted selective autophagy is essential for muscle maintenance[J].Curr Biol,2010,20(2):143-148.

[6]BONALDO P,SANDRI M.Cellular and molecular mechanisms of muscle atrophy[J].Dis Model Mech,2013,6(1):25-39.

[7]CANTO C,GERHART-HINES Z,FEIGE J N,etal.AMPK regulates energy expenditure by modulating NAD+ metabolism and SIRT1 activity[J].Nature,2009,458(7241):1056-1060.

[8]COBLEY J N,BARTLETT J D,KAYANI A,etal.PGC-1alpha transcriptional response and mitochondrial adaptation to acute exercise is maintained in skeletal muscle of sedentary elderly males[J].Biogerontology,2012,13(6):621-631.

[9]DAVIDSON L E,HUDSON R,KILPATRICK K,etal.Effects of exercise modality on insulin resistance and functional limitation in older adults:a randomized controlled trial[J].Arch Intern Med,2009,169(2):122-131.

[10]DREYER H C,FUJITA S,CADENAS J G,etal.Resistance exercise increases AMPK activity and reduces 4E-BP1 phosphorylation and protein synthesis in human skeletal muscle[J].J Physiol,2006,576(Pt 2):613-624.

[11]EGAN B,ZIERATH J R.Exercise metabolism and the molecular regulation of skeletal muscle adaptation[J].Cell Metab,2013,17(2):162-184.

[12]FEALY C E,MULYA A,LAI N,etal.Exercise training decreases activation of the mitochondrial fission protein dynamin-related protein-1 in insulin-resistant human skeletal muscle[J].J Appl Physiol (1985),2014,117(3):239-245.

[13]FERRARO E,GIAMMARIOLI A M,CHIANDOTTO S,etal.Exercise-induced skeletal muscle remodeling and metabolic adaptation:redox signaling and role of autophagy[J].Antioxid Redox Signal,2014,21(1):154-176.

[14]FRY C S,DRUMMOND M J,GLYNN E L,etal.Skeletal muscle autophagy and protein breakdown following resistance exercise are similar in younger and older adults[J].J Gerontol A Biol Sci Med Sci,2013,68(5):599-607.

[15]GARNIER A,FORTIN D,ZOLL J,etal.Coordinated changes in mitochondrial function and biogenesis in healthy and diseased human skeletal muscle[J].FASEB J,2005,19(1):43-52.

[16]GLYNN E L,FRY C S,DRUMMOND M J,etal.Muscle protein breakdown has a minor role in the protein anabolic response to essential amino acid and carbohydrate intake following resistance exercise[J].Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol,2010,299(2):R533-R540.

[17]GRUMATI P,COLETTO L,SCHIAVINATO A,etal.Physical exercise stimulates autophagy in normal skeletal muscles but is detrimental for collagen VI-deficient muscles[J].Autophagy,2011,7(12):1415-1423.

[18]GUO W,WONG S,LI M,etal.Testosterone plus low-intensity physical training in late life improves functional performance,skeletal muscle mitochondrial biogenesis,and mitochondrial quality control in male mice[J].PLoS One,2012,7(12):e51180.

[19]HE C,BASSIK M C,MORESI V,etal.Exercise-induced BCL2-regulated autophagy is required for muscle glucose homeostasis[J].Nature,2012,481(7382):511-515.

[20]HUDSON M B,RAHNERT J A,ZHENG B,etal.miR-182 attenuates atrophy-related gene expression by targeting FoxO3 in skeletal muscle[J].Am J Physiol Cell Physiol,2014,307(4):C314-C319.

[21]JAMART C,FRANCAUX M,MILLET G Y,etal.Modulation of autophagy and ubiquitin-proteasome pathways during ultra-endurance running[J].J Appl Physiol (1985),2012,112(9):1529-1537.

[22]JAMART C,NASLAIN D,GILSON H,etal.Higher activation of autophagy in skeletal muscle of mice during endurance exercise in the fasted state[J].Am J Physiol Endocrinol Metab,2013,305(8):E964-E974.

