李其龍，陳珊，趙瑩，鄭可欣，張立軍

?

GLUT1的結構和基因表達調控

李其龍，陳珊，趙瑩，鄭可欣，張立軍

110866 沈陽農業(yè)大學生物科學技術學院

葡萄糖是植物、動物、微生物等細胞所需要的重要代謝物質之一，它既是呼吸作用優(yōu)先利用的底物，也是細胞主要代謝物質之間相互轉化的中間產物[1]。葡萄糖還是動物體內營養(yǎng)物質通過血液運輸?shù)闹饕问絒2]。在血液中的葡萄糖主要來自腸道的營養(yǎng)物質吸收和肝細胞的糖原分解[3]。無論是葡萄糖從消化道吸收或肝糖原分解進入血液，還是葡萄糖從血液進入需要葡萄糖的細胞，都需要細胞膜上的葡萄糖轉運蛋白（glucose transporter，GLUT）介導[4]。研究表明 GLUT 基因表達和蛋白活性不僅影響動物的營養(yǎng)吸收[5]、分配，還與高血糖[6]、低血糖[7]、心臟病[8]及腫瘤的發(fā)生和轉移后生長[9]等有關。GLUT 由一個多基因家族編碼，在人體中有14 個成員[10]，其中 GLUT1 是在不同動物的多種細胞中普遍存在的成員之一，得到更多的關注。本文主要介紹 GLUT1 的結構、轉運機制、編碼基因的分布和表達調節(jié)方面的研究進展。

1 GLUT1的分布、結構和轉運機制

1.1 GLUT1 的分布

GLUT1 蛋白屬于主要異化子超家族（major facilitator superfamily，MFS），由 SLC2A1（solute carrier 2A）基因編碼[11]。在人類中，GLUT 蛋白約由 500 個氨基酸殘基組成，共有 14 種（GLUT1 ~ 14）。根據(jù)序列相似性，GLUT 蛋白分為三類：第一類包括 GLUT1 ~ 4 和 14，第二類為 GLUT5、7、9 和 11，第三類為 GLUT6、8、10、12和質子/肌醇同向共轉運蛋白（H+/myo-inositol symporter，HMIT）[4, 10]。目前在 41 種動物、植物和微生物中鑒定到82 種葡萄糖轉運蛋白[12]，在細菌中，鑒定到同屬于 MFS 超家族的 GLUT 同源蛋白，如 Xy1E[13]。

GLUT1 是最早發(fā)現(xiàn)的葡萄糖轉運蛋白[14]，也是對葡萄糖親和力最大的葡萄糖轉運蛋白之一[15]。在不同物種中，GLUT1 蛋白所含有的氨基酸殘基數(shù)量和排列存在較小差異。人類中的 GLUT1 由 492 個氨基酸殘基組成[4]。斑馬魚的 GLUT1 含有 488 個氨基酸殘基，與人類 GLUT1 相似度為 80%，主要差異位于 N 末端。雞的 GLUT1 含有 490 個氨基酸殘基，與人類 GLUT1 相似度為 89%，主要差異也位于 N 末端[16]。在動物中，GLUT1 存在于各種組織的細胞，包括血紅細胞[17]、淋巴細胞[18]、神經細胞[19]、肌肉細胞[20]等，其中在紅細胞中表觀活性最強[21]。在腫瘤細胞中，GLUT1 表達量高于正常細胞[22]，其表達量可作為衡量腫瘤惡化程度的關鍵指標[23]。但是，在不同類型的腫瘤和腫瘤的不同細胞中，GLUT1 活性變化存在較大差異[24]。

