譚小麗，龍春燕，李 路，陶能國

（湘潭大學(xué)化工學(xué)院，湖南 湘潭 411105）

指狀青霉（Penicillium digitatum）引起的綠霉病是全球最棘手和最具破壞性的柑橘病害之一，約占柑橘采后病害的60%～90%[1-3]。目前控制柑橘綠霉病的商業(yè)化防治手段主要是采用常規(guī)化學(xué)殺菌劑（如噻苯咪唑、抑霉唑、咪酰胺、咯菌腈和嘧霉胺等），這些藥物雖然對病原菌有較好的防治效果，但也具有毒性大、高殘留、污染環(huán)境以及作用位點單一導(dǎo)致病菌易產(chǎn)生耐藥性等缺點[4-6]。

作為新一代的鹽類食品防腐劑，脫氫乙酸鈉（sodium dehydroacetate，SD）對多種病原菌具有極強的抑制作用，目前已廣泛應(yīng)用于食品、飼料、化妝品、醫(yī)藥等行業(yè)的防腐保鮮[7-10]。近年來的研究發(fā)現(xiàn)，SD對鏈格孢霉、灰葡萄孢霉、果鏈核盤菌、青霉和酸腐菌等采后病原真菌也具有顯著的抑制作用，且能夠有效延緩多種果蔬采后品質(zhì)的下降，增強果蔬的貯藏性[11-15]。前期的研究發(fā)現(xiàn)，SD對柑橘典型采后病害（如綠霉病、青霉病和酸腐?。┚哂忻黠@的防治效果，質(zhì)量分數(shù)0.02%～0.08%SD就能顯著抑制指狀青霉、意大利青霉和酸腐菌的生長，降低貯藏柑橘果實發(fā)病率，維持柑橘采后品質(zhì)[11,13,16]。因此，SD可能是非常有應(yīng)用前景的防控柑橘綠霉病常規(guī)化學(xué)殺菌劑的替代品。

研究表明，SD處理能夠破壞酸腐菌菌絲體細胞膜和線粒體，導(dǎo)致其菌絲體細胞質(zhì)流失、質(zhì)壁分離、胞內(nèi)物質(zhì)溶解，胞內(nèi)ATP含量降低和Na+/K+-APTase活性增加[12]；此外，碳酸銨可通過直接損傷意大利青霉菌絲線粒體結(jié)構(gòu)和功能發(fā)揮其抑菌活性[17]；聚合季銨鹽處理不僅能夠破壞水稻紋枯病菌細胞的結(jié)構(gòu)完整性和功能，引起細胞質(zhì)膜受損和線粒體功能障礙，導(dǎo)致胞內(nèi)物質(zhì)泄漏，還會嚴重破壞病原菌細胞壁的完整性，造成胞內(nèi)堿性磷酸酶（alkaline phosphatase，AKP）的大量外泄[18]。因此，細胞壁、細胞膜和線粒體等可能是鹽類物質(zhì)發(fā)揮抑菌作用的直接靶標位點。但SD抑制P. digitatum生長的作用機制尚不清楚，這極大限制了SD在實際生產(chǎn)中的應(yīng)用。因此，本實驗通過研究不同質(zhì)量濃度SD對P. digitatum菌絲體細胞壁、細胞膜、線粒體功能以及柑橘綠霉病等的影響，分析SD抑制P. digitatum的可能作用機制，以期為柑橘采后綠霉病的持續(xù)防治和新型防腐保鮮技術(shù)的開發(fā)提供理論依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 菌株、材料與試劑

柑橘指狀青霉（P. digitatum）菌種保存于湘潭大學(xué)農(nóng)產(chǎn)品加工與保藏實驗室。

金柑果實（八成熟）采購于湖南省湘潭市湘潭大學(xué)附近的果園。

SD（分析純） 上海阿拉丁試劑有限公司；碘化丙啶（propidium iodide，PI）、JC-10線粒體膜電位和Na+/K+-ATPase測定試劑盒 北京索萊寶科技有限公司；AKP試劑盒 上海貝博生物科技有限公司；馬鈴薯葡萄糖瓊脂（potato dextrose agar，PDA）培養(yǎng)基由水、土豆、葡萄糖和瓊脂粉按照質(zhì)量比50∶10∶1∶1配制而成；馬鈴薯葡萄糖肉湯（potato dextrose broth，PDB）培養(yǎng)基由水、土豆和葡萄糖按照質(zhì)量比50∶10∶1配制而成。