[23]KANG R,ZEH H J,LOTZE M T,etal.The Beclin1 network regulates autophagy and apoptosis[J].Cell Death Differ,2011,18(4):571-580.

[24]KIM J,KIM Y C,FANG C,etal.Differential regulation of distinct Vps34 complexes by AMPK in nutrient stress and autophagy[J].Cell,2013,152(1-2):290-303.

[25]KIM J,KUNDU M,VIOLLET B,etal.AMPK and mTOR regulate autophagy through direct phosphorylation of Ulk1[J].Nat Cell Biol,2011,13(2):132-141.

[26]KIM K H,JEONG Y T,OH H,etal.Autophagy deficiency leads to protection from obesity and insulin resistance by inducing Fgf21 as a mitokine[J].Nat Med,2013,19(1):83-92.

[27]KIM K H,LEE M S.Autophagy as a crosstalk mediator of metabolic organs in regulation of energy metabolism[J].Rev Endocr Metab Disord,2014,15(1):11-20.

[28]KLUGE M A,FETTERMAN J L,VITA J A.Mitochondria and endothelial function[J].Circ Res,2013,112(8):1171-1188.

[29]LEE I H,FINKEL T.Regulation of autophagy by the p300 acetyltransferase[J].J Biol Chem,2009,284(10):6322-6328.

[30]LEE Y,KIM J H,HONG Y,etal.Prophylactic effects of swimming exercise on autophagy-induced muscle atrophy in diabetic rats[J].Lab Anim Res,2012,28(3):171-179.

[31]LEGER B,CARTONI R,PRAZ M,etal.Akt signalling through GSK-3beta,mTOR and Foxo1 is involved in human skeletal muscle hypertrophy and atrophy[J].J Physiol,2006,576(Pt 3):923-933.

[32]LIRA V A,OKUTSU M,ZHANG M,etal.Autophagy is required for exercise training-induced skeletal muscle adaptation and improvement of physical performance[J].FASEB J,2013,27(10):4184-4193.

[33]LITTLE J P,SAFDAR A,BISHOP D,etal.An acute bout of high-intensity interval training increases the nuclear abundance of PGC-1alpha and activates mitochondrial biogenesis in human skeletal muscle[J].Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol,2011,300(6):R1303-R1310.

[34]LIU X,NIU Y,YUAN H,etal.AMPK binds to Sestrins and mediates the effect of exercise to increase insulin-sensitivity through autophagy[J].Metabolism,2015,64(6):658-665.

[35]LIU Y,PALANIVEL R,RAI E,etal.Adiponectin stimulates autophagy and reduces oxidative stress to enhance insulin sensitivity during high-fat diet feeding in mice[J].Diabetes,2015,64(1):36-48.

[36]LO V F,CARNIO S,VAINSHTEIN A,etal.Autophagy is not required to sustain exercise and PRKAA1/AMPK activity but is important to prevent mitochondrial damage during physical activity[J].Autophagy,2014,10(11):1883-1894.

[37]LV P,HUANG J,YANG J,etal.Autophagy in muscle of glucose-infusion hyperglycemia rats and streptozotocin-induced hyperglycemia rats via selective activation of m-TOR or FoxO3[J].PLoS One,2014,9(2):e87254.

[38]MACKENZIE M G,HAMILTON D L,MURRAY J T,etal.mVps34 is activated following high-resistance contractions[J].J Physiol,2009,587(Pt 1):253-260.

[39]MACKENZIE M G,HAMILTON D L,MURRAY J T,etal.mVps34 is activated by an acute bout of resistance exercise[J].Biochem Soc Trans,2007,35(Pt 5):1314-1316.

[40]MAMMUCARI C,MILAN G,ROMANELLO V,etal.FoxO3 controls autophagy in skeletal muscle in vivo[J].Cell Metab,2007,6(6):458-471.