1.2 GLUT1 的結構和轉運機制

MFS 超家族轉運蛋白是一類 N 端和 C 端都位于細胞質側的跨膜蛋白，其執(zhí)行功能的必需結構由 12個跨膜片段（transmembrane segment，TMS）所組成[25]。它們 N 端的 6 個 TMS 與 C 端的 6 個 TMS（6 + 6）在結構上形成二重贗對稱（two-fold psudosymmetry），盡管這兩個結構域的氨基酸序列同源性不高[12]。GLUT 蛋白質結構域可能以 3 個 TMS 為單位反轉構成。只含有 3 個跨膜片段的糖轉運蛋白SemiSWEET 的發(fā)現(xiàn)[26]及對大腸桿菌 XylE[27]和人類 GLUT1 的結構解析[28]支持這個觀點。因此，MFS 超家族蛋白可能由 3 個跨膜蛋白進化而來。然而也有學者認為，具有不同底物和催化能力的 MFS 蛋白不是以 3 個 TMS 為單位重排的結果，而是從一個單一結構框架獨立進化來的[29]。而且，有生物信息學預測認為由 6 個 TMS 組成的結構域是由 2 個 TMS 構成的發(fā)夾結構重復 3 次的結果[12]。MFS 超家族也有少數(shù)成員含有 12 個以上的跨膜片段，跨膜片段排列形式如 13（6 + 6 + 1）、14（6 + 2 + 6）、15（6 + 2 + 6 + 1）、16（6 + 2 + 6 + 2）TMS，極少有額外的 TMS 出現(xiàn)在 N 端[12]。根據(jù)生物信息分析，人類 GLUT1 含有 6 個結構域（圖 1），包括 TIGRFAM 結構域、超家族結構域、Prints 結構域、Pfam 結構域、PROSITE 模體和 PROSITE模式。PROSITE 模式是糖轉運蛋白保守結構域，GLUT1 含有兩個糖蛋白保守結構域，分別位于 128-153 和 324-340。Prints 結構域的功能為轉運糖和肌醇。超家族結構域為主要異化子超家族保守結構域。

GLUT 蛋白含有一個 N 端連接的單一糖基化位點，一個較大的中央細胞質連接結構域[30]。雖然不同物種的 GLUT1 蛋白所含有的氨基酸數(shù)量存在差異，但三維結構基本相同。第一個被解析結構的 GLUT1 蛋白是人類的 GLUT1[28]。與大腸桿菌同源蛋白 XylE 的結構[27]相似，人類 SLC2A1 具有典型的 MFS 折疊，開口向內。12 個 TMS 分為兩個結構域，其中 TMS1、2、3 與 TMS4、5、6 反向重復，TMS7、8、9 與 TMS10、11、12 反向重復。結構預測中央通道由跨膜螺旋 2、4、5、7、8 和 10 組成[31]，然而結構解析表明中央通道由跨膜螺旋 1、4、7 和 10 組成[28]。中央通道含有疏水和親水氨基酸，提供親水和疏水作用位點[13]。

圖 1 人類 GLUT1 構成結構域的生物信息分析[根據(jù)生物信息分析（來源于 Ensemble 網站），人類 GLUT1 含有 12 個跨膜結構域（綠色），分為 6 類功能結構域，分別是 TIGRFAM 結構域（紅色）、超家族結構域（藍色）、Prints 結構域（深紅色）、Pfam 結構域（灰色）、PROSITE 模體（淡藍色）和 PROSITE 模式（橙色）]

除 HMIT[10]外，所有的 GLUT 家族蛋白都是單向的協(xié)助轉運蛋白，順濃度梯度轉運底物[32]。該轉運過程不需要質子參與，底物的結合和釋放足以誘導轉運蛋白的構象變化，從而完成底物的跨膜轉運[33]。GLUT1 轉運的主要物質是葡萄糖，但也能轉運甘露糖、半乳糖、葡萄酸胺[34]。在 GLUT 中起到關鍵作用的氨基酸殘基是 Q161、R126、Q279、Q282、N317、T321、W65、W388、W412 和 V165[35]。中央通道內側的 Gln283 和 Gln282 通過 3 個氫鍵與被轉運葡萄糖的羥基結合，而 Asn288 和 Thr295 在轉運蛋白向胞外張口的過程中發(fā)揮重要作用[36]。

2 GLUT1 的編碼基因

Mueckler 等[30]最早從人類肝癌細胞株（HepG-2）的 cDNA 文庫中鑒定了 GLUT1 基因的編碼序列，其全長 1479 堿基。大多數(shù)生物 GLUT1 基因以單拷貝形式存在，含有 10 個外顯子（表 1），例如，人類編碼 GLUT1 的基因 SLC2A1 是一個單拷貝基因[37]，位于 1 號常染色體反鏈上，包含啟動子全長 33802 bp，有 10 個外顯子，有 9 種轉錄本，包括不翻譯的內含子保留 RNA 產物和引起自身 mRNA 分解的RNA 產物；小鼠 SLC2A1 位于 4 號常染色體正鏈，全長 28586 bp，有 10 個外顯子，有 5 種轉錄產物；斑馬魚有兩個 GLUT1 編碼基因，其中 SLC2A1a 位于 23 號常染色體正義鏈，全長 12060 bp，有 10 個外顯子，SLC2A1b 位于 6 號常染色體反義鏈，有 10 個外顯子；雞 SLC2A1 位于 21 號常染色體，全長 14533 bp，有 9 個外顯子，有 2 種轉錄產物[16]。