1.2 儀器與設(shè)備

LDZF-50KB立式壓力蒸汽滅菌鍋 上海申安醫(yī)療器械有限公司；SPX-250B-Z型生化培養(yǎng)箱 上海博迅實業(yè)有限公司醫(yī)療設(shè)備廠；Labogene冷凍干燥機 香港環(huán)球分析測試儀器有限公司；DS-FI2熒光顯微鏡 日本尼康儀器有限公司；LC-20AT高效液相色譜儀 蘇州市萊頓科學(xué)儀器有限公司；UV-6300B紫外-可見分光光度計青島明博環(huán)?？萍加邢薰尽?/p>

1.3 方法

1.3.1 SD用量的確定及菌絲體的收集

本課題組前期研究表明，SD對P. digitatum的最小抑菌質(zhì)量濃度（minimum inhibitory concentration，MIC）和最小殺菌質(zhì)量濃度（minimum fungicidal concentration，MFC）分別為0.2 g/L和0.4 g/L[13]，因此本研究直接使用此質(zhì)量濃度進行后續(xù)實驗。

菌絲體樣品收集：取-80 ℃保藏的P. digitatum菌液5 μL，加入100 μL PDB培養(yǎng)基混勻，涂布于新滅菌的PDA培養(yǎng)基，25 ℃培養(yǎng)5 d，用直徑6 mm的無菌打孔器在新培養(yǎng)好的P. digitatum平板上取菌苔，置于各新滅菌的PDA培養(yǎng)基中間，倒置培養(yǎng)5 d。刮取PDA培養(yǎng)基中的P. digitatum孢子置于無菌水中，調(diào)整孢子濃度為1×107spores/mL（血球計數(shù)板計數(shù)法測得），將20 μL孢子懸浮液注入無菌PDB培養(yǎng)基，25 ℃、160 r/min振蕩培養(yǎng)48 h，用質(zhì)量濃度分別為0、1/2 MIC和MIC的SD處理120 min，并分別在0、30、60 min和120 min 4個時間點取樣，離心收集菌絲體。

1.3.2 胞內(nèi)和胞外SD質(zhì)量濃度測定

胞內(nèi)和胞外SD質(zhì)量濃度測定參考劉海龍[19]方法。菌液用紗布過濾，濾液用于測定胞外SD含量。收集的菌絲體用無菌水清洗3 次，液氮研磨，取1.0 g于離心管中，加入3 mL乙腈混勻，隨后加入40 μL冰醋酸混勻，超聲提取20 min，5 000 r/min離心10 min，取上清液，殘渣重復(fù)提取1～2 次，合并上清液，加入1 mL正丙醇，45 ℃旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)干燥。利用2 mL流動相（V（甲醇）∶V（0.02 mol/L乙酸銨）＝31∶69）溶解殘渣，超聲1 min，10 000 r/min離心10 min，上清液過0.22 μm有機系濾膜備用。高效液相色譜檢測條件：C18分析柱（250 mm×4.6 mm）；流速1.0 mL/min；流動相（V（甲醇）∶V（0.02 mol/L乙酸銨）＝31∶69）線性洗脫；紫外檢測器；檢測波長293 nm；進樣量10 μL。

1.3.3 細胞壁完整性的檢測

細胞壁完整性的檢測參考Tang Xu等[12]方法。挑取少量菌絲體在載玻片上，加入10 μL鈣熒光白（calcofluor white，CFW）染色10 s，之后加入等量KOH溶液（質(zhì)量分數(shù)10%）洗脫背景色，置于熒光顯微鏡下觀察拍照，每組重復(fù)3 次。

AKP活力測定參考Tang Xu等[12]的方法。培養(yǎng)的菌液用4 層紗布過濾，收集上清液，用于檢測胞外APK活力。菌絲體用無菌水清洗3 次，取過濾后菌絲體0.50 g，加入2 mL磷酸緩沖鹽液（phosphate buffered saline，PBS）（0.10 mol/L、pH 7.0，含1.5 g/L 4-氨基安替吡啉），液氮研磨，4 000 r/min離心20 min，收集上清液，用于檢測胞內(nèi)APK活力。AKP活力測定具體步驟按照說明書進行。定義40 ℃每克樣品每分鐘催化水解產(chǎn)生1 μmol酪氨酸為一個酶活力單位，AKP活力單位為U/g。