[41]MASIERO E,SANDRI M.Autophagy inhibition induces atrophy and myopathy in adult skeletal muscles[J].Autophagy,2010,6(2):307-309.

[42]MCGEE S L,MUSTARD K J,HARDIE D G,etal.Normal hypertrophy accompanied by phosphoryation and activation of AMP-activated protein kinase alpha1 following overload in LKB1 knockout mice[J].J Physiol,2008,586(6):1731-1741.

[43]MCMILLAN E M,PARE M F,BAECHLER B L,etal.Autophagic signaling and proteolytic enzyme activity in cardiac and skeletal muscle of spontaneously hypertensive rats following chronic aerobic exercise[J].PLoS One,2015,10(3):e119382.

[44]MOLLER A B,VENDELBO M H,CHRISTENSEN B,etal.Physical exercise increases autophagic signaling through ULK1 in human skeletal muscle[J].J Appl Physiol (1985),2015,118(8):971-979.

[45]NEEL B A,LIN Y,PESSIN J E.Skeletal muscle autophagy:a new metabolic regulator[J].Trends Endocrinol Metab,2013,24(12):635-643.

[46]NEMAZANYY I,BLAAUW B,PAOLINI C,etal.Defects of Vps15 in skeletal muscles lead to autophagic vacuolar myopathy and lysosomal disease[J].EMBO Mol Med,2013,5(6):870-890.

[47]PAGANO A F,PY G,BERNARDI H,etal.Autophagy and protein turnover signaling in slow-twitch muscle during exercise[J].Med Sci Sports Exe,2014,46(7):1314-1325.

[48]QI Z,ZHANG Y,GUO W,etal.Increased insulin sensitivity and distorted mitochondrial adaptations during muscle unloading[J].Int J Mol Sci,2012,13(12):16971-16985.

[49]REYNOLDS T T,MERRELL E,CINQUINO N,etal.Disassociation of insulin action and Akt/FOXO signaling in skeletal muscle of older Akt-deficient mice[J].Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol,2012,303(11):R1186-R1194.

[50]RUAS J L,WHITE J P,RAO R R,etal.A PGC-1alpha isoform induced by resistance training regulates skeletal muscle hypertrophy[J].Cell,2012,151(6):1319-1331.

[51]RUSSELL A P,FOLETTA V C,SNOW R J,etal.Skeletal muscle mitochondria:a major player in exercise,health and disease[J].Biochim Biophys Acta,2014,1840(4):1276-1284.

[52]RUSSELL R C,TIAN Y,YUAN H,etal.ULK1 induces autophagy by phosphorylating Beclin-1 and activating VPS34 lipid kinase[J].Nat Cell Biol,2013,15(7):741-750.

[53]SALMINEN A,VIHKO V.Autophagic response to strenuous exercise in mouse skeletal muscle fibers[J].Virchows Arch B Cell Pathol Incl Mol Pathol,1984,45(1):97-106.

[54]SANCHEZ A M,BERNARDI H,PY G,etal.Autophagy is essential to support skeletal muscle plasticity in response to endurance exercise[J].Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol,2014,307(8):R956-R969.

[55]SANCHEZ A M,CSIBI A,RAIBON A,etal.AMPK promotes skeletal muscle autophagy through activation of forkhead FoxO3a and interaction with Ulk1[J].J Cell Biochem,2012,113(2):695-710.

[56]SANDRI M,SANDRI C,GILBERT A,etal.Foxo transcription factors induce the atrophy-related ubiquitin ligase atrogin-1 and cause skeletal muscle atrophy[J].Cell,2004,117(3):399-412.

[57]SETTEMBRE C,ZONCU R,MEDINA D L,etal.A lysosome-to-nucleus signalling mechanism senses and regulates the lysosome via mTOR and TFEB[J].EMBO J,2012,31(5):1095-1108.

[58]STEINER J L,GORDON B S,LANG C H.Moderate alcohol consumption does not impair overload-induced muscle hypertrophy and protein synthesis[J].Physiol Rep,2015,3(3):e12333.