各物種 GLUT1 基因的啟動子序列存在差異。EPD（eukaryotic promotor database）分析表明：人類SLC2A1 啟動子序列包含 9 個轉錄元件，分別為5 個 TATA box，3 個 G-C box，1 個 CCAT box；小鼠SLC2A1 啟動子序列包含的 9 個轉錄元件，分別是 5 個 TATA box，2 個 G-Cbox，2 個 CCAT box。

表 1 GLUT1 基因在不同物種中的序列和轉錄特征

3 GLUT1 基因的表達調節(jié)

3.1 調節(jié) GLUT1 基因表達的特異性轉錄因子

GLUT1 基因在各種動物細胞普遍表達，同時也受多種機制的特異性調節(jié)[38]。低氧誘導因子 1（hypoxia-inducible factor 1α，HIF-1α）、c-Myc、p53 等是調節(jié) GLUT1 基因表達的主要轉錄因子。在低氧環(huán)境中，c-Myc 促進 GLUT1 基因轉錄，增加細胞對葡萄糖的攝取；在氧濃度正常時，c-Myc 調節(jié)線粒體編碼基因抑制 HIF-1，從而減少 GLUT1 基因的轉錄。在缺氧條件下，成纖維生長因子通過增加 3T3-L1 細胞中 GLUT1 的膜移位也上調 GLUT1 基因的表達[39]。GLUT1 基因表達也是腫瘤代謝重編程的重要靶點之一。癌細胞內存在一個復雜的低氧響應機制，即不依賴氧氣和線粒體產生能量而為自己供能（Warburg 效應）[14]。在這個機制中 HIF-1α 起重要作用[40]。在腫瘤形成的早期階段，癌細胞處于低氧環(huán)境，其獲取能源的主要方式是通過加強 GLUTs 的表達來增加對血液中葡萄糖的吸收[41]。在這個過程中，HIF-1α 有兩方面的作用，一是與 GLUT1 啟動子區(qū)的低氧反應元件（hypoxia response element，HRE）結合，促進 GLUT1 基因的轉錄；二是與 GLUT1 增強子 5' 端 HIF-1α 位點結合，增大轉錄速率[42]。p53 是由 TP53 基因編碼的具有抑癌功能的蛋白，它可通過維持線粒體功能從而對糖酵解產生抑制作用。在結腸癌細胞中，p53 可直接與 GLUT1 啟動子結合，下調 GLUT1 表達，還可以與缺氧誘導因子結合，下調 GLUT1基因的表達[43]。FOXM1（fork head box M1）轉錄因子在各種惡性腫瘤中起關鍵作用，然而，F(xiàn)OXM1 調節(jié)癌癥代謝的機制尚不清楚。最近利用熒光素酶標記的研究表明，F(xiàn)OXM1 與 GLUT1 啟動子–206 至–199 bp 區(qū)域結合，激活其表達，促進肝癌細胞的糖酵解[44]。

3.2 GLUT1 基因表達的轉錄和轉錄后調節(jié)

3.2.1 甲基化調節(jié) 研究表明，GLUT1 基因的表達量與 DNA 甲基化程度密切相關。例如，沉默 miR-29b 后，GLUT1 啟動子區(qū) DNA 甲基化水平顯著提高，相應地 GLUT1 基因表達水平呈現(xiàn)下調趨勢[45]。

3.2.2 microRNA 調節(jié) miR-186 是細胞周期進程的重要調節(jié)者和糖酵解的調節(jié)者[46]。在腫瘤細胞[47]和成纖維細胞[48]中通過阻滯細胞周期和誘導細胞凋亡對細胞生長進行負調節(jié)。雖然 miR-186 調節(jié)細胞周期停滯不依賴于 GLUT1，但 miR-186 對糖酵解過程的調節(jié)由 GLUT1 介導，miR-186 上調 GLUT1 基因的表達[46]。

microRNA 也是腫瘤細胞中 GLUT1 基因表達的調節(jié)者。miR-218 在許多惡性腫瘤中表達量降低，Li 等[49]利用雙熒光素酶測定證實 miR-218 直接靶向 GLUT1，miR-218的過表達顯著下調 T24 和 EJ 細胞中 GLUT1 在 mRNA 和蛋白水平的表達量。miR-1291 具有抑癌作用，可下調多種癌癥組織及鄰癌組織的發(fā)生。全基因組表達分析和數(shù)據(jù)庫分析預測 SLC2A1 基因是 miR-1291 的靶標。RT-PCR 和Western blot 證實 miRNA-1291 下調 SLC2A1 基因和蛋白的表達量。進一步的熒光標記研究確定 miRNA-1291 可與 SLC2A1 基因轉錄本的 3'UTR 結合[50]。miR-144 在不同腫瘤中表達量變化存在差異[51-52]，如在濾泡性甲狀腺癌[53]、膀胱癌[54]、肺癌中顯著下調[55]，而在鼻咽癌[56]中表達量顯著上調。體外和體內實驗表明 miR-144 抑制 GLUT1 基因的表達[55]。miR-22 在多種癌癥中表達異常，例如，在前列腺癌中過表達，在膽管癌、多發(fā)性骨髓瘤、結腸直腸癌和肝細胞癌中表達量降低。目前的研究表明 miR-22 可與 SLC2A1 轉錄本的 3'UTR 區(qū)域結合，使 GLUT1 mRNA 和蛋白水平顯著降低，miR-22 還與GLUT1的轉錄因子 sp1 結合下調 GLUT1 基因的表達[57]。