1.3.4 細胞膜完整性檢測

細胞膜完整性的檢測參考李路等[20]的方法。取0.10 g菌絲體，加入1 mL pH 7.0 50 mmol/L PBS、10 μL 1 mg/mL PI染液，于37 ℃下水浴15 min，之后用PBS洗數(shù)次去除殘留染液，取少量菌絲體制片，置于熒光顯微鏡下觀察、拍照。使用熒光分光光度計檢測樣品熒光強度，參考李路等[20]方法計算相對熒光強度。

1.3.5 菌絲體總脂質(zhì)含量和胞外pH值測定

將培養(yǎng)48 h的菌液用紗布過濾，取濾液，用pH計測定胞外pH值。菌絲體總脂質(zhì)含量測定參照Zhou Hai’en等[21]的方法，以膽固醇為標準品，繪制標準曲線，根據(jù)樣本在520 nm波長處的吸光度以及標準曲線方程計算各樣品總脂質(zhì)含量，單位為mg/g。

1.3.6 菌絲體線粒體膜電位和Na+/K+-ATPase活力的測定

線粒體膜電位采用JC-10線粒體膜電位檢測試劑盒測定。線粒體膜電位較高時，JC-10聚集在線粒體基質(zhì)中形成聚合物，可以產(chǎn)生紅色熒光；線粒體膜電位較低時，JC-10不能聚集在線粒體的基質(zhì)中，此時JC-10為單體，可以產(chǎn)生綠色熒光。用紅綠熒光強度比來表征線粒體膜電位，進而反映線粒體功能的受損程度。

Na+/K+-ATPase活力測定參考相應(yīng)試劑盒說明書進行。定義每小時每克菌絲體中Na+/K+-ATPase分解ATP產(chǎn)生1 μmol無機磷的用量為一個酶活力單位，Na+/K+-ATPase活力單位為U/g。

1.3.7 ATP、ADP、AMP含量的測定和能荷的計算

ATP、ADP、AMP含量的測定和能荷的計算參考辛志彤[22]的方法。取1.3.1節(jié)制備的菌絲體，用滅菌的ddH2O清洗，稱取適量樣品（0.1 g）于試管中，加入煮沸的MgSO4溶液（5 mL、2 mmol/L），混勻，100 ℃水浴15 min后取出立即流水冷卻，液氮研磨并離心（4 000 r/min、4 ℃），上清液用于高效液相色譜測定胞內(nèi)ATP、ADP、AMP含量。液相色譜條件：C18分析柱（250 mm×4.6 mm）；流動相為V（緩沖液）∶V（甲醇）＝97.5∶2.5，緩沖液為0.05 mol/L KH2PO4-K2HPO4溶液（含1 mmol/L pH 6的乙二胺四乙酸）；紫外檢測器；等度洗脫；流速1.0 mL/min；柱溫25 ℃；檢測波長259 nm；進樣體積20 μL。

1.3.8 SD對金柑果實綠霉病干預(yù)實驗

采摘下來的金柑果實于15 ℃貯藏庫放置過夜，先用自來水沖洗干凈，再用次氯酸鈉溶液（體積分數(shù)2%）處理2 min，之后蒸餾水沖洗3 次，晾干，用無菌手術(shù)刀在果實赤道處前后對稱劃2個十字傷口（1 mm×1 mm）。接種10 μL（1×105CFU/mL）孢子懸浮液于傷口處，靜置4 h。將果實隨機分成4 組，每組3個重復(fù)，分別浸泡于不同質(zhì)量濃度的SD溶液（0、4 MFC、8 MFC、16 MFC）中30 s。果實自然晾干后，每10個果實一筐，用聚乙烯保鮮袋包裝，置于培養(yǎng)箱（溫度25 ℃、相對濕度90%）培養(yǎng)6 d。每天拍照并統(tǒng)計果實腐爛率，腐爛率計算參考李路等[20]的方法。

1.4 數(shù)據(jù)處理與分析

所有實驗均重復(fù)3 次，結(jié)果以平均值±標準差表示。采用SPSS 16.0軟件進行統(tǒng)計分析，采用Duncan’s test檢驗差異的顯著性，以P＜0.05表示差異顯著。使用Origin 2017軟件繪圖。