[59]SUWA M,NAKANO H,RADAK Z,etal.Endurance exercise increases the SIRT1 and peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator-1alpha protein expressions in rat skeletal muscle[J].Metabolism,2008,57(7):986-998.

[60]TAM B T,SIU P M.Autophagic cellular responses to physical exercise in skeletal muscle[J].Sports Med,2014,44(5):625-640.

[61]THOMSON D M,FICK C A,GORDON S E.AMPK activation attenuates S6K1,4E-BP1,and eEF2 signaling responses to high-frequency electrically stimulated skeletal muscle contractions[J].J Appl Physiol(1985),2008,104(3):625-632.

[62]ULBRICHT A,GEHLERT S,LECIEJEWSKI B,etal.Induction and adaptation of chaperone-assisted selective autophagy CASA in response to resistance exercise in human skeletal muscle[J].Autophagy,2015,11(3):538-546.

[63]VAINSHTEIN A,TRYON L D,PAULY M,etal.The role of PGC-1alpha during acute exercise-induced autophagy and mitophagy in skeletal muscle[J].Am J Physiol Cell Physiol,2015,308(9):C710-C719.

[64]WIGGS M P.Can endurance exercise preconditioning prevention disuse muscle atrophy?[J].Front Physiol,2015,6:63.

[65]YAN J,FENG Z,LIU J,etal.Enhanced autophagy plays a cardinal role in mitochondrial dysfunction in type 2 diabetic Goto-Kakizaki(GK)rats:ameliorating effects of (-)-epigallocatechin-3-gallate[J].J Nutr Biochem,2012,23(7):716-724.

[66]ZHENG D M,BIAN Z,FURUYA N,etal.A treadmill exercise reactivates the signaling of the mammalian target of rapamycin (mTor) in the skeletal muscles of starved mice[J].Biochem Biophys Res Commun,2015,456(1):519-526.

Exercise-mediated Autophagy is a Built-in Mechanism to Regulate Skeletal Muscle Metabolic Homeostasis

QIAN Shuai-wei1,2,DING Shu-zhe1

As a compensatory and built-in mechanism of skeletal muscle,autophagy not only could degrade reactive oxygen species,bacteria,aging or damaged organelles such as mitochondria,endoplasmic reticulum,ribosome,as well as degrade glycogen,lipid,non-functional and functional protein when suffer energy stress such as exercise,fasting,nutrition restriction and muscle contraction.Autophagy accordingly could improve muscle quality control,as well as energy and synthetic substrates for cellular renewal and metabolism.Exercise training-mediated autophagy not only could improve mitochondrial quality control,stabilize mitochondrial function network,as well as maintain metabolic homeostasis of muscle,but also effectively prevent insulin resistance,obesity,type II diabetes and some other metabolic diseases.Exercise training-mediated autophagy could also entirely adapt muscle mass and function to their items,and further improve muscle metabolism and functional homeostasis.

autophagy;skeletalmuscle;exercisetraining;metabolichomeostasis;mitochondrialqualitycontrol;metabolicdiseases;musclemass

2015-07-28；

2015-09-21

國家自然科學基金資助項目(31171142)。

錢帥偉(1984-)，男，河南漯河人，講師，在讀博士研究生，主要研究方向為運動通過細胞自噬防治肥胖和II型糖尿病的分子信號機制，E-mail：qianshuaiwei999@163.com；丁樹哲(1963-)，男，黑龍江望奎人，教授，博士，博士研究生導師，主要研究方向為運動適應與線粒體信號調(diào)控，E-mail：szding@tyxx.ecnu.edu.cn，Tel：(021)62235425。

1.華東師范大學 青少年健康評價與運動干預教育部重點實驗室，上海 200241；2.煙臺大學 體育學院，山東 煙臺 264005 1.East China Normal University,Shanghai 200241,China;2.Yantai University,Yantai 264005,China.

1000-677X(2015)10-0055-11

10.16469/j.css.201510008

G804.5

A