Nie 等[57]研究發(fā)現(xiàn)，miR-495 的表達量減少會誘導膠質瘤細胞中的代謝轉變和癌細胞的快速生長。與miR-186 相似的是，miR-495 同樣通過上調 GLUT1 基因的表達，導致葡萄糖攝取和乳酸產量的增加。

3.3 調節(jié) GLUT1 基因表達的信號通路

哺乳動物細胞具有在氧化磷酸化抑制和滲透脅迫條件下加速攝取葡萄糖的代謝應激機制[58]，其中GLUT1 磷酸化是重要機制之一。GLUT1 的 S226 可被蛋白激酶 C（protein kinase C，PKC）磷酸化并促進葡萄糖吸收的快速增加，該磷酸化受佛波酯（TPA）和血管內皮生長因子（VEGF）的促進[59]。PI3K/AKT/mTOR 信號通路參與細胞增殖、分化、凋亡和多種細胞功能如葡萄糖轉運等的調節(jié)[60]，該途徑可引起靶蛋白磷酸化和蛋白在細胞膜上的定位[61]。在多種癌細胞中，PI3K/AKT/mTOR 對于 GLUT1 表達和活性起到重要的作用[62]。在一些腫瘤中，PI3K/AKT/mTOR 徑激活 GLUT1 基因的表達，增強糖酵解途徑，如肺癌、微小肺癌等[63]。用 Orexin A 處理肝癌細胞，PI3K/AKT/mTOR 途徑被激活，導致 GLUT1 基因表達和糖酵解明顯增強[64]。在胃癌細胞內葡萄糖濃度低時，會選擇激活 PI3K/mTOR/GLUT1 途徑，選擇性增加葡萄糖攝取效率，以滿足其對能量的需求[65]。對于宮頸癌細胞，抑制 PI3K/Akt/mTOR 途徑將改變 GLUT1 在細胞膜上的定位，從而引起癌細胞對葡萄糖攝取量下降，進而影響細胞內糖酵解反應。

甲狀腺激素在葡萄糖代謝和內分泌代謝中起到維持體內代謝平衡的作用。在正常情況下，使用甲狀腺激素會上調 GLUT1 基因表達[66]。然而，在甲狀腺功能缺失小鼠中，雖然 GLUT1 蛋白減少，但胞內 mRNA 總量未發(fā)生明顯變化[67]。這表明甲狀腺激素可能作用于 GLUT1 轉錄后至翻譯階段。在人類乳腺癌細胞MCF-7 中，雌激素 T4 可上調 GLUT1 表達促進腫瘤細胞內糖酵解的正向進行，促進乳腺癌的發(fā)生。也有研究表明分別用雌激素 T4 處理或孕激素處理子宮內膜癌細胞，導致胞內 GLUT1 表達量上升，但用雌激素和孕激素同時處理，則使子宮內膜癌細胞內 GLUT1 表達量下降，目前尚不清楚其作用機制。

細胞所處環(huán)境變化和狀態(tài)轉變通過 GLUT1 影響葡萄糖轉運。這些影響可作用于基因轉錄水平、RNA水平和蛋白質水平。研究表明，在人類中，有多種信號通路影響 GLUT1 基因轉錄和蛋白質活性。然而，值得注意的是，人類 GLUT1 基因以單拷貝形式存在，含有 10 個外顯子，有多達 9 種轉錄產物，包括引起自身 mRNA 降解的非翻譯 RNA 產物，表明 RNA 的可變剪切是人類GLUT1 基因表達調節(jié)的重要機制，但是，目前對 GLUT1 基因轉錄產物可變剪切的調節(jié)機制及功能方面的研究尚少。在多數(shù)生物中，GLUT1 基因與人類一樣以單拷貝形式存在，通常也含有 10 個外顯子，不過轉錄產物單一，這表明在這些生物中，GLUT1 基因的轉錄調節(jié)是其適應環(huán)境變化和細胞狀態(tài)轉變的重要機制。對于這類生物，加強 GLUT1 基因的啟動子序列分析有助于對其轉錄調節(jié)機制的了解。

[1] Gao HL, Cong W, Ouyang F. Glucose and glutamine metabolism in cultured mammalian cells. Biotechnol Inf, 2000, (2):17-22. (in Chinese)

高紅亮, 叢威, 歐陽藩. 體外培養(yǎng)的哺乳動物細胞的葡萄糖和谷氨酰胺代謝. 生物技術通報, 2000, (2):17-22.