2 結(jié)果與分析

2.1 SD處理對P. digitatum菌絲體胞內(nèi)和胞外SD水平的影響

如圖1A所示，與對照相比，1/2 MIC SD和MIC SD處理菌絲體后，胞內(nèi)SD質(zhì)量濃度迅速升高，且分別在處理60 min和30 min時達到峰值，之后有所下降但仍維持較高水平，在整個處理期間SD處理組胞內(nèi)SD質(zhì)量濃度均顯著高于同時期對照，結(jié)果表明SD在處理30 min時已進入胞內(nèi)，致使胞內(nèi)SD質(zhì)量濃度增加。胞外SD質(zhì)量濃度主要受SD處理質(zhì)量濃度的影響，在整個處理期間維持穩(wěn)定，且處理組胞外SD質(zhì)量濃度均高于同時期對照（圖1B）。

2.2 SD處理對P. digitatum菌絲體細胞壁完整性的影響

利用CFW染料染色后，藍色熒光較亮的部分為幾丁質(zhì)沉積最多的隔膜和菌絲體頂端。在整個處理期間，對照組與處理組菌絲體細胞壁熒光分布均勻（圖2A），說明SD處理不影響菌絲體細胞壁熒光。

如圖2B所示，在0～120 min，處理組與對照組菌絲體胞外AKP活力整體呈上升趨勢，120 min時，1/2 MIC SD處理組（（4.187 7±0.317 8）U/L）和MIC SD處理組（（4.556 6±0.317 0）U/L）AKP活力均高于對照組（（4.094 3±0.359 5）U/L），但與對照間無顯著差異。

圖2 SD處理對P. digitatum菌絲體細胞壁完整性的影響Fig. 2 Effect of SD on the cell wall integrity of P. digitatum mycelia

2.3 SD處理對P. digitatum菌絲體細胞膜完整性的影響

PI染料染色結(jié)果如圖3所示，1/2 MIC SD處理菌絲體30 min時，出現(xiàn)微弱的紅色熒光，且隨處理時間的延長，紅色熒光增強；處理120 min時，相對熒光強度顯著高于對照，為對照組的1.36 倍。MIC SD處理組在30 min即出現(xiàn)明顯的紅色熒光，且隨處理時間的延長，紅色熒光和相對熒光強度均增加，均高于同期1/2 MIC SD處理組和對照組。

圖3 SD處理對P. digitatum菌絲體細胞膜完整性的影響Fig. 3 Effect of SD on the cell membrane integrity of P. digitatum mycelia

2.4 SD處理對P. digitatum菌絲體總脂質(zhì)含量和pH值的影響

由圖4A可知，與對照相比，SD處理30 min后顯著降低了菌絲體總脂質(zhì)含量（P＜0.05）。在處理60 min時，1/2 MIC和MIC SD處理組的總脂質(zhì)含量分別比對照（（524.63±33.40）mg/gmf）降低了24%和30%，僅為（396.60±19.63）mg/gmf和（366.82±59.11）mg/gmf。

菌絲體胞外pH值變化如圖4B所示。由于SD溶液呈弱堿性，在0 min時，MIC SD處理組pH值高于1/2 MIC SD處理組和對照組。MIC SD處理組和1/2 MIC SD處理組的pH值在前60 min持續(xù)升高并在之后維持較高的水平，而對照組在整個處理期間變化較小。

圖4 SD處理對P. digitatum菌絲體總脂質(zhì)含量（A）和胞外pH值（B）的影響Fig. 4 Effect of SD on total lipid content (A) and extracellular pH (B)of P. digitatum mycelia

2.5 SD處理對P. digitatum菌絲體線粒體膜電位的影響

菌絲體線粒體膜電位熒光變化如圖5所示，對照菌絲體線粒體膜電位在整個處理期間一直維持較高水平；與對照相比，SD處理顯著降低了線粒體膜電位。在30 min時，MIC SD處理組的紅綠熒光強度比顯著低于對照和1/2 MIC SD處理組，之后一直維持在較低的水平。在處理30 min后，1/2 MIC SD處理組與MIC SD處理組間紅綠熒光強度比差異不顯著，但均顯著低于對照。

圖5 SD處理對P. digitatum菌絲體線粒體膜電位的影響Fig. 5 Effect of SD on the mitochondrial membrane potential of P. digitatum mycelia