[2] Liu ZH. Glucose transporter. Chin J Nephrol Dial Transplant, 2000, 9(2):153-158. (in Chinese)

劉志紅. 葡萄糖轉運蛋白. 腎臟病與透析腎移植雜志, 2000, 9(2): 153-158.

[3] Lu J, Xia Q, Long XD. Glycogen metabolic reprogramming in hepatocellular carcinoma: an update. World Chin J Digestology, 2016, 24(22):3391-3397. (in Chinese)

盧君, 夏強, 龍喜帶. 肝細胞癌糖原代謝重編程的研究進展. 世界華人消化雜志, 2016, 24(22):3391-3397.

[4] Mueckler M, Thorens B. The SLC2 (GLUT) family of membrane transporters. Mol Aspects Med, 2013, 34(2-3):121-138.

[5] Zhan JS, Yang HB, Zhan K, et al. Effects of concentrate to forage ratio on gene expression of GLUT1, FATP4 and PepT1 mRNA in different tissues of calf. J Hunan Agric Univ (Nat Sci), 2015, 41(5):513-517. (in Chinese)

占今舜, 楊宏波, 詹康, 等. 飼糧精粗比對犢牛組織中基因GLUT1和FATP4及PepT1 mRNA表達的影響. 湖南農業(yè)大學學報(自科版), 2015, 41(5):513-517.

[6] Pandeti S, Arha D, Mishra A, et al. Glucose uptake stimulatory potential and antidiabetic activity of the Arnebin-1 from Arnabia nobelis. Eur J Pharmacol, 2016, 789:449-457.

[7] Xin Y, Du L, Werther GA, et al. Changes of glucose transporters in the cerebral adaptation to recurrent hypoglycemia. Chin Pediatr Emerg Med, 2006, 13(3):253-255. (in Chinese)

辛穎, 杜莉, Werther GA, 等. 再發(fā)性低血糖對幼鼠腦內GLUT1及GLUT3表達的影響. 中國小兒急救醫(yī)學, 2006, 13(3):253-255.

[8] Yan J, Young ME, Cui L, et al. Increased glucose uptake and oxidation in mouse hearts prevent high fatty acid oxidation but cause cardiac dysfunction in diet-induced obesity. Circulation, 2009, 119(21):2818- 2828.

[9] Yan S, Wang Y, Chen M, et al. Deregulated SLC2A1 promotes tumor cell proliferation and metastasis in gastric cancer. Int J Mol Sci, 2015, 16(7):16144-16157.

[10] Uldry M, Ibberson M, Horisberger JD, et al. Identification of a mammalian H(+)-myo-inositol symporter expressed predominantly in the brain. EMBO J, 2001, 20(16):4467-4477.

[11] Uldry M, Thorens B. The SLC2 family of facilitated hexose and polyol transporters. Pflugers Arch, 2004, 447(5):480-489.

[12] Deng D, Yan N. Structural basis and transport mechanism of the major facility superfamily (MFS) transporter. Chin Sci Bull, 2015, 60(8): 720-728. (in Chinese)

鄧東, 顏寧. MFS超家族轉運蛋白結構基礎及轉運機制. 科學通報, 2015, 60(8):720-728.

[13] Raja M, Kinne RK. Pathogenic mutations causing glucose transport defects in GLUT1 transporter: The role of intermolecular forces in protein structure-function. Biophys Chem, 2015, 200-201:9-17.

[14] Warburg O. On the origin of cancer cells. Science, 1956, 123(3191): 309-314.

[15] Chen ZH, Liu ZH, Li H, et al. Functional alteration of glucose transporter in erythrocytes of type 2 diabetic patients. Chin J Nephrol Dial Transplant, 2001, 10(6):510-513. (in Chinese)

陳朝紅, 劉志紅, 李恒, 等. 2型糖尿病患者紅細胞葡萄糖轉運蛋白的功能研究. 腎臟病與透析腎移植雜志, 2001, 10(6):510-513.

[16] Byers MS, Howard C, Wang X. Avian and mammalian facilitative glucose transporters. Microarrays (Basel), 2017, 6(2). pii: E7.

[17] Jiang WH. Study on the characteristics of human erythrocyte membrane glucose transporter and its interacting proteins. Shanghai: Fudan University, 2005. (in Chinese)

姜維華. 人紅細胞膜葡萄糖轉運蛋白特性及其相互作用蛋白質的研究. 上海: 復旦大學, 2005.

[18] Ji Z, Shen L. Metabolic recombination regulates tumor cells and T lymphocyte immunity//Proceedings of the 9th National Immunology Conference of Chinese Society of Immunology, Jinan, 2014:210-211. (in Chinese)

季哲, 沈蕾. 代謝重組調節(jié)腫瘤細胞和T淋巴細胞免疫的研究進展//中國免疫學會第九屆全國免疫學學術大會論文集, 濟南, 2014: 210-211.

[19] Vannucci SJ. Developmental expression of GLUT1 and GLUT3 glucose transporters in rat brain. J Neurochem, 1994, 62(1):240-246.

[20] Huang QX. Effect of blood glucose level on the expression of GLUT1 and GLUT4 in myocardium of diabetic rats. Jinan: Shan dong University, 2013. (in Chinese)

黃慶先. 血糖水平對糖尿病大鼠心肌GLUT1和GLUT4表達變化的影響. 濟南: 山東大學, 2013.

[21] Vannucci SJ, Maher F, Simpson IA. Glucose transporter proteins in brain: delivery of glucose to neurons and glia. Glia, 1997, 21(1):2-21.

[22] Gogvadze V, Zhivotovsky B, Orrenius S. The Warburg effect and mitochondrial stability in cancer cells. Mol Aspects Med, 2010, 31(1): 60-74.

[23] Barron C, Tsiani E, Tsakiridis T. Expression of the glucose transporters GLUT1, GLUT3, GLUT4 and GLUT12 in human cancer cells. BMC Proc, 2012, 6(Suppl 3):1.

[24] Yu SY, Liu ZG, Jia Q, et al. Research progress on relationship between glucose transporter 1 and tumor energy metabolism. Chin Pharmacol Bull, 2016, 32(7):906-909. (in Chinese)

余蘇云, 劉兆國, 賈琦, 等. 葡萄糖轉運蛋白1與腫瘤能量代謝關系的研究進展. 中國藥理學通報, 2016, 32(7):906-909.

[25] Hruz PW, Mueckler MM. Structural analysis of the GLUT1 facilitative glucose transporter (review). Mol Membr Biol, 2001, 18(3): 183-193.

[26] Xuan YH, Hu YB, Chen LQ, et al. Functional role of oligomerization for bacterial and plant SWEET sugar transporter family. Proc Natl Acad Sci U S A, 2013, 110(39):E3685-E3694.

[27] Sun L, Zeng X, Yan C, et al. Crystal structure of a bacterial homologue of glucose transporters GLUT1-4. Nature, 2012, 490(7420):361-366.

[28] Deng D, Xu C, Sun P, et al. Crystal structure of the human glucose transporter GLUT1. Nature, 2014, 510(7503):121-125.

[29] V?stermark A, Lunt B, Saier M. Major facilitator superfamily porters, LacY, FucP and XylE of Escherichia coli appear to have evolved positionally dissimilar catalytic residues without rearrangement of 3-TMS repeat units. J Mol Microbiol Biotechnol, 2014, 24(2):82-90.

[30] Mueckler M, Caruso C, Baldwin SA, et al. Sequence and structure of a human glucose transporter. Science, 1985, 229(4717):941-945.

[31] Salas-Burgos A, Iserovich P, Zuniga F, et al. Predicting thethree-dimensional structure of the human facilitative glucose transporter glut1 by a novel evolutionary homology strategy: insights on the molecular mechanism of substrate migration, and binding sites for glucose and inhibitory molecules. Biophys J, 2004, 87(5):2990- 2999.

[32] Lowe AG, Walmsley AR. The kinetics of glucose transport in human red blood cells. Biochim Biophys Acta, 1986, 857(2):146-154.

[33] Joost HG, Bell GI, Best JD, et al. Nomenclature of the GLUT/SLC2A family of sugar/polyol transport facilitators. Am J Physiol Endocrinol Metab, 2002, 282(4):E974-E976.

[34] Carruthers A, DeZutter J, Ganguly A, et al. Will the original glucose transporter isoform please stand up! Am J Physiol Endocrinol Metab, 2009, 297(4):E836-E848.

[35] Seatter MJ, De la Rue SA, Porter LM, et al. QLS motif in transmembrane helix VII of the glucose transporter family interacts with the C-1 position of D-glucose and is involved in substrate selection at the exofacial binding site. Biochemistry, 1998, 37(5): 1322-1326.