2.6 SD處理對P. digitatum菌絲體能量水平的影響

菌絲體能量水平變化如圖6所示，對照組、1/2 MIC SD處理組和MIC SD處理組的ATP含量均呈先升后降的變化趨勢，相比于對照組和MIC SD處理組，1/2 MIC SD處理組降低了P. digitatum菌絲體胞內(nèi)ATP含量，但3個處理組之間無顯著差異。在處理30 min時，1/2 MIC SD處理組和MIC SD處理組的ADP含量均高于對照組，MIC SD處理組顯著高于對照組。對照組AMP水平在30 min后逐漸增加，而SD處理進一步加速其積累。此外，與對照相比，SD處理組在整個處理期間維持了更低的能荷水平。

圖6 SD處理對P. digitatum菌絲體能量代謝的影響Fig. 6 Effect of SD on energy metabolism of P. digitatum mycelia

2.7 SD處理對P. digitatum菌絲體Na+/K+-ATPase活力的影響

如圖7所示，對照菌絲體Na+/K+-ATPase活力在整個處理期間保持穩(wěn)定，而SD處理組菌絲體的胞內(nèi)Na+/K+-ATPase活力在整個處理期間持續(xù)增加。在處理60 min時，MIC SD處理組的Na+/K+-ATPase活力顯著高于對照組；在處理120 min時，MIC SD處理組和1/2 MIC SD處理組菌絲體的Na+/K+-ATPase活力均達到最高，且顯著高于對照組。

圖7 SD處理對P. digitatum菌絲體胞內(nèi)Na＋/K＋-ATPase活力的影響Fig. 7 Effect of SD on intracellular Na+/K+-ATPase activity of P. digitatum mycelia

2.8 SD處理對接種P. digitatum金柑果實綠霉病的影響

由表1和圖8可知，對照組果實在接種第2天即發(fā)病，金柑表面?zhèn)谔幊尸F(xiàn)水漬狀病癥，隨著接種后貯藏時間的延長，病斑面積逐漸擴大，在接種后第4天時，果實表面出現(xiàn)明顯的綠色粉狀霉層，在第6天時果實發(fā)病率達到100%，傷口處向內(nèi)凹陷，整果腐爛。與對照相比，不同質(zhì)量濃度的SD處理可不同程度地抑制果實綠霉病的發(fā)生和病斑面積擴大，抑制效果呈濃度依賴效應(yīng)。低質(zhì)量濃度的SD處理組（4 MFC和8 MFC）在接種第2天時同樣發(fā)病，但發(fā)病率和發(fā)病癥狀明顯低于對照。16 MFC SD處理組在第3天時才發(fā)病，在接種第6天時，發(fā)病率仍比對照低54.2%。

表1 SD處理對接種P. digitatum金柑果實發(fā)病率的影響Table 1 Disease incidence of inoculated kumquat fruit treated with SD%

圖8 SD處理對接種P. digitatum金柑果實綠霉病發(fā)生的影響Fig. 8 Disease progression in inoculated kumquat fruit treated with SD

3 討 論

人們對使用常規(guī)化學(xué)殺菌劑帶來的食品安全、環(huán)境污染、病原菌耐藥性等問題的擔憂，以及對無毒、無害和環(huán)境友好型抑菌劑的需求，為具有良好抑菌效果的鹽類食品防腐劑提供了前所未有的發(fā)展機遇，且鹽類食品防腐劑獨特的陽離子賦予其更高的抑菌活性和水溶性[5,23-26]。然而，相比對鹽類物質(zhì)抑菌活性的研究，目前對包括SD在內(nèi)的鹽類物質(zhì)抑菌機制仍知之甚少。

研究發(fā)現(xiàn)，鹽類物質(zhì)抑菌機理可能是不同陰離子和陽離子的直接毒性作用、滲透脅迫、pH值的改變和誘導(dǎo)宿主抗病機制相關(guān)的間接因素（木質(zhì)化、苯丙烷通路上調(diào)和抗真菌相關(guān)化合物的生物合成或積累）[5,24,27-29]。對于碳酸鈉和碳酸氫鹽，其主要通過碳酸鹽離子的緩沖作用和堿性環(huán)境的形成來發(fā)揮抑菌作用。相比菌絲體生長，產(chǎn)酸需要更多的能量[30]。P. digitatum在酸性條件下比在中性和堿性條件下生長得更好。本研究發(fā)現(xiàn)，SD處理P. digitatum菌絲體30 min時，菌絲體胞內(nèi)SD的水平顯著增加，且在整個處理期間維持相對較高的水平，表明在處理30 min時SD已進入細胞發(fā)揮作用。Na+/K+-ATPase活力明顯增加表明SD處理激活了質(zhì)膜上的鈉-鉀泵，促進了SD的主動運輸，從而增加了胞內(nèi)SD的水平。作為弱堿性的鹽類物質(zhì)，MIC的SD加入從初始就提高了病原菌胞外pH值，但1/2 MIC的SD沒有明顯提高胞外pH值，隨處理時間的延長，兩個處理質(zhì)量濃度下的病原菌胞外pH值均提升，表明SD處理可能加速了胞內(nèi)離子的泄漏，但SD具體的作用靶標仍有待研究。鹽離子的緩沖作用和對環(huán)境pH值的調(diào)節(jié)可能是SD發(fā)揮抑菌作用的一個原因。