[36] Jiang C, Xie J, Chen HF. The mechanism of conformation transformation of glucose transporter 1. Genomics Appl Biol, 2015, 34(7):1372-1377. (in Chinese)

江誠, 謝俊, 陳海峰. 葡萄糖轉運蛋白的轉運機制研究. 基因組學與應用生物學, 2015, 34(7):1372-1377.

[37] Fukumoto H, Seino S, Imura H, et al. Characterization and expression of human HepG2/erythrocyte glucose-transporter gene. Diabetes, 1988, 37(5):657-661.

[38] Osthus RC, Shim H, Kim S, et al. Deregulation of glucose transporter 1 and glycolytic gene expression by c-Myc. J Biol Chem, 2000, 275(29):21797-21800.

[39] Jain RG, Andrews LG, Mcgowan KM, et al. Ectopic expression of Hel-N1, an RNA-binding protein, increases glucose transporter (GLUT1) expression in 3T3-L1 adipocytes. Mol Cellu Biol, 1997, 17(2):954-962.

[40] Zuo J, Wen J, Lei M, et al. Hypoxia promotes the invasion and metastasis of laryngeal cancer cells via EMT. Med Oncol, 2016, 33(2): 15.

[41] Yang F, Zhang H, Mei Y, et al. Reciprocal regulation of HIF-1α and lincRNA-p21 modulates the Warburg effect. Mol Cell, 2014, 53(1): 88-100.

[42] Quintero M, Mackenzie N, Brennan PA. Hypoxia-inducible factor I (HIF-1) in cancer. Eur J Surg Oncol, 2004, 30(5):465-468.

[43] Schwartzenberg-Bar-Yoseph F, Armoni M, Karnieli E. The tumor suppressor p53 down-regulates glucose transporters GLUT1 and GLUT4 gene expression. Cancer Res, 2004, 64(7):2627-2633.

[44] Shang R, Pu M, Li Y, et al. FOXM1 regulates glycolysis in hepatocellular carcinoma by transactivating glucose transporter 1 expression. Oncol Rep, 2017, 37(4):2261-2269.

[45] Lvy SQ, Jin HJ, Qian QJ. Regulating the expression of DNA methyltransferase in liver cancer cells by miR-29b. J Zhejiang Inst Sci Technol, 2011, 28(1):101-105. (in Chinese)

呂賽群, 金華君, 錢其軍. miR-29b對肝癌細胞中甲基化轉移酶表達的調控作用. 浙江理工大學學報, 2011, 28(1):101-105.

[46] Sun P, Hu JW, Xiong WJ, et al. miR-186 regulates glycolysis through Glut1 during the formation of cancer-associated fibroblasts. Asian Pac J Cancer Prev, 2014, 15(10):4245-4250.

[47] Song JX, Wu J, Yuan YL, et al. Bioinformatics prediction for target genes of hsa-miR-186 and analysis on its function. Chin J Clin LabSci, 2014, 32(10):765-770. (in Chinese)

宋佳希, 吳嘉, 袁云龍, 等. 生物信息學預測hsa-miR-186的靶基因與功能. 臨床檢驗雜志, 2014, 32(10):765-770.

[48] Sun P, Hu JW, Xiong WJ, et al. miR-186 regulates glycolysis through Glut1 during the formation of cancer-associated fibroblasts. Asian Pac J Cancer Prev, 2014, 15(10):4245-4250.

[49] Li P, Yang X, Cheng Y, et al. MicroRNA-218 increases the sensitivity of bladder cancer to cisplatin by targeting glut1. Cell Physiol Biochem, 2017, 41(3):921-932.

[50] Yamasaki T, Seki N, Yoshino H, et al. Tumor-suppressive microRNA-1291 directly regulates glucose transporter 1 in renal cell carcinoma. Cancer Sci, 2013, 104 (11):1411-1419.

[51] Zhang X, Wang X, Zhu H, et al. Synergistic effects of the GATA-4-Mediated miR-144/451 cluster in protection against simulated ischemia/reperfusion-induced cardiomyocyte death.J Mol Cell Cardiol, 2010, 49(5):841-850.

[52] Liu L, Wang S, Chen R, et al. Myc induced miR-144/451 contributes to the acquired imatinib resistance in chronic myelogenous leukemia cell K562. Biochem Biophys Res Commun, 2012, 425(2):368-373.

[53] Rossing M, Borup R, Henao R, et al. Down-regulation of microRNAs controlling tumourigenic factors in follicular thyroid carcinoma. J Mol Endocrinol, 2012, 48(1):11-23.

[54] Guo Y, Ying L, Tian Y, et al. miR-144 downregulation increases bladder cancer cell proliferation by targeting EZH2 and regulating Wnt signaling. FEBS J, 2013, 280(18):4531-4538.

[55] Liu M, Gao J, Huang Q, et al. Downregulating microRNA-144 mediates a metabolic shift in lung cancer cells by regulating GLUT1 expression. Oncol Lett, 2016, 11(6):3772-3776.

[56] Zhang LY, Ho-Fun Lee V, Wong AM, et al. MicroRNA-144 promotes cell proliferation, migration and invasion in nasopharyngeal carcinoma through repression of PTEN. Carcinogenesis, 2013, 34(2): 454-463.

[57] Nie S, Li K, Huang Y, et al. miR-495 mediates metabolic shift in glioma cells via targeting Glut1. J Craniofac Surg, 2015, 26(2):e155- e158.

[58] Zhao Q. Effect of vanadium-induced oxidative stress on glucose uptake and insulin signal pathway in HepG2 cells. Beijing: University of Chinese Academy of Sciences, 2015. (in Chinese)

趙謙. 釩誘導的氧化應激對HepG2細胞葡萄糖攝取及其胰島素信號通路的作用. 北京: 中國科學院大學, 2015.

[59] Lee EE, Ma J, Sacharidou A, et al. A protein kinase C phosphorylationmotif in GLUT1 affects glucose transport and is mutated in GLUT1 deficiency syndrome. Mol Cell, 2015, 58(5):845-853.

[60] Gao N, Flynn DC, Zhang Z, et al. G1 cell cycle progression and the expression of G1 cyclins are regulated by PI3K/AKT/mTOR/ p70S6K1 signaling in human ovarian cancer cells. Am J Physiol Cell Physiol, 2004, 287(2):C281-C291.

[61] Zhou RQ, Gong YP, Xing HY, et al. Pten gene expression and phosphoproteomic analysis of the downstream of PI3K/Akt/mTOR signaling in human embryonic stem cells. J Clin Rehabil Tissue Eng Res, 2011, 15(49):9207-9210. (in Chinese)

周睿卿, 龔玉萍, 邢宏運, 等. 人胚胎干細胞Pten基因表達及PI3K/Akt/mTOR信號通路下游蛋白的磷酸化. 中國組織工程研究, 2011, 15(49):9207-9210.

[62] Bao YY. Targeting inhibition of GLUT-1 and PI3K / Akt signaling pathway in radiosensitivity of laryngeal carcinoma in vitro. Hangzhou: Zhejiang University, 2014. (in Chinese)

鮑洋洋. 靶向抑制GLUT-1及PI3K/Akt信號通路提高喉癌放射敏感性體外研究. 杭州: 浙江大學, 2014.

[63] Lu KQ, Xu QR, Xie WQ, et al. Expression and regulation of glucose transporter 1 in cancer. Int J Pathol Clin Med, 2016, 36(9):1413-1417. (in Chinese)

陸凱強, 徐秋蓉, 謝偉全, 等. 葡萄糖轉運蛋白1在癌癥中的表達及其調控. 臨床與病理雜志, 2016, 36(9):1413-1417.

[64] Liu Y, Zhao Y, Guo L. Effects of orexin A on glucose metabolism in human hepatocellular carcinoma in vitro via PI3K/Akt/mTOR- dependent and -independent mechanism. Mol Cell Endocrinol, 2016, 420:208-216.

[65] Liu J. New mechanism of gastric cancer trastuzumab resistance: MACC1 promotes Warburg effect through the PI3K/AKT signaling pathway. Guangzhou: Southern Medical University, 2016. (in Chinese)

劉靜. 胃癌曲妥珠單抗耐藥新機制:MACC1通過PI3K/AKT信號通路促進Warburg效應. 廣州: 南方醫(yī)科大學, 2016.

[66] Cheng F. Correlation between GLUT1 protein expression and BRAF V600E mutation in papillary thyroid. Hangzhou: Zhejiang University, 2013. (in Chinese)

程楓. 甲狀腺乳頭狀癌GLUT1蛋白表達與BRAF V600E突變的相關性研究. 杭州: 浙江大學, 2013.

[67] Santalucía T, Palacín M, Zorzano A. T3 strongly regulates GLUT1 and GLUT3 mRNA in cerebral cortex of hypothyroid rat neonates. Mol Cell Endocrinol, 2006, 251(1-2):9-16.

國家大學生創(chuàng)新創(chuàng)業(yè)項目（201710157000147）

張立軍，Email：lijunzhang8@aliyun.com

2017-09-30

10.3969/j.issn.1673-713X.2018.01.013