前期的研究表明，對細胞壁、細胞膜和線粒體等結(jié)構(gòu)與功能的影響可能是鹽類物質(zhì)發(fā)揮抑菌作用的實質(zhì)，但不同鹽類物質(zhì)對不同病原菌的影響存在一定差異[11-12,17-18]。幾丁質(zhì)作為細胞壁構(gòu)成的重要組分，可與CFW染料結(jié)合，在紫外光下發(fā)出藍色熒光，其強度的變化可以直觀反映處理對細胞壁結(jié)構(gòu)的影響[31]。如Ouyang Qiuli等[32]發(fā)現(xiàn)，肉桂醛處理可明顯降低P. digitatum菌絲體的細胞壁熒光強度，抑制菌絲體生長，胞外APK的泄漏進一步證明肉桂醛破壞了酸腐菌細胞壁完整性。本研究發(fā)現(xiàn)，在整個處理過程中，不同質(zhì)量濃度的SD均未顯著影響P. digitatum菌絲體細胞壁熒光強度，且SD處理組的胞外AKP水平也與對照無顯著性差異。Tang Xu等[12]也發(fā)現(xiàn)SD處理未損傷酸腐菌的細胞壁。由此推測，細胞壁可能不是SD發(fā)揮抑菌作用的直接靶標。功能正常的細胞膜對物質(zhì)具有選擇透性，而在其遭受破壞時細胞透性增加。PI染料可在細胞膜受損時進入細胞與DNA結(jié)合，在熒光下出現(xiàn)紅色熒光[33]。本研究中，對照菌絲體在整個過程未出現(xiàn)紅色熒光，而SD處理組30 min時即出現(xiàn)紅色熒光，且紅色熒光隨著SD質(zhì)量濃度的增加而增強。這表明SD處理破壞了P. digitatum細胞膜的完整性。進一步的細胞膜總脂質(zhì)含量測定結(jié)果表明，SD處理顯著降低了菌絲體細胞膜總脂質(zhì)水平，且MIC SD處理組降低效果更明顯。這是導(dǎo)致SD處理組胞外pH值升高的重要原因，pH值的升高不利于孢子萌發(fā)和菌絲體在果實表面的定植，從而可減少果實的發(fā)病[34]。這些結(jié)果表明，SD可通過直接破壞P. digitatum菌絲體細胞膜結(jié)構(gòu)完整性和功能來發(fā)揮其抑菌作用。線粒體作為細胞能量供應(yīng)的主要場所，對細胞內(nèi)各種需能反應(yīng)的正常進行至關(guān)重要，因此，也常成為多種抑菌物質(zhì)的作用靶標[35-36]。本實驗檢測了菌絲體線粒體的膜電位和能量變化，結(jié)果發(fā)現(xiàn)SD處理能夠降低線粒體膜電位和細胞能荷水平。但對于ATP和ADP，SD處理期間并未直接降低細胞ATP水平，也只是在后期降低了細胞ADP的水平，表明SD破壞細胞膜的同時間接影響了線粒體的功能。這與Tang Xu等[12]研究SD處理酸腐菌的結(jié)果一致，表明線粒體不是SD起抑菌作用的直接靶標，但對其間接的影響也增強了SD的抑菌作用。

綜上，SD可通過主動運輸進入P. digitatum菌絲體細胞，直接損傷細胞膜，導(dǎo)致胞內(nèi)離子泄漏和胞外pH值升高，最終影響線粒體的能量供應(yīng)，引起菌絲體的凋亡，從而發(fā)揮其抑菌活性，減少柑橘綠霉病的發(fā)生。對SD是否還有其他作用靶標及其抑菌的分子機制仍有待進一步研